Verwendung von einem Mikrofluidik-Gerät für mechanische Stimulation und High Resolution Imaging von C. elegans
Summary
Neue Werkzeuge für die Mechanobiology Forschung sind erforderlich, um verstehen, wie mechanischen Beanspruchung biochemische Stoffwechselwege aktiviert und biologische Reaktionen hervorruft. Hier präsentieren wir eine neue Methode zur selektiven mechanischen Stimulation der immobilisierten Tiere mit einem mikrofluidischen Trap ermöglicht hochauflösende Bildgebung der zellulären Antworten.
Abstract
Ein zentrales Ziel des Mechanobiology ist die Wechselwirkung von mechanischem Stress auf Proteine und Zellen zu verstehen. Trotz seiner Bedeutung ist der Einfluss von mechanischem Stress auf zelluläre Funktion immer noch schlecht verstanden. Unter anderem existiert diese Wissenslücke, weil einige Tools gleichzeitige Verformung von Gewebe und Zellen, Bildgebung der Zellaktivität in lebenden Tieren und effiziente Einschränkung der Beweglichkeit in ansonsten hochmobile Modellorganismen wie die Nematoden ermöglichen Caenorhabditis Elegans. Die geringe Größe von C. Elegans stellt sie eine ausgezeichnete Übereinstimmung Mikrofluidik-Forschung Geräte und Lösungen für Immobilisierung wurden mit mikrofluidischen Geräten vorgestellt. Obwohl diese Geräte hochauflösende Bildgebung zu ermöglichen, ist das Tier vollständig eingehüllt in Polydimethylsiloxan (PDMS) und Glas, physischen Zugriff für die Lieferung der mechanischen Kraft oder elektrophysiologische Aufnahmen zu begrenzen. Vor kurzem haben wir ein Gerät, das pneumatische Antriebe mit einem Trapping-Design integriert, die mit hochauflösenden Fluoreszenzmikroskopie kompatibel ist. Die Betätigung-Kanal trennt sich von den Wurm-Trapping-Kanal durch eine dünne Membran PDMS. Diese Membran ist in die Seite eines Wurms abgelenkt durch Druck aus einer externen Quelle. Das Gerät kann individuelle Mechanosensitive Neuronen ausrichten. Die Aktivierung dieser Neuronen ist abgebildet bei hochauflösenden mit genetisch codierte Kalzium Indikatoren. Dieser Artikel stellt die allgemeine Methode mit C. Elegans Stämme Calcium-Sensitive Aktivitätsanzeige (GCaMP6s) in ihrer Touch-Rezeptor-Neuronen (TRNs) zum Ausdruck zu bringen. Die Methode ist nicht beschränkt auf TRNs noch auf Kalzium-Sensoren als Sonde jedoch, auf andere mechanisch empfindlichen Zellen oder Sensoren erweitert werden kann.
Introduction
Der Tastsinn bietet Tiere mit wichtigen Informationen über ihre Umgebung. Je nach der angewendeten Kraft wird Touch so harmlos, angenehm oder schmerzhaft empfunden. Die Gewebe-Verformung bei Berührung erkannt wird durch spezialisierte Mechanoreceptor Zellen in der Haut eingebettet, die Rezeptor-Proteine, die am häufigsten Ionenkanäle ausdrücken. Die Schritte verknüpfen Kraft Wahrnehmung mit Ionen-Kanal Aktivierung bei Berührung und Schmerz sind nicht vollständig geklärt. Noch weniger ist bekannt über das Hautgewebe filtert mechanische Verformung und ob Mechanorezeptoren erkennen von Änderungen im Stamm oder betonen,1,2,3. Diese Lücke im Verständnis ergibt sich einerseits aus einem Mangel an geeigneten Werkzeugen, präzise mechanische Reize an die Oberfläche der Haut ein lebendes Tier anzuwenden, unter Beachtung der Reaktionen auf zellulärer Ebene. Während Rasterkraftmikroskopie weitgehend verwendet worden ist, anzuwenden und messen Kräfte in isolierten Zellen4,5 und Piezo1 Rezeptoren im Leben aktivieren Zellen6, ähnliche Experimente mit lebenden Tieren, vor allem C. Elegans, wurden notorisch schwierig wegen der inhärenten Mobilität des Subjekts. Diese Herausforderung wird traditionell durch Veterinär- oder chirurgischen Klasse Cyanacrylat Klebstoff, um einzelne Tiere auf Agar-Pads1,7,8,9zu immobilisieren umgangen. Dieser Ansatz ist produktiv gewesen, aber hat Beschränkungen in Bezug auf das Geschick erforderlich für Immobilisierung durch Kleben und die weiche Agar-Oberfläche auf mechanische Compliance. Eine Mikrofluidik-Strategie ist eine kostenlose Alternative, die den Komplikationen verbunden zu kleben vermeidet.
