Este protocolo está dirigido a células específicas en el tejido para la proyección de imagen en resolución de nanoescala utilizando un microscopio electrónico de barrido (SEM). Gran número de secciones seriadas del material biológico embebido en resina es primero reflejada en un microscopio de luz para identificar el destino y luego de manera jerárquica en la SEM.
Dirigidos a células específicas en resolución ultraestructural dentro de una población de mezclado de la célula o un tejido pueden lograrse mediante la proyección de imagen jerárquica utilizando una combinación de luz y microscopia electrónica. Muestras incrustadas en resina son seccionadas en matrices consisten en cintas de cientos de secciones ultrafinas y depositadas sobre trozos de oblea de silicio o cubreobjetos conductively cubierto. Arreglos de discos son imagen en baja resolución usando un consumidor digital como cámara del smartphone o microscopio de luz (LM) para una visión rápida área grande o un microscopio de fluorescencia de campo ancho (fluorescencia microscopía (FLM)) después de etiquetar con fluoróforos. Después de la tinción con metales pesados, arreglos de discos son imagen en un microscopio electrónico de barrido (SEM). Selección de objetivos es posible de reconstrucciones 3D generadas por FLM o de reconstrucciones 3D hacen de las pilas de imágenes de SEM en resolución intermedia si no hay marcadores fluorescentes están disponibles. Para el análisis ultraestructural, objetivos seleccionados finalmente se registran en el SEM en alta resolución (píxeles de imagen de algunos nanómetros). Se demuestra una herramienta de manejo de la cinta que puede ser adaptada a cualquier ultramicrótomo. Ayuda con matriz producción y eliminación del sustrato desde el barco de cuchilla de seccionamiento. Una plataforma de software que permite la proyección de imagen automatizada de matrices en el SEM se discute. En comparación con otros métodos de generación de datos de gran volumen EM, como la cara de bloque serie SEM (SBF-SEM) o viga de ion enfocada SEM (FIB-SEM), este enfoque tiene dos ventajas importantes: (1) la muestra embebido en resina se conserva, aunque en una versión en rodajas. Puede ser teñido de diferentes maneras y reflejada con diferentes resoluciones. (2) como las secciones pueden ser post-manchadas, no es necesario utilizar muestras fuertemente teñidas de bloque con metales pesados para introducir contraste para la proyección de imagen de SEM o bloques de representación de los tejidos conductores. Esto hace que el método aplicable a una amplia variedad de materiales y cuestiones biológicas. Materiales especialmente con prefijo por ejemplo, de los bancos de la biopsia y laboratorios de patología, puede directamente ser incrustado y reconstruido en 3D.
Para la reconstrucción de grandes volúmenes de tejido en resolución ultraestructural de los diferentes métodos de proyección de imagen basada en SEM han sido usadas1: exámenes amplios están disponibles por ejemplo., SBF-SEM2, FIB-SEM3y matriz Tomografía (a)4. Mientras que para este último método la muestra del material se conserva como un conjunto de secciones seriadas en un substrato, SBF-SEM y FIB-SEM son métodos destructivos, trabajando en el bloque de muestra y consumirla durante proyección de imagen. Debido a la carga de la resina en el SEM, también dependen fuertemente metalizada muestra bloques5.
Por otra parte, identificar ciertas células o estructuras de interés dentro de una muestra de tejido puede beneficiar particularmente de correlativa luz y microscopia electrónica (CLEM)6,7,8. Utilizando FLM para apuntar excluye la aplicación de grandes cantidades de metales pesados ya que esto sería apagar la señal de la fluorescencia del9. Para dichas muestras ligeramente metalizados único, AT es el método de elección desde matrices pueden ser fácilmente posterior tinción con metales pesados después de la proyección de imagen de LM. Por otra parte, casi cualquier tipo de muestra puede utilizarse para AT, incluso rutinarias muestras desde el patólogo tesoro pecho10.
