Summary

堅牢な DNA の隔離および標本の高スループット シーケンス ライブラリーの構築

Published: March 08, 2018
doi:

Summary

この記事では、DNA の隔離及び非常に質の悪い DNA の救助を含む標本材料から高スループット シーケンス ライブラリ構築のための詳しいプロトコルを示します。

Abstract

標本は、さまざまな生物学的研究で使用できる植物材料の非常に貴重な源です。標本の使用はサンプル保存品質、劣化 DNA、珍しい標本の破壊的なサンプリングを含む課題の番号に関連付けられます。効果的に大規模なプロジェクトの標本材料を使用、するために DNA の分離およびライブラリの準備の信頼性と拡張性の高い方法が必要です。本稿は、DNA 分離、高速ライブラリ構築に標本から個々 のサンプルの変更を必要としない堅牢で、始めから終わりまでプロトコルを示します。このプロトコルは、組織研削、ライブラリ サイズ選択を変更して低収量ライブラリのオプション reamplification ステップを導入することを最適化することにより従来の低品質の乾燥植物素材とを利用に合わせて調整します。低収量 DNA ライブラリの reamplification は、かけがえのない、潜在的に貴重な標本、追加破壊サンプリングし、共通認識できるシーケンス バイアスを導入することがなく、必要性を否定することから派生したサンプルを救うことができます。系統のアプリケーション。プロトコル数百草種でテストされていますが確認後他の植物の系統での使用に適応します。このプロトコルは、フラグメントは目的のサイズの範囲では存在しない、非常に低下した DNA ときれいな DNA 分離を抑制する二次代謝産物いくつかの植物材料の存在によって制限することができます。全体的に、このプロトコルは DNA の隔離と最小限の変更でアクティブなハンズオン タイムの 8 時間だけで 13 h 未満の 24 サンプル調製されたライブラリでは、高速かつ包括的な方法を紹介します。

Introduction

標本コレクションは、種と系統1,2,3, 集団遺伝学4,5, 保全を含む研究のためのゲノムの多様性の両方の可能性がある貴重な情報源生物学6、外来種生物学7、および形質進化8。種、人口、地理的な場所、タイム ポイントの豊かな多様性を取得する機能は、標本は、「宝箱」9を強調表示します。歴史的に、標本由来 DNA の劣化した自然が多い領域の葉緑体ゲノムや、リボソームの内部転写スペーサー (ITS) などの高いコピー内で見つかったマーカーのみを使用する研究者を追いやって、PCR ベースのプロジェクトを妨げています。RNA。標本と DNA の品質によって異なります広く保全9,10二本鎖切断と損傷の最も一般的な形であること、作成の乾燥工程で使用される熱から断片化の手法、いわゆる 90 %dna ロックアップ PCR ベースの研究11を妨害しています。断片化、別標本のゲノムの第 2 最も一般的な問題は汚染、生菌13から派生する菌類コレクション後、標本12にもマウントする前に死後を取得したようにこの問題は、右真菌データベース (下記参照) を与えられた解決の bioinformatically をすることができます。11押し葉標本の低い (〜 0.03%) と推定されている、3 番目、およびより少なく共通の問題はシトシン脱アミノ化 (C/G→T/A)14日シーケンス変更です。短いリードとシーケンス深さ12,15、低品質の多数の標本から遺伝子レベルのデータ集録が可能高スループット シーケンス (HTS) の出現により、断片化の問題を克服できます。DNA と時々 全ゲノム シーケンス15を許可します。

標本サンプルはより頻繁に使用されるなる、系統のプロジェクト16の大きなコンポーネントです。標本を用いた高温超伝導体の現在の課題が個々 のための方法を最適化することがなく、タイムリーに多くの種から十分な二本鎖 DNA、シーケンス プロトコルは、必要な前提条件を一貫して取得します。標本。本稿では、既存の手段を活用して、高速かつ複製可能な結果を可能にするそれらを変更に DNA の抽出と標本のライブラリの準備のためのプロトコルが示されています。この方法は 13 h、8 h のハンズオン タイム、または 16 h、9 h、ハンズオン時間、オプション reamplification ステップが必要な場合 24 サンプルのライブラリに試験片から処理が完了すること。多くのサンプルの同時処理は、制限要因は遠心力と技術的なスキルが達成可能で。プロトコルは DNA をせん断してだけ典型的な実験装置 (たち、遠心とマグネット スタンド) ネブライザー、超音波発生装置などの特殊な機器ではなくを必要とする設計されています。

