Inclusione in paraffina e sezionamento sottile di biofilm di colonie microbiche per l'analisi al microscopio
Summary
Descriviamo la fissazione, inclusione in paraffina e sottili tecniche di sezionamento per colonie microbiche biofilm. In campioni preparati, modelli di espressione di sottostruttura e reporter di biofilm possono essere visualizzati da microscopia.
Abstract
Sezionamento tramite inclusione in paraffina è una tecnica ampiamente consolidata in sistemi eucariotici. Qui forniamo un metodo per la fissazione, l’incorporamento e sezionamento dei biofilm intatto di colonie microbiche utilizzando irrorato di cera di paraffina. Per adattare questo metodo per l’utilizzo su biofilm di Colonia, abbiamo sviluppato le tecniche per mantenere ciascun campione il suo substrato di crescita e di esso di laminazione con un strato di agar e aggiunto alla soluzione fissante lisina. Queste ottimizzazioni migliorano la conservazione del campione e mantenimento delle caratteristiche di micromorphological. Campioni preparati in questo modo sono favorevoli a sottile di sezionamento e di imaging da microscopia elettronica di trasmissione, fluorescenza e della luce. Abbiamo applicato questa tecnica a Colonia biofilm di Pseudomonas aeruginosa, Pseudomonas synxantha, Bacillus subtilise Vibrio cholerae. L’elevato livello di dettaglio visibile in campioni generati da questo metodo, combinato con ceppo reporter ingegneria o l’uso di coloranti specifici, può fornire spunti interessanti sulla fisiologia e sullo sviluppo delle comunità microbiche.
Introduction
Maggior parte dei microbi hanno la capacità di forma biofilm, comunità di cellule tenute insieme da matrici autoprodotti. I biofilm possono essere coltivati in molti tipi di configurazioni fisiche, con vari regimi di fornitura di nutrienti e substrato. Test specifici per la formazione di biofilm tendono a produrre strutture multicellulari riproducibile e architetture comuni sono osservate per specie filogeneticamente diversificata a livello macroscopico o comunità. Quando i microbi vengono coltivati come colonie su terreno solido sotto atmosfera, morfologia macroscopica trasmette informazioni sulla capacità per la produzione della matrice e spesso correla con altri tratti 1,2,3. L’architettura interna di colonie microbiche possa anche fornire indizi riguardo specifici del biofilm chimica e fisiologia, ma è stato difficile da caratterizzare. Recenti applicazioni delle tecniche di crioinclusione e cryosectioning di colonie batteriche hanno permesso la formazione immagine e la visualizzazione di specifiche caratteristiche a risoluzione senza precedenti 4,5,6. Tuttavia, studi con tessuto animale hanno dimostrato che inclusione in paraffina fornisce superiore conservazione della morfologia rispetto a crioinclusione 7 e viene utilizzato per visualizzare i batteri in tessuti 8,9. Abbiamo pertanto sviluppato un protocollo per la fissazione, inclusione in paraffina e sezionamento sottile di colonie microbiche biofilm. Qui, descriviamo la preparazione di Pseudomonas aeruginosa PA14 Colonia-biofilm sezioni sottili 10,11, ma abbiamo applicato con successo anche questa tecnica a biofilm formato dai batteri Synxantha Pseudomonas, Bacillus subtilis, e Vibrio cholerae12.
Il processo di inclusione in paraffina e sottile-sezionamento biofilm segue una logica semplice. In primo luogo, il biofilm sono racchiusi in uno strato di agar per preservare la morfologia durante l’elaborazione. In secondo luogo, il biofilm racchiusi sono sommerse in un fissativo di crosslink macromolecole e preservare micromorfologia. Questi sono poi disidratati con alcool, ha eliminati con un solvente non polare più e quindi infiltrati con cera di paraffina liquida. Una volta infiltrato, i campioni sono incorporati in mattoncini di cera per il sezionamento. Sezioni sono tagliati, montate su slitte e poi reidratati al fine di riportarli a uno stato più nativo. Da questo punto, possono essere macchiati o coperto in mezzo di montaggio per l’analisi al microscopio.
