Nouveaux outils pour la recherche de mécanobiologie sont nécessaires pour comprendre les contraintes mécaniques comment active des voies biochimiques et suscite des réactions biologiques. Ici, nous présentons une nouvelle méthode de stimulation mécanique sélective des animaux immobilisée avec un piège de microfluidique permettant l’imagerie à haute résolution des réponses cellulaires.
Un des objectifs centraux de mécanobiologie sont de comprendre l’effet réciproque de contraintes mécaniques sur les protéines et les cellules. Malgré son importance, l’influence des contraintes mécaniques sur la fonction cellulaire est encore mal compris. En partie, cette lacune existe parce que peu d’outils permettre une déformation simultanée de tissus et de cellules, imagerie de l’activité cellulaire chez les animaux vivants et restriction efficace de motilité dans les organismes modèle autrement très mobiles, tels que le nématode Caenorhabditis elegans. La petite taille de c. elegans rend un excellent match pour les dispositifs de recherche axée sur la microfluidique et des solutions pour l’immobilisation ont été présentées à l’aide de dispositifs microfluidiques. Bien que ces dispositifs permettent d’imagerie à haute résolution, l’animal est entièrement enfermée dans polydiméthylsiloxane (PDMS) et verre, limitant l’accès physique pour la livraison de force mécanique ou enregistrements électrophysiologiques. Récemment, nous avons créé un dispositif qui intègre des actionneurs pneumatiques avec un design de piégeage qui est compatible avec la microscopie de fluorescence à haute résolution. Le canal de commande est séparé du canal ver-piégeage par une fine membrane PDMS. Ce diaphragme est dévié dans le côté d’un ver en appliquant une pression d’une source externe. L’appareil peut cibler les neurones individuels mécanosensibles. L’activation de ces neurones est photographiée à haute résolution avec indicateurs de calcium codé génétiquement. Cet article présente la méthode générale en utilisant des souches de c. elegans exprimant l’indicateur d’activité sensible au calcium (GCaMP6s) dans les neurones de récepteur tactile (TRNs). La méthode, cependant, n’est pas limitée aux TRNs ni aux capteurs de calcium comme une sonde, mais peut être étendue à d’autres cellules sensibles à la mécanique ou les capteurs.
Le sens du toucher fournit des animaux avec des informations cruciales sur leur environnement. Selon la force appliquée, touch est perçue comme anodine, agréable ou douloureux. La déformation du tissu pendant touch est détectée par des cellules spécialisées mécanorécepteur incorporés dans la peau qui expriment des protéines réceptrices, plus couramment des canaux ioniques. Les étapes reliant la perception de la force à l’activation de canal ionique lors de toucher et de la douleur ne sont pas totalement comprises. Encore moins sait comment le tissu cutané filtres déformation mécanique et si les mécanorécepteurs détecter des changements dans la souche ou souligner1,2,3. Cette lacune dans la compréhension découle, en partie, d’un manque d’outils appropriés pour appliquer les stimulations mécaniques précises à la surface de la peau d’un animal vivant tout en observant les réponses au niveau cellulaire. Considérant que la microscopie à force atomique a été largement utilisée pour appliquer et mesurer les forces dans des cellules isolées4,5 et aussi à activer les récepteurs Piezo1 la vie des cellules6, des expériences similaires à l’aide d’animaux vivants, en particulier C. elegans, ont été notoirement difficile en raison de la mobilité intrinsèque du sujet. Traditionnellement, ce défi est contourné à l’aide de colle cyanoacrylate vétérinaire – ou -qualité chirurgicale pour immobiliser les animaux individuels sur gélose tampons1,7,8,9. Cette approche a été productive, mais a des limites liées à la compétence requise pour l’immobilisation par collage et la surface de la gélose molle sur conformité mécanique. Une stratégie de microfluidique est une alternative gratuite qui permet d’éviter certaines des complications liées au collage.