Otra gran ventaja del AT es el potencial de jerárquico11 o proyección de imagen de resolución múltiple12: no es necesario a la imagen todo en alta resolución, como metas pueden seleccionarse en una modalidad diferente (por ejemplo, FLM) o en baja resolución imágenes de SEM. Sólo las regiones interesantes de una población de tejido o células en alta resolución de imagen ahorra espacio de almacenamiento de datos digitales y produce pequeños conjuntos de datos de la imagen, que son más fáciles de manejar. Aquí, el flujo de trabajo de AT se demuestra utilizando una muestra más bien débil metalizada: alta presión congelados a raíz de la planta (Arabidopsis thaliana) incrustado en resina hidrofílica.
Se explicó cómo los arreglos son preparados, manchados y reflejados en FLM y SEM, y cómo se colocan las pilas de imágenes. Además, se ilustra cómo la reconstrucción 3D del volumen FLM se puede utilizar para seleccionar celdas específicas para la proyección de imagen en el SEM en escala nanométrica resolución.
Se demostró un flujo de trabajo para apuntar las células específicas dentro de un tejido por multimodal en jerárquica: una muestra embebido en resina se rebana para arriba en arreglos de discos de secciones seriadas, que se colocan sobre un sustrato conductor de utilizar un sustrato diseñado. Después de etiquetar con un fluoróforo y la proyección de imagen en la FLM, el volumen reconstruido se utiliza para seleccionar las células diana. Después de la coloración adicional rondas con metales pesados para introducir el contraste, estos objetivos son reflejados en varias cientos secciones a nanoescala de resolución en un SEM utilizando una plataforma de software automatizado.
Para la producción de matrices densamente con varias cintas largas, un soporte de sustrato similar a la descrita aquí es necesario. Una persona calificada y paciente puede ser capaz de conectar varias cintas a un sustrato de silicio, semi sumergido en el barco de cuchillo y recuperar la matriz reduciendo gradualmente el nivel de agua hasta que las cintas están sentados sobre el sustrato. Sin embargo, en la nuestra experiencia, existe una tendencia a romper la formación cuando el sustrato está tocando cualquier parte del barco de cuchillo (cf. nota en 1.3.2 en protocolo). Además, este procedimiento es mucho más difícil con sustratos recubiertos de ITO: (1) debido a la transparencia del vidrio de ITO, es difícil ver la orilla del agua donde los extremos de las cintas deben ser Unido; y (2) porque la superficie revestida de ITO es mucho más áspera que la oblea de silicio altamente pulido, las cintas tienden a romperse durante la extracción y pequeños fragmentos de algunas secciones pueden flotar, así destruir el orden de las secciones.
El flujo de trabajo de todo también es factible sin correlación a los datos de la FLM. En este caso, toma de datos en el SEM tenga que realizarse en varias sesiones. Una reconstrucción 3D inicial o por lo menos evaluación de datos de baja o media resolución puede ser necesaria identificar los objetivos. Además, pueden aplicar manchas histológicas convencionales para brightfield LM (no requiriendo FLM). Por supuesto, otras opciones6,7,8 son anticuerpo etiquetado en las matrices, como ya quedó demostrado en el libro inicial en18, genéticamente codificado proteínas fluorescentes (XFPs) o la inclusión de etiquetado con la preservación de la fluorescencia durante la preparación de la muestra.
Una limitación general del método discutido es el uso de secciones de un grosor determinado y el muestreo discreto resultante del volumen 3D: resolución en Z sólo puede ser tan bueno como el espesor de las secciones desde el SEM recoge sólo datos de la superficie de la sección (d según la energía primaria energía/aterrizaje seleccionado). Esto significa que el volumen 3D resultante tiene vóxeles anisotrópica, por ej., 5 x 5 x 100 nm3 si 100 secciones de nm y un tamaño de pixel de imagen de 5 nm se utilizan. Para las entidades muy pequeñas en un rango de tamaño por debajo de 1 μm, esto puede no ser suficiente para una verdadera Descripción ultraestructural. Una limitación más técnica es la precisión de la etapa que se utiliza en el SEM para automatizado la proyección de imagen. Debido a esto, es necesario elegir un ROI mayor que las especificaciones de la exactitud de la etapa para garantizar que el área de la blanco completo es reflejado.
