Valoración de ELISA como método para determinar la constante de disociación de la interacción del ligando del Receptor

La constante de disociación K es un parámetro clave para describir la afinidad de un receptor (R) por su ligando (L). Basado en la ley de acción de masas, K se define el equilibrio, en el que el RL complejos ligando-receptor se disocia en el receptor R y el ligando L:

            Ecuación 1

con los índices f que indica el estado libre de/sin consolidar del receptor y ligando. La concentración del complejo receptor-ligando, RL, es idéntica a la concentración del ligand del receptor-limita Lb. Como la concentración total de receptores Rt es la suma de la libre receptor Rf y enlazado a ligando receptor Rb = Lb, la constante de disociación también se puede escribir como:

        Ecuación 2

Por lo tanto, la saturación del rendimiento Y, definido como la fracción de ligando enlazado Lb en la relación de la concentración total de receptores Rt,

        Ecuación 3

depende de la concentración de ligando libre Lf:

        Ecuación 4

Esta relación hiperbólica describe la curva de unión de una interacción ligando-receptor y su muestra la concentración de ligando enlazado Lb como una función de la concentración de ligando libre Lf. De la curva de enlace, la constante de disociación K puede ser derivada como la concentración de ligando libre en el rendimiento máximo de media saturación. Por otra parte, se han establecido diferentes algoritmos para linealizar las curvas de enlace, tales como el diagrama recíproco doble por Klotz^1,2, o transformaciones según Scatchard o Hanes (revisado por Bisswanger³). Sin embargo, todos los algoritmos sufren el problema de que el máximo valor de la producción de saturación, que se acerca asintóticamente a altas concentraciones de ligando libre en la curva de enlace, debe ser estimado en una evaluación de la gráfica y por lo tanto es propenso a errores.

Además, la determinación de una curva de enlace requiere la cuantificación de ligando libre y atado durante el equilibrio de la Unión. Con este fin, el ligando libre tiene que ser separado del ligand del receptor-limita y cuantificado. Por tanto, el ligando y el receptor que difieren en sus propiedades, tales como un ligando de la proteína no frente a un receptor de la proteína. Si ambos socios de la Unión son las proteínas, tienen que ser distinguibles en sus tamaños, cargos u otras características moleculares. Sin embargo, la cuantificación de las concentraciones de ligando en enfoques vinculantes en pequeña escala es una tarea difícil. Etiquetado radiactivo del ligand ha sido necesario para detectar la baja concentración de ligando enlazado, sobre todo si grandes cantidades de receptores no estaban disponible o asequible. Por otra parte, el ligando del receptor-limita puede disociar durante y después del aislamiento de manera no despreciable. Por lo tanto, métodos complejos, tales como equilibrio gel filtración⁴electroforesis capilar⁵y pulso proteólisis⁶, se requiere cuantificar ligando receptor-limita y separarlo del ligando libre.

En contraste con estos ensayos de Unión, experimentos de titulación no requieren la separación cuantitativa de ligand encuadernado y libre. Con este fin, se titula un receptor a una concentración constante con diferentes concentraciones de ligando añadido. Atando al receptor, el ligand encuadernado tiene una propiedad biofísica que distingue desde el ligando libre y es mensurable por, por ejemplo, fotometría, fluorometría o detección de anticuerpos. Así, una señal de S, que es proporcional a la saturación del rendimiento Y y por lo tanto también a la concentración del ligand del receptor-limita (Lb), se detecta como una función de la concentración total de agregado ligando (Lt). Ambos parámetros, la señal S y la concentración total de ligando añadido se cuantifican de manera directa y más fácil que las concentraciones de ligando dependiente y libre. Sobre todo, la detección del ligando del receptor-limita por análisis enzima-ligado del inmunosorbente (ELISA) permitida la reducción de volúmenes de muestra que por debajo de 100 μl, así como mediciones paralelas de varias concentraciones de ligando en placas de varios pocillos de microtitulación. En una titulación ELISA, un receptor es físicamente adsorbido sobre una placa de microtitulación en la misma concentración y tituló con ligando soluble. El receptor se inmoviliza a la superficie de plástico esencialmente por adsorción hidrofóbica. La concentración superficial de inmovilizados receptor se correlaciona con la concentración de la capa del receptor en una relación no lineal, probable acuerdo de isoterma de adsorción de Langmuir´s⁷. Además el número total de moléculas adsorbidas del receptor, su estado de actividad es otro parámetro importante para los ensayos de titulación. Sólo inmovilizó receptores que mantienen la actividad de unión del ligando, son relevantes para el ensayo de titulación y eventualmente contribuyan a la concentración total de receptores activos Rt de la prueba de valoración, que no puede determinarse directamente.

Sitios en la superficie de plástico, que no están cubiertos por el receptor inmovilizado son propensos a absorber otras proteínas, como el ligando. Adsorción física del ligand de tales sitios de superficie plásticas resultaría en una señal similar como el ligand del receptor-limita, sin embargo, de una manera no específica. Para reducir esta señal inespecífica, los sitios de superficie plásticos de las placas de microtitulación que no han sido cubiertos con proteínas aún se bloquearán con albúmina de suero bovino (BSA). Sin embargo, para algunos ensayos de titulación del receptor-ligando, se pueden observar señales de fondo no específicas. Entonces, otros agentes de bloqueo, como una solución de 0,2% de gelatina o de 0.04% Tween 20, se recomienda.