DNA の品質、フラグメント サイズと数量は、高スループット シーケンス実験の標本の使用のための要因を制限しています。標本の DNA を分離し、高スループット シーケンス ライブラリを作成する他の方法は 10 として少し使用の有用性を実証している DNA16; ngただし実験的 PCR の最適な数を決定する必要なライブラリの準備のために必要なサイクルです。これは、いくつか標本が単一のライブラリの準備のため十分な DNA のみを生成するよう実行可能なダブルの非常に小さな金額を扱う鎖 DNA (dsDNA)、非現実的ななります。ライブラリの最適化の手順で DNA は失われませんので、ここで紹介した方法は単一サンプルの質に関係なくサイクル数を使用します。代わりに、ライブラリは、シーケンスに必要な最低限の量を満たしていない場合に、reamplification ステップが呼び出されます。多くの植物標本サンプルはまれであり、多くの場合有害なサンプリングを正当化するが難しく少し材料を所有しています。これを対抗するため提案するプロトコルにより、dsDNA 入力サイズを 1.25 未満 ng のライブラリの準備プロセス、高スループット シーケンスと供試体の破壊のサンプリングのための必要性を最小限に抑えるのための実行可能なサンプルの範囲を拡大します。

次のプロトコルを草用に最適化されており、我々 はプロトコルことができます他の多くの植物のグループに適用されることを期待するものの、標本サンプルから別の種の何百ものテストします。低品質または珍しい標本を保存するために使用できる省略可能な回復手順が含まれています。テスト 200 以上の標本を基に、このプロトコルは、最小限の破壊的なサンプリングによって珍しい標本の保存を可能にする低組織入力と品質、標本で動作します。ここでこのプロトコルがゲノミクス ベース プロジェクトのシーケンスことができます高品質ライブラリを提供できることを示す.

Protocol

1. 開始前に 新鮮なセチル トリメチル アンモニウム臭化 (CTAB) バッファー17 CTAB、ポリビニルピロリドン (PVP)、40 100.0 mL 1 M トリス pH 8.0、0.5 M エチレンジアミン四酸 (EDTA) pH 8.0、280.0 mL 40 mL 5 の 10 g の 20 グラムを追加することにより作る M NaCl および 400.0 mL の試薬水一緒に、水 1 L 試薬グレードを使用する合計ボリュームをもたらす。8.0 pH を調整します。注: 追加試?…

Representative Results

DNA の隔離および最終的なライブラリ収量本研究では 1920 年からの最も古いと 2012 年 (表 2) から最年少 50 の異なるサンプルを使用して標本の DNA の分離および高品質シーケンス ライブラリの回復用のプロトコルの有効性を示した.各サンプルは、葉の組織の約 10 mg は DNA の隔離に使われました。場合は、環境に優しい葉組織が支持され、明?…

Discussion

ここで提示されたプロトコルは、DNA の隔離および植物の乾燥標本からのライブラリの準備をシーケンス処理の包括的かつ堅牢な方法です。メソッドとそれを変更する必要は最小限の一貫性は、それは大規模な標本に基づくシーケンス プロジェクトのスケーラブルな標本の品質確認に基づいています。低降伏点ライブラリのオプション reamplification ステップを含めることは、低品質、低量、珍…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

破壊的なサンプリングの標本へのアクセスのためのミズーリの植物園とサンプリング標本、援助のクリスティーナ Zudock ヨルダン Teisher、テイラー AuBuchon-高齢者を感謝いたします。この作品は全米科学財団 (DEB-1457748) からの助成金による支援です。