Der Fadenwurm C. Elegans ist ein genetisches Modellorganismus mit einer völlig zugeordneten Nervensystem, das aufgrund der Größe des Tieres, eine gute Passform für Mikrofluidik-Technologie. Mikrofluidik-basierte Geräte bieten den Vorteil, dass die sonst äußerst mobilen Tiere zurückgehalten werden können, während der Durchführung hochauflösende Bildgebung und Lieferung von relevanten Neuro-modulierende reizen. Mit Hilfe von mikrofluidischen können Technologien, lebende Tiere ohne Schaden10,11, ermöglicht Überwachung des Verhaltens Aktivität über die gesamte Lebensdauer12,13 und hochauflösende immobilisiert werden Imaging von neuronaler Aktivität14,15,16,17. Weiter, viele Mechanoreceptor Neuronen benötigt für das Gefühl der Berührung und Schmerz auf ihre physiologischen1,8, mechanische4,18,19, gekennzeichnet werden kann und molekulare Level20,21,22.
C. Elegans spürt sanfte mechanische Reize an seinen Körper Wand mit sechs TRNs, von denen drei innervieren des Tieres anterior (ALML/R und AVM) und drei davon innervieren des Tieres Posterior (PLML/R und PVM). Die Ionen-Kanal Moleküle benötigt für eine ausgeübte Kraft in eine biochemische Signal transducing haben ausgiebig in seiner TRNs8untersucht. Dieser Artikel stellt eine mikrofluidischen Plattform23 , mit dem Forscher präzise mechanische Kräfte auf die Haut von einem immobilisierten C. Elegans anwenden können Fadenwurm, beim Auslesen der Verformung von seiner inneren Geweben durch optische Bildgebung. Neben der Präsentation klar definierte mechanische Reize, können Kalzium Transienten in Mechanoreceptor Neuronen mit subzellulären Auflösung aufgezeichnet und korreliert mit morphologischen und anatomischen Merkmale. Das Gerät besteht aus eine zentrale Trapping-Kanal, der hält ein einziges Tier und präsentiert seine Haut neben sechs pneumatische Betätigung-Kanälen (Abbildung 1 und Abbildung 2). Die sechs Kanäle befinden sich entlang der Trapping-Kanal, mechanische Reize zu jedem der sechs TRNs der Wurm zu liefern. Diese Kanäle sind aus der Trapping-Kammer durch dünne PDMS Membranen, getrennt durch eine externe Luftversorgung der Druck (Abbildung 1) gefahren werden kann. Wir kalibriert die Durchbiegung in Bezug auf Druck und liefern die Messungen in diesem Artikel. Jeder Antrieb kann individuell angesprochen und verwendet, um eine Mechanoreceptor Wahl zu stimulieren. Der Druck wird geliefert mit einem Piezo-gesteuerte Druckpumpe aber alternative Gerät verwendet werden kann. Wir zeigen, dass die Druck-Protokoll verwendet werden kann, TRNs in Vivo aktivieren und demonstrieren Betriebsgeräte geeignet für Erwachsene C. Elegansmechanische Stimuli bereitzustellen, ausgewachsene Tiere in Geräte laden, Kalzium Bildgebung durchführen Experimente und Analyse der Ergebnisse. Gerät Herstellung besteht aus zwei wesentlichen Schritten: 1) Photolithographie zu einer Form von SU-8; und 2) Guß PDMS um ein Gerät zu machen. Aus Gründen der Kürze und Klarheit gekennzeichnet Leser zuvor veröffentlichten Artikel und Protokolle24,25 für Anweisungen, wie man die Werkzeuge und Geräte zu produzieren.