Después de atar al receptor, el ligando libre se retira por dos pasos de lavado. Ligand encuadernado se queda con el receptor, que es inmovilizado en la superficie del pocillo de microtitulación de plástico y opcionalmente reforzado por fijación química. Para la posterior covalente eslabón dependiente ligando y receptor inmovilizado con glutaraldehído, se sustituye la sustancia tampón TRIS de HEPES, sin ningún cambio en el atascamiento del ligand. HEPES, en contraste con TRIS, desactivar glutaraldehído. El Cruz-el acoplamiento covalente con glutaraldehído fija el ligando enlazado con su receptor y evita su disociación durante los pasos posteriores de lavado e incubación. Así, la interacción receptor-ligando se congela químicamente y garantiza una curva de titulación que es inafectada por los pasos posteriores de lavado e incubación. Sin embargo, fijación de glutaraldehído puede modificar químicamente el ligando y el receptor de tal manera que su interacción es reducida o suprimida. Por otra parte, modificación de epítopos en el ligand puede cambiar la afinidad del anticuerpo de detección, especialmente si se utiliza un anticuerpo monoclonal para cuantificar ligand encuadernado. Aunque ninguno de estos efectos adversos de la fijación de glutaraldehído se produce en esta titulación ELISA, la sensibilidad de la prueba hacia el glutaraldehído debe comprobarse para cada interacción receptor-ligando antes del experimento de titulación. Después de la fijación, se quita exceso glutaraldehído en tres pasos de lavado con tampón de TRIS que contiene. TRIS inactiva restantes grupos aldehído, que pueden reaccionar un con detección de anticuerpos en el paso posterior.

Se cuantifica la cantidad de ligando enlazado con los anticuerpos enzima-ligados, que proporcionan una señal fotométrica de ELISA S. Esto se grafica versus el total ligand concentración Lt agregadas a cada pozo. A pesar de su fácil adquisición, la curva de valoración no es una función hiperbólica en contraste con la curva de enlace. Además, ha sido claro cómo calcular la constante de disociación K de una curva de titulación. Aunque algoritmos para linealizar las curvas de titulación espectroscópico adquirida se han reportado independientemente por Stockell⁸ y Heyn y Weischet⁹, cayó debido a la incertidumbre de estimar la señal de máximo valor que el rendimiento de saturación se aproxima a altas concentraciones de ligando añadido.

Aquí, una titulación de ELISA y el algoritmo de regresión no lineal se describen para derivar la constante de disociación K para una interacción del ligand del receptor de una curva de titulación. Este protocolo se ejemplifica por la interacción del colágeno-enlace A-dominio de la integrina α2β1 con un inhibidor derivado de veneno de serpiente. Las integrinas son moléculas de adhesión celular, que median el anclaje de las células a la matriz extracelular circundante o a la membrana basal subyacente^10,11. Además, las integrinas transmitan importantes señales entre las células y la matriz extracelular mediante la contratación de las moléculas de señalización adicional y la formación de nuevos orgánulos celulares, adhesomes, al celular-matriz de interacción de^{12,13, 14}. colágeno, el ligando de la integrina α2β1, es la proteína más abundante del cuerpo humano y es un componente crucial del andamio del tejido conectivo¹⁵. La interacción entre el colágeno y la integrina α2β1 está mediada por el dominio A de la subunidad de integrina α2. El integrina α2A-dominio contiene un catión divalente, que se requiere para el atascamiento de colágeno y estabiliza su estructura. La forma salvaje como mutantes del dominio α2A, como la de que los residuos de superficie expuesta Y216 habían sido reemplazado por una glicina, fácilmente pueden producidos por vía recombinante en un sistema de expresión bacteriana y aislados por sus oligo-su-etiquetas con un NiNTA columna de Superflow con una diálisis posterior contra solución salina tamponada con TRIS (TBS; 50 mM TRIS/HCl, pH 7,4, 150 mM NaCl) con 2 mM de MgCl₂¹⁶. Sus concentraciones se determinaron con el ensayo ácido bicinchoninic (BCA) y sus purezas son probados por convencional SDS-PAGE y teñidos con Coomassie Brilliant Blue R250.

La interacción entre el colágeno y la integrina α2β1 está bloqueada por la Unión de la componente de veneno de serpiente, rhodocetin, de la víbora Malaya (Calloselasma rhodostoma)^16,17. Utilizado como un ligando soluble en esta titulación ELISA, rhodocetin se purificó del crudo veneno como se describió anteriormente¹⁶. Se disuelve en solución salina tamponada con HEPES (HBS; 10 mM HEPES/NaOH, pH 7,4, 150 mM NaCl) y se almacena congelado a-20 ° C. Su concentración fue determinada por BCA y su pureza fue probada por SDS-PAGE. Como un antagonista, rhodocetin no sólo bloques de colágeno vinculante a la integrina α2β1 A dominio, pero también estabiliza la conformación inactiva de la integrina evitando cualquier señalización de colágeno en las células o las plaquetas¹⁸. Es de gran importancia biomédica para determinar la constante de disociación de rhodocetin con su target receptor y así desentrañar su mecanismo molecular y farmacéuticos potenciales p. ej., como agente antitrombótico. Para ello, una valoración de ELISA se describe incluyendo su evaluación, que es aplicable a casi cualquier interacción receptor-ligando con una estequiometría 1:1 interacción.