Questo protocollo produce sezioni sottili di biofilm microbici adatto per l’analisi istologica. Sottostrutture di biofilm di Colonia sono visibili quando sezioni sottili preparati utilizzando questo metodo sono immaginate da microscopia chiara. Biofilm possono essere anche coltivati sulle macchie fluorescenti contenenti supporti specifici per le singole funzionalità o macchiati nella fase di reidratazione, immediatamente prima del montaggio (passaggi 9.5-9.6). Infine, i microbi possono essere progettati per produrre proteine fluorescenti in modo costitutivo o regolamentato, permettendo in caso di segnalazione in situ di espressione di gene o distribuzione delle cellule all’interno di queste comunità. Abbiamo usato questi metodi per determinare la profondità di biofilm di Colonia, distribuzione delle cellule, distribuzione della tabella, modelli di crescita ed espressione genica spatiotemporal.
Protocol
Representative Results
Discussion
Campioni di tessuto di inclusione in paraffina e sottile-sezionamento è una tecnica istologica classica che permette l’imaging delle strutture micro-morfologica e viene comunemente utilizzata sui tessuti negli eucarioti è stata applicata con successo ai campioni microbici8 ,9. Mentre crioinclusione consente una forte ritenzione del segnale endogeno ed immunofluorescente, inclusione in paraffina è generalmente preferibile in quanto fornisce migliore conservazi…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Questo lavoro è stato supportato da NSF carriera premio 1553023 e premio NIH/NIAID R01AI103369.
Materials
| 5 3/4" Pasteur pipette | Fisher Scientific | 13-678-6A | Purchased from univeristy biostores |
| Agar | Teknova | A7777 | |
| Buchner Aspirator (Vacuum) Flask | Pyrex | 5340 | Purchased from univeristy biostores |
| Chemically-resistant Marking Pen | VWR | 103051-182 | Manufacturer: Leica |
| Clear Fingernail Polish | ******** | ******** | Store bought |
| Congo Red Indicator Grade | VWR | AAAB24310-14 | Manufacturer: Alfa Aesar |
| Coomassie Blue | VWR | EM-3340 | Manufacturer: EMD Millipore |
| TRIS-buffered Mounting Medium (w/ DAPI) | Fisher Scientific | 50 247 04 | Manufacturer: Electron Microscopy Sciences |
| Embedding Mold | ******** | ******** | 3D printed in-house |
| Embedding Mold (commercial) | Electron Microscopy Sciences | 70182 | |
| Ethanol 200P | Decon Labs, Inc. | 2701 | Purchased from univeristy biostores |
| Fine-tipped Brush | ******** | ******** | Store bought, paint brush |
| Glass Coverslips 60x22mm | Fisher Scientific | 12-519-21C | |
| Glass Rehydration Mailer | Ted Pella | 21043 | 20 slide mailer |
| Histoclear-II, orange oil-based clearing agent | Fisher Scientific | 50 899 90150 | Manufacturer: National Diagnostics |
| Histosette, Embedding Casette | Fisher Scientific | 15 182 701A | |
| L-lysine hydrochloride | Fisher Scientific | BP386 100 | |
| Low Profile Microtome Blades | Fisher Scientific | 22 210 048 | Manufacturer: Sturkey |
| Micropipette | VWR | 89080-004 | Promo-pack |
| Micropipette Tips | See comments section | See comments section | p10 (Fisher Scientific, 02 707 469), p200 (VWR, 89079-474), p1250 (VWR, 89079-486) |
| Microtome | Fisher Scientific | 905200U/00016050 | Model: HM355S, Manufacturer: Microm, NON-CATALOG, Vendor Catalog # 905200U/00016050 |
| Formaldehyde, 37% Aqueous (Formalin) | Ricca Chemical | RSOF0010-500A | |
| Paraplast Xtra (paraffin wax) | VWR | 15159-486 | Manufacturer: McCormick Scientific |
| Petri Dishes Square 100x100x15mm | Laboratory Disposable Products | D210-16 | |
| Potassium chloride | EMD Chemicals | PX1405-1 | Component of phosphate buffered saline, prepared in-house |
| Potassium phosphate | Fisher Scientific | P380-500 | Component of phosphate buffered saline, prepared in-house |
| Razor Blades | VWR | 55411-050 | Purchased from univeristy biostores |
| Slide Warmer | Fisher Scientific | NC0865259 | NON-CATALOG, Vendor Catalog # 12857D |
| Sodium chloride | VWR | 0241-1KG | Component of phosphate buffered saline, prepared in-house |
| Sodium phosphate | VWR | BDH9296.500 | ,Component of phosphate buffered saline, prepared in-house |
| Suprafrost Histology Slides | Fisher Scientific | 12-544-2 | |
| Tissue Flotation Water Bath | Fisher Scientific | NC0815797 | Manufacturer: Ted Pella, Vendor Catalog # 28156-B |
| Automatic Tissue Processor | Fisher Scientific | 813160U/Q#00009061 | Model: STP120 Tissue Processor |
| Tryptone | Teknova | T9012 | |
| Yeast extract | Teknova | Y9010 |
References
- Ray, V. A., Morris, A. R., Visick, K. L. A semi-quantitative approach to assess biofilm formation using wrinkled colony development. J. Vis. Exp. (64), e4035 (2012).