Protocol
Representative Results
Discussion
Dieses Protokoll veranschaulicht eine Methode für die Bereitstellung von präzisen mechanischen Stimulation der Haut ein Fadenwurm, gefangen in einem Mikrofluidik-Chip. Es soll die Integration der physikalischen Reize für biologische Fragen erleichtern und Mechanobiology Forschung im biologischen Labor optimieren soll. Diese Methode erweitert vorherigen Tests zur Beurteilung der Funktion der Mechanosensory Neuronen in C. Elegans. Vorherigen quantitative und semi-quantitativen Techniken gemessen Kräfte<sup cla…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Wir bedanken uns bei Sandra N. Manosalvas-Kjono, Purim Ladpli, Farah Memon, Divya Gopisetty und Veronica Sanchez für Unterstützung im Gerätedesign und Generierung von mutierten Tieren. Diese Forschung wurde unterstützt durch NIH-Stipendien R01EB006745 (zur BLP), R01NS092099 (zu MBG), K99NS089942 (für MK), F31NS100318 (zu ALN) und empfangene Finanzierung vom European Research Council (ERC) unter Horizont 2020 Forschung und Innovation der Europäischen Union Programm () Finanzhilfevereinbarung Nr. 715243 MK).
Materials
| Chrome mask | Compugraphics (http://www.compugraphics-photomasks.com/) | 5'', designed in AutoCAD (Autodesk, Inc.) | |
| Chrome mask | Mitani-Micronics (http://www.mitani-micro.co.jp/en/) | 5'', designed in AutoCAD (Autodesk, Inc.) | |
| Chrome mask | Kuroda-Electric (http://www.kuroda-electric.eu/ | 5'', designed in AutoCAD (Autodesk, Inc.) | |
| 4'' Silicon wafer (B-test) | Stanford Nanofabrication Facility | ||
| SU-8 2002 | MicroChem | ||
| SU-8 2050 | MicroChem | ||
| Spin-coater | Laurell Technologies | WS-400BZ-6NPP/LITE | |
| Exposure timer | Optical Associates, Inc | OAI 150 | |
| Illumination controller | Optical Associates, Inc | 2105C2 | |
| SU-8 developer | MicroChem | ||
| 2-Propanol | Fisher Scientific | A426F-1GAL | |
| Acetone | Fisher Scientific | A18-4 | |
| Trichloromethylsilane (TCMS) | Sigma-Aldrich | 92361-500ML | Caution: TCMS is toxic and water-reactive |
| Sylgard 184 Elastomer Kit | Dow Corning | PDMS prepolymer | |
| Biopsy punch, 1 mm | VWR | 95039-090 | |
| Oxygen Plasma Asher | Branson/IPC | ||
| Small metal tubing (0.635 mm OD, 0.4318 mm ID, 12.7 mm long); gage size 23TW | New England Small Tube Corporation | NE-1300-01 | |
| Nalgene syringe filter, 0.22 μm | Thermo Scientific | 725-2520 | to filter all solution, small particles would clog the chip |
| Polyethylene tubing; 0.9652 mm OD, 0.5842 mm ID | Solomon Scientific | BPE-T50 | |
| Syringe, 1 ml | BD Scientific | 309628 | for worm trapping and release |
| Syringe, 20 ml | BD Scientific | 309661 | for gravity-based flow |
| Gilson Minipuls 3, Peristaltic pump | Gilson | to suck solutions and worms out of the chip | |
| Microfluidic flow controller, equipped with 0–800 kPa pressure channel | Elveflow | OB1 MK3 | pressure delivery |
| Water-Resistant Clear Poly- urethane Tubing, 4 mm ID and 6 mm OD | McMaster-Carr | 5195 T52 | connection from house air to pressure pump |
| Water-Resistant Clear Polyurethane Tubing, 2.6mm ID and 4mm OD | McMaster-Carr | 5195 T51 | connect pressure pump to small tubng |
| Push-to-Connect Tube Fitting for Air | McMaster-Carr | 5111K468 | metric – imperial converter |
| Straight Connector for 6 mm × 1/4″ Tube OD | McMaster-Carr | 5779 K258 | |
| Leica DMI 4000 B microscopy system | Leica | ||
| 63×/1.32 NA HCX PL APO oil objective | Leica | 506081 | |
| Hamamatsu Orca-Flash 4.0LT digital CMOS camera | Hamamatsu | C11440-42U | |
| Lumencor Spectra X light engine | Lumencor | With cyan and green/yellow light source | |
| Excitation beam splitter | Chroma | 59022bs | in the microscope |
| Hamamatsu W-view Gemini Image splitting optics | Hamamatsu | A12801-01 | to split green and red emission and project them on different areas on the camera chip |
| Emission beam splitter | Chroma | T570lpxr | in the image splitter |
| Emission filters GCamp6s | Chroma | ET525/50m | in the image splitter |
| Emission filters mCherry | Chroma | ET632/60m | in the image splitter |
References
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