En comparación con SBF-SEM y FIB-SEM como métodos de proyección de imagen de bloque cara, correlativos en tiene la desventaja definitiva de vóxeles anisotrópicos, como se describe anteriormente. Con FIB-SEM, vóxeles isótropos de 5 x 5 x 5 nm3 pueden ser obtenido cuando una corrección de deriva adecuado es en el lugar.
Diferencias en el volumen reconstruido debido a la pérdida de las secciones durante la preparación de matrices pueden ser también una preocupación que no se encuentra con SBF-SEM o FIB-SEM. Con estabilización de buena cinta de pegamento, generalmente es sólo un tema para el último tramo de una cinta: pueden dañarse al lanzar desde el filo de la navaja con la pestaña. Sin embargo, en nuestra experiencia, la pérdida de una sección en cada tramos de 20-50 no influyen en registro de la imagen.
Por otro lado, la posibilidad de la mancha matrices confiere buena señal y contraste para la proyección de imagen de SEM, incluso en muestras débil metalizadas tales como la alta presión congelado ápices se muestra a continuación. Por lo tanto, no es necesario comprometer la conservación óptima ultraestructural por fijación química y numerosos pasos de metalización. Además, muestras de rutina del laboratorio de patología con grados intermedios de la metalización de entregan datos excelente10. Tal un realce de contraste la inclusión no es posible para SBF-SEM y FIB-SEM en general. Además, puesto que estos métodos son destructivos, es decir, consumir la muestra durante la proyección de imagen, jerárquico en sitios y diferentes resoluciones de imagen o proyección de imagen repetida en los puntos más adelante en el tiempo es imposible. En principio, volúmenes ilimitados, de gran campo de imagen (por ejemplo, hasta varios milímetros para cerebro de ratón todo en connectomics) crearon por mosaicos de costura, y un gran número de secciones puede ser adquirido por AT, mientras que en el FIB-SEM, campo de imagen más allá de 100 μm μm x 100 son difíciles de alcanzar con instrumentos de rutina.
Más automatización del AT-flujo de trabajo descrito sería una ventaja definitiva, ya que los métodos antes mencionados SBF-SEM y FIB-SEM realizan seccionamiento y la proyección de imagen en el mismo instrumento en una forma totalmente automatizada. Existe un tipo de automatización de la sección: ATUMtome la12 puede generar y recolectar miles de secciones, pero el uso de la cinta del Kapton como un sustrato de tales matrices difíciles de imagen en un FLM. Sobre el cubreobjetos recubierto ITO usado aquí, proyección de imagen de resolución súper incluso debería ser posible. Un objetivo adicional, muy accesible para la automatización sería la grabación de las pilas de datos FLM. Por otro lado, automatización puede ser cara y excepto el soporte del sustrato, el flujo de trabajo presentado aquí (en cuanto a hardware) sólo cuenta con instrumentación generalmente disponible en una rutina EM laboratorio o base, que bajo nivel de acceso.
The authors have nothing to disclose.
Este trabajo fue apoyado por beca FKZ 13GW0044 del Ministerio Federal alemán de educación e investigación, proyecto MorphiQuant-3D. Agradecemos a Carolin Bartels para soporte técnico.