- Friedman, L., Kolter, R. Genes involved in matrix formation in Pseudomonas aeruginosa PA14 biofilms. Mol. Microbiol. 51 (3), 675-690 (2004).
- Okegbe, C., et al. Electron-shuttling antibiotics structure bacterial communities by modulating cellular levels of c-di-GMP. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 114 (26), E5236-E5245 (2017).
- Vlamakis, H., Aguilar, C., Losick, R., Kolter, R. Control of cell fate by the formation of an architecturally complex bacterial community. Genes Dev. 22 (7), 945-953 (2008).
- Serra, D. O., Richter, A. M., Klauck, G., Mika, F., Hengge, R. Microanatomy at cellular resolution and spatial order of physiological differentiation in a bacterial biofilm. MBio. 4 (2), e00103-e00113 (2013).
- Serra, D. O., Richter, A. M., Hengge, R. Cellulose as an architectural element in spatially structured Escherichia coli biofilms. J. Bacteriol. 195 (24), 5540-5554 (2013).
- McGlinn, E., Mansfield, J. H. Detection of gene expression in mouse embryos and tissue sections. Methods Mol. Biol. 770, 259-292 (2011).
- Choi, Y. S., Kim, Y. C., Baek, K. J., Choi, Y. In Situ Detection of Bacteria within Paraffin-embedded Tissues Using a Digoxin-labeled DNA Probe Targeting 16S rRNA. J. Vis. Exp. (99), e52836 (2015).
- James, G., Hunt, A. M. A. Imaging Biofilms in Tissue Specimens. Antibiofilm Agents. , 31-44 (2014).
- Madsen, J. S., et al. Facultative control of matrix production optimizes competitive fitness in Pseudomonas aeruginosa PA14 biofilm models. Appl. Environ. Microbiol. 81 (24), 8414-8426 (2015).
- Jo, J., Cortez, K. L., Cornell, W. -. C., Price-Whelan, A., Dietrich, L. E. P. An orphan cbb3-type cytochrome oxidase subunit supports Pseudomonas aeruginosa biofilm growth and virulence. bioRxiv. , 171538 (2017).
- Fong, J. C., et al. Structural dynamics of RbmA governs plasticity of Vibrio cholerae biofilms. Elife. 6, (2017).
- Bertani, G. Lysogeny at mid-twentieth century: P1, P2, and other experimental systems. J. Bacteriol. 186 (3), 595-600 (2004).
- Schindelin, J., et al. Fiji: an open-source platform for biological-image analysis. Nat. Methods. 9 (7), 676-682 (2012).
- Dietrich, L. E. P., Teal, T. K., Price-Whelan, A., Newman, D. K. Redox-active antibiotics control gene expression and community behavior in divergent bacteria. Science. 321 (5893), 1203-1206 (2008).
- Zupančič, D., Terčelj, M., Štrus, B., Veranič, P. How to obtain good morphology and antigen detection in the same tissue section?. Protoplasma. , (2017).
- Priester, J. H., et al. Enhanced visualization of microbial biofilms by staining and environmental scanning electron microscopy. J. Microbiol. Methods. 68 (3), 577-587 (2007).
- Boyles, J., Anderson, L., Hutcherson, P. A new fixative for the preservation of actin filaments: fixation of pure actin filament pellets. J. Histochem. Cytochem. 33 (11), 1116-1128 (1985).
- Blackburn, M. R. Examination of normal and abnormal placentation in the mouse. Methods Mol. Biol. 136, 185-193 (2000).
- Hoffman, E. A., Frey, B. L., Smith, L. M., Auble, D. T. Formaldehyde crosslinking: a tool for the study of chromatin complexes. J. Biol. Chem. 290 (44), 26404-26411 (2015).
- Jennings, L. K., et al. Pel is a cationic exopolysaccharide that cross-links extracellular DNA in the Pseudomonas aeruginosa biofilm matrix. Proc. Natl. Acad. Sci. U. S. A. 112 (36), 11353-11358 (2015).