Le nématode c. elegans est un organisme modèle génétique avec un système nerveux complètement mappé qui, en raison de la taille de l’animal, est un bon choix pour la technologie microfluidique. Dispositifs microfluidiques offre l’avantage que les animaux autrement extrêmement mobiles peuvent être immobilisés lors des opérations d’imagerie à haute résolution et livraison des stimuli neuro-modulateur pertinentes. Avec l’aide de microfluidique technologies, animaux vivants peuvent être immobilisés sans préjudice10,11, permettant la surveillance de l’activité comportementale sur la vie entière12,13 et haute résolution imagerie de l’activité neuronale14,15,16,17. En outre, plusieurs neurones mécanorécepteur nécessaires pour le sens du toucher et de la douleur peut être caractérisé sur leur physiologique1,8, mécanique4,18,19et moléculaire niveau20,21,22.
C. elegans détecte des stimuli mécaniques douces à son mur de corps à l’aide de six TRNs, dont trois innervent l’animal antérieur (ALML/R et AVM) et trois qui innervent postérieur de l’animal (PLML/R et PVM). Les molécules de canal d’ion nécessaires pour faire une force appliquée en un signal biochimique ont été largement étudiées dans son TRNs8. Cet article présente une plate-forme de microfluidique23 qui permet aux chercheurs d’appliquer des forces mécaniques précis sur la peau d’un immobilisé c. elegans ascaris, lors de la lecture sur la déformation de ses tissus internes par imagerie optique. En plus de présenter des stimuli mécaniques bien définis, transitoires de calcium peuvent être enregistrés dans les neurones des mécanorécepteurs avec résolution subcellulaire et en corrélation avec les caractéristiques morphologiques et anatomiques. Le dispositif se compose d’un canal central de piégeage qui détient un seul animal et présente sa peau à côté de six canaux d’actionnement pneumatique (Figure 1 et Figure 2). Les six chaînes sont positionnés le long du canal de piégeage pour livrer des stimuli mécaniques à chacun de six TRNs du ver. Ces chaînes sont séparées de la chambre de piégeage par des diaphragmes PDMS minces, qui peuvent être actionnés par une source de pression de l’air extérieur (Figure 1). Nous avons calibré la déviation par rapport à la pression et fournissent les mesures obtenues dans cet article. Chaque actionneur peut être adressée individuellement et utilisée pour stimuler un mécanorécepteur de choix. La pression est livrée à l’aide d’une pompe à pression pilotée par piezo mais n’importe quel autre dispositif peut être utilisé. Nous montrons que le protocole de pression peut être utilisé pour activer TRNs in vivo et de démontrer le fonctionnement des appareils adaptés pour fournir des stimuli mécaniques aux adultes de c. elegans, chargement des animaux adultes dans des dispositifs, exécution d’imagerie calcique expériences et analyser les résultats. Fabrication de dispositifs consistant en deux étapes principales : 1) photolithographie pour faire un moule de SU-8 ; et 2) PDMS pour faire un dispositif de moulage. Par souci de concision et de clarté, le lecteur est prié de précédemment publié articles et protocoles24,25 pour obtenir des instructions sur la façon de produire les moules et les périphériques.
Ce protocole présente une méthode pour fournir une stimulation mécanique précise à la peau d’un ver rond, pris au piège dans une puce microfluidique. Il est destiné à faciliter l’intégration des stimuli physiques pour répondre aux questions biologiques et vise à rationaliser la mécanobiologie recherche dans les laboratoires biologiques. Cette méthode s’étend des analyses précédentes afin d’évaluer la fonction des neurones mécanosensoriels chez c. elegans. Techniques quantitatives et sem…
The authors have nothing to disclose.