Instrumentation | |||
Ultramicrotome | RMC | PT-PC | Alternative: Leica UC7 |
Substrate holder | RMC | ASH-100 | Alternative: home built |
Plasma cleaner | Diener | Zepto 40kHz | Alternatives: Ted Pella Pelco or other benchtop plasma cleaner Example Parameters for Diener Zepto with 40kHz generator (0-100W); 0.5 mbar, 5 sccm (Air), 10% performance |
Widefield fluorescence light microscope | Zeiss | Axio Observer.Z1 | Alternatives: Leica, Nikon, Olympus |
Fluorescence filter set | Zeiss | 43 HE (Cy3/DsRed) | |
Objective lens | Zeiss | Zeiss Neofluar 40x | 0.75 NA |
Decent workstation able to handle GB-sized image data | |||
FESEM | Zeiss | Ultra 55 | Alternatives: FEI, Jeol, Hitachi, TESCAN |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Sectioning | |||
Razor blades | Plano | T585-V | |
Diamond knife for trimming 45° | Diatome | DTB45 | |
Diamond knife for trimming 90° | Diatome | DTB90 | |
Jumbo diamond knife for sectioning | Diatome | DUJ3530 | |
Silicon wafer (pieces) | Si-Mat | Custom Made | Doping: P/Bor, orientation: <100>, thickness: 525 ± 25 µm, resistivity: 1-30 Ω-cm http://si-mat.com/silicon-wafers.html |
ITO-coated coverslips | Balzers | Type Z | 22 × 22 × 0.17 mm https://www.opticsbalzers.com/de/produkte/deckglas-fenster/corrslide.html |
Aluminium carrier | Custom Made | 76 × 26 mm | |
Wafer forceps | Ideal-tek | 34A.SA | |
Stubs forceps | Dumont | 0103-2E1/2-PO-1 | Dumoxel-H 2E 1/2 |
Diamond scriber | Plano | T5448 | |
Eyelash/very soft cat's hair | Selfmade | Alternative: Plano | |
Brush | Selfmade | ||
Pattex contact adhesive | Pattex | PCL3C | Kraftkleber Classic (the yellowish one) |
Fixogum | Marabu | 290110001 | for fixing substrate to carrier |
Adhesive tape | 3M | 851 | for fixing substrate to carrier |
Isopropanol | Bernd Kraft | 07029.4000 | |
Xylene | Carl Roth | 4436 | thinner for glue mixture |
Rotihistol | Carl Roth | 6640 | alternative, limonene based thinner |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Software | |||
Image processing | Open source | Fiji (http://fiji.sc/#download) | |
Image acquisition | Zeiss | Atlas 5 AT (module for Zeiss SEM) |
Alternative for automated image acquisition: WaferMapper: https://software.rc.fas.harvard.edu/lichtman/LGN/WaferMapper.html |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Staining | |||
Propidiumiodide | Sigma-Aldrich | P4170 | Stock solution: 1.5 mM in 0.1 % sodium azide |
Uranylacetate | Science Services | E22400 | |
Lead(II) Nitrate | Merck | 107398 | |
Tri Sodium Citrate Dihydrate | Merck | 106448 | |
NaOH pellets | Merck | 106469 | |
1M NaOH solution | Bernd Kraft | 01030.3000 | |
Glass petri dish | Duran | 23 755 56 | |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Mounting | |||
Stubs | Plano | G301F | |
Carbon pads | Plano | G3347 | |
Copper tape | Plano | G3397 | double-sided adhesive, conductive |
Silver paint | Plano | G3692 | Acheson Elektrodag 1415M |
Name | Company | Catalog Number | Comments |
Solutions/mixtures | |||
Adhesive mixture for coating blocks | Pattex contact adhesive /xylene as thinner, ratio 1:3. (Alternative for xylene: Rotihistol) |
||
Reynolds lead citrate | 50 mL: Dissolve 1.33 g of lead(II) nitrate in 10 mL of dH2O. Dissolve 1.76 g of tri-sodium citrate dihydrate in 10 ml dH2O. Mix both and add 1 M sodium hydroxide until the solution is clear. Fill up with dH2O to 50 mL. |
||
Propidium iodide staining solution | Prepare 1:1500 dilution from stock in dH2O. Vortex for adequate mixing. |
||
Aqueous uranyl acetate | Dissolve 3 % uranyl acetate in dH2O (mix thoroughly). |