Materials

Veriti Thermal Cycler Applied Biosystems 4452300 96 well 
Gel Imaging System Azure Biosystems c300
Microfuge 20 Series Beckman Coulter B30137
Digital Dry Bath Benchmark Scientific BSH1001
Electrophoresis System EasyCast B2
PURELAB flex 2 (Ultra pure water) ELGA  89204-092
DNA LoBind Tube  Eppendorf 30108078 2 ml
Mini centrifuge Fisher Scientific 12-006-901
Vortex-Genie 2 Fisher Scientific 12-812
Mortar Fisher Scientific S02591 porcelain
Pestle fisher Scientific S02595 porcelain
Centrifuge tubes fisher Scientific 21-403-161
Microwave Kenmore 405.7309231
Qubit Assay Tubes Invitrogen Q32856
0.2 ml Strip tube and Cap for PCR VWR 20170-004
Qubit 2.0 Fluorometer Invitrogen Q32866
Balance Mettler Toledo PM2000
Liquid Nitrogen Short-term Storage Nalgene F9401
Magnetic-Ring Stand  ThermoFisher Scientific  AM10050 96 well 
Water Bath VWR 89032-210
Hot Plate Stirrers VWR 97042-754
Liquid Nitrogen Airgas UN1977
1 X TE Buffer Ambion AM9849 pH 8.0
CTAB AMRESCO 0833-500G
2-MERCAPTOETHANOL AMRESCO 0482-200ML
Ribonuclease A AMRESCO E866-5ML 10 mg/ml solution
Agencourt AMPure XP Beckman Coulter A63882
Sodium Chloride bio WORLD 705744
Isopropyl Alcohol bio WORLD 40970004-1
Nuclease Free water bio WORLD 42300012-2
Isoamyl Alcohol Fisher Scientific A393-500
Sodium Acetate Trihydrate Fisher Scientific s608-500
LE Agarose GeneMate E-3120-500
100bp PLUS DNA Ladder Gold Biotechnology D003-500
EDTA, Disodium Salt IBI Scientific IB70182
Qubit dsDNA HS Assay Kit Life Technologies Q32854
TRIS MP Biomedicals 103133 ultra pure
Gel Loading Dye Purple (6 X) New England BioLabs B7024S
NEBNext dsDNA Fragmentase New England BioLabs M0348L
NEBNext Ultra II DNA Library Prep Kit for Illumina  New England BioLabs E7645L
NEBNext Multiplex Oligos for Illumina New England BioLabs E7600S Dual Index Primers Set 1
NEBNext Q5 Hot Start HiFi PCR Master Mix New England BioLabs M0543L
Mag-Bind RXNPure Plus Omega bio-tek M1386-02
GelRed 10000 X Pheonix Research 41003-1
Phenol solution SIGMA Life Science P4557-400ml
PVP40 SIGMA-Aldrich PVP40-50G
Chloroform VWR EM8.22265.2500
Ethanol Koptec V1016 200 Proof
Silica sand VWR 14808-60-7
Reamplification primers Integrated DNA Technologies see text
Sequencher v.5.0.1 GeneCodes