Nous remercions Sandra N. Manosalvas-Kjono, Pourim Ladpli, Farah Memon, Divya Gopisetty et Veronica Sanchez pour soutiennent dans la conception de l’appareil et la génération des animaux mutants. Cette recherche a été financée par les NIH subventions R01EB006745 (BLP), R01NS092099 (à MBG), K99NS089942 (à MK), F31NS100318 (à l’ALN) et bénéficié d’un financement du Conseil européen de recherche (CER) au titre de la recherche Horizon 2020 de l’Union européenne et de l’innovation program () Convention de subvention no 715243 à MK).
Chrome mask | Compugraphics (http://www.compugraphics-photomasks.com/) | 5'', designed in AutoCAD (Autodesk, Inc.) | |
Chrome mask | Mitani-Micronics (http://www.mitani-micro.co.jp/en/) | 5'', designed in AutoCAD (Autodesk, Inc.) | |
Chrome mask | Kuroda-Electric (http://www.kuroda-electric.eu/ | 5'', designed in AutoCAD (Autodesk, Inc.) | |
4'' Silicon wafer (B-test) | Stanford Nanofabrication Facility | ||
SU-8 2002 | MicroChem | ||
SU-8 2050 | MicroChem | ||
Spin-coater | Laurell Technologies | WS-400BZ-6NPP/LITE | |
Exposure timer | Optical Associates, Inc | OAI 150 | |
Illumination controller | Optical Associates, Inc | 2105C2 | |
SU-8 developer | MicroChem | ||
2-Propanol | Fisher Scientific | A426F-1GAL | |
Acetone | Fisher Scientific | A18-4 | |
Trichloromethylsilane (TCMS) | Sigma-Aldrich | 92361-500ML | Caution: TCMS is toxic and water-reactive |
Sylgard 184 Elastomer Kit | Dow Corning | PDMS prepolymer | |
Biopsy punch, 1 mm | VWR | 95039-090 | |
Oxygen Plasma Asher | Branson/IPC | ||
Small metal tubing (0.635 mm OD, 0.4318 mm ID, 12.7 mm long); gage size 23TW | New England Small Tube Corporation | NE-1300-01 | |
Nalgene syringe filter, 0.22 μm | Thermo Scientific | 725-2520 | to filter all solution, small particles would clog the chip |
Polyethylene tubing; 0.9652 mm OD, 0.5842 mm ID | Solomon Scientific | BPE-T50 | |
Syringe, 1 ml | BD Scientific | 309628 | for worm trapping and release |
Syringe, 20 ml | BD Scientific | 309661 | for gravity-based flow |
Gilson Minipuls 3, Peristaltic pump | Gilson | to suck solutions and worms out of the chip | |
Microfluidic flow controller, equipped with 0–800 kPa pressure channel | Elveflow | OB1 MK3 | pressure delivery |
Water-Resistant Clear Poly- urethane Tubing, 4 mm ID and 6 mm OD | McMaster-Carr | 5195 T52 | connection from house air to pressure pump |
Water-Resistant Clear Polyurethane Tubing, 2.6mm ID and 4mm OD | McMaster-Carr | 5195 T51 | connect pressure pump to small tubng |
Push-to-Connect Tube Fitting for Air | McMaster-Carr | 5111K468 | metric – imperial converter |
Straight Connector for 6 mm × 1/4″ Tube OD | McMaster-Carr | 5779 K258 | |
Leica DMI 4000 B microscopy system | Leica | ||
63×/1.32 NA HCX PL APO oil objective | Leica | 506081 | |
Hamamatsu Orca-Flash 4.0LT digital CMOS camera | Hamamatsu | C11440-42U | |
Lumencor Spectra X light engine | Lumencor | With cyan and green/yellow light source | |
Excitation beam splitter | Chroma | 59022bs | in the microscope |
Hamamatsu W-view Gemini Image splitting optics | Hamamatsu | A12801-01 | to split green and red emission and project them on different areas on the camera chip |
Emission beam splitter | Chroma | T570lpxr | in the image splitter |
Emission filters GCamp6s | Chroma | ET525/50m | in the image splitter |
Emission filters mCherry | Chroma | ET632/60m | in the image splitter |