References

  1. Savolainen, V., Cuénoud, P., Spichiger, R., Martinez, M. D. P., Crèvecoeur, M., Manen, J. F. The use of herbarium specimens in DNA phylogenetics: Evaluation and improvement. Plant Syst Evo. 197 (1-4), 87-98 (1995).
  2. Zedane, L., Hong-Wa, C., Murienne, J., Jeziorski, C., Baldwin, B. G., Besnard, G. Museomics illuminate the history of an extinct, paleoendemic plant lineage (Hesperelaea, Oleaceae) known from an 1875 collection from Guadalupe Island, Mexico. Bio J Linn Soc. 117 (1), 44-57 (2016).
  3. Teisher, J. K., McKain, M. R., Schaal, B. A., Kellogg, E. A. Polyphyly of Arundinoideae (Poaceae) and Evolution of the Twisted Geniculate Lemma Awn. Ann Bot. , (2017).
  4. Cozzolino, S., Cafasso, D., Pellegrino, G., Musacchio, A., Widmer, A. Genetic variation in time and space: the use of herbarium specimens to reconstruct patterns of genetic variation in the endangered orchid Anacamptis palustris. Conserv Gen. 8 (3), 629-639 (2007).
  5. Wandeler, P., Hoeck, P. E. A., Keller, L. F. Back to the future: museum specimens in population genetics. Tre Eco & Evo. 22 (12), 634-642 (2007).
  6. Rivers, M. C., Taylor, L., Brummitt, N. A., Meagher, T. R., Roberts, D. L., Lughadha, E. N. How many herbarium specimens are needed to detect threatened species?. Bio Conserv. 144 (10), 2541-2547 (2011).
  7. Saltonstall, K. Cryptic invasion by a non-native genotype of the common reed, Phragmites australis, into North America. PNAS USA. 99 (4), 2445-2449 (2002).
  8. Besnard, G., et al. From museums to genomics: old herbarium specimens shed light on a C3 to C4 transition. J Exp Bot. 65 (22), 6711-6721 (2014).
  9. Särkinen, T., Staats, M., Richardson, J. E., Cowan, R. S., Bakker, F. T. How to open the treasure chest? Optimising DNA extraction from herbarium specimens. PLoS ONE. 7 (8), e43808 (2012).
  10. Harris, S. A. DNA analysis of tropical plant species: An assessment of different drying methods. Plant Syst Evo. 188 (1-2), 57-64 (1994).
  11. Staats, M., et al. DNA damage in plant herbarium tissue. PLoS ONE. 6 (12), e28448 (2011).
  12. Bakker, F. T., et al. Herbarium genomics: plastome sequence assembly from a range of herbarium specimens using an Iterative Organelle Genome Assembly pipeline. Bio J of the Linn Soc. 117 (1), 33-43 (2016).
  13. Camacho, F. J., Gernandt, D. S., Liston, A., Stone, J. K., Klein, A. S. Endophytic fungal DNA, the source of contamination in spruce needle DNA. Mol Eco. 6 (10), 983-987 (1997).
  14. Hofreiter, M., Jaenicke, V., Serre, D., Von Haeseler, A., Pääbo, S. DNA sequences from multiple amplifications reveal artifacts induced by cytosine deamination in ancient DNA. Nucl Acids Res. 29 (23), 4793-4799 (2001).
  15. Staats, M., et al. Genomic treasure troves: Complete genome sequencing of herbarium and insect museum specimens. PLoS ONE. 8 (7), e69189 (2013).
  16. Bakker, F. T. Herbarium genomics: skimming and plastomics from archival specimens. Webbia. 72 (1), 35-45 (2017).
  17. Doyle, J. J., Doyle, J. L. A rapid DNA isolation procedure for small quantities of fresh leaf tissue. Phytochem Bul. 19, 11-15 (1987).
  18. Allen, G. C., Flores-Vergara, M. A., Krasynanski, S., Kumar, S., Thompson, W. F. A modified protocol for rapid DNA isolation from plant tissue using cetryltrimethylammonium bromide. Nat Prot. 1, 2320-2325 (2006).
  19. Twyford, A. D., Ness, R. D. Strategies for complete plastid genome seqeuncing. Mol Eco Resour. , (2016).
  20. Aird, D., et al. Analyzing and minimizing PCR amplification bias in Illumina sequencing libraries. Genome Bio. 12 (2), R18 (2011).
  21. Bolger, A. M., Lohse, M., Usadel, B. Trimmomatic: A flexible trimmer for Illumina sequence data. Bioinf. 30, 2114-2120 (2014).
  22. Grigoriev, I. V., et al. MycoCosm portal: gearing up for 1000 fungal genomes. Nucl Acids Res. 42 (1), D699-D704 (2014).
  23. Langmead, B., Salzberg, S. L. Fast gapped-read alignment with Bowtie 2. Nat Meth. 9 (4), 357-359 (2012).
  24. Herbarium Genomics. Available from: https://github.com/mrmckain/ (2017)
  25. . Fast-Plast: Rapid de novo assembly and finishing for whole chloroplast genomes Available from: https://github.com/mrmckain/ (2017)
  26. McKain, M. R., McNeal, J. R., Kellar, P. R., Eguiarte, L. E., Pires, J. C., Leebens-Mack, J. Timing of rapid diversification and convergent origins of active pollination within Agavoideae (Asparagaceae). Am J Bot. 103 (10), 1717-1729 (2016).
  27. McKain, M. R., Hartsock, R. H., Wohl, M. M., Kellogg, E. A. Verdant: automated annotation, alignment, and phylogenetic analysis of whole chloroplast genomes. Bioinf. , (2016).
  28. Staton, S. E., Burke, J. M. Transposome: A toolkit for annotation of transposable element families from unassembled sequence reads. Bioinf. 31 (11), 1827-1829 (2015).
  29. Bao, W., Kojima, K. K., Kohany, O. Repbase Update, a database of repetitive elements in eukaryotic genomes. Mobile DNA. 6 (1), 11 (2015).
  30. . Transposons Available from: https://github.com/mrmckain/ (2017)
  31. Weiß, C. L., et al. Temporal patterns of damage and decay kinetics of DNA retrieved from plant herbarium specimens. Royal Soc Open Sci. 3 (6), 160239 (2016).
  32. Sawyer, S., Krause, J., Guschanski, K., Savolainen, V., Pääbo, S. Temporal patterns of nucleotide misincorporations and DNA fragmentation in ancient DNA. PLoS ONE. 7 (3), e34131 (2012).
  33. Head, S. R., et al. Library construction for next-generation sequencing: overviews and challenges. BioTechniques. 56 (2), 61-64 (2014).
  34. Grover, C. E., Salmon, A., Wendel, J. F. Targeted sequence capture as a powerful tool for evolutionary analysis. Am J Bot. 99, 312-319 (2012).

Play Video

Cite This Article
Saeidi, S., McKain, M. R., Kellogg, E. A. Robust DNA Isolation and High-throughput Sequencing Library Construction for Herbarium Specimens. J. Vis. Exp. (133), e56837, doi:10.3791/56837 (2018).

View Video