Summary

Mitochondriale Ca2 + retentie capaciteit Assay en Ca2 +-mitochondriale zwelling Assay geactiveerd

Published: May 01, 2018
doi:

Summary

Dit protocol is gericht op het beschrijven van een methode om te onderzoeken of het Ca2 + retentie capaciteit en Ca2 +– geactiveerd mitochondriale zwelling van geïsoleerde mitochondria van SH-SY5Y cellen stapsgewijze.

Abstract

De productie van ATP door oxidatieve fosforylatie is de primaire functie van de mitochondriën. Mitochondriën in hogere eukaryoten ook deelnemen aan cytosolische Ca2 + bufferen en de ATP productie in mitochondriale kan worden bemiddeld door intramitochondrial gratis Ca2 + concentratie. CA2 + retentie capaciteit kan worden beschouwd als het vermogen van de mitochondriën te behouden van calcium in de mitochondriale matrix. Geaccumuleerde intracellulaire Ca2 + leidt tot de doorlaatbaarheid van de innerlijke mitochondriale membraan, genoemd de opening van mitochondriale permeabiliteit overgang porie (mPTP), die leidt tot het weglekken van moleculen met een moleculair gewicht van minder dan 1,5 kDa. CA2 +-mitochondriën zwelling wordt gebruikt om aan te geven van de opening van de mPTP geactiveerd. Hier beschrijven we twee testen om te controleren de Ca2 + retentie capaciteit en Ca2 +-mitochondriale zwelling in geïsoleerde mitochondriën geactiveerd. Na bepaalde hoeveelheden van Ca2 + worden toegevoegd, kunnen alle stappen worden voltooid in één dag en geregistreerd door een microplate-lezer. Dus, deze twee eenvoudige en effectieve testen kunnen worden vastgesteld om te beoordelen de Ca2 +-mitochondriale functies.

Introduction

Mitochondriën zijn de belangrijkste cellulaire organen te produceren bijna 95% van de ATP in de cellen van zoogdieren gebruikt door oxidatieve fosforylering. Het is gemeld dat de afgezonderd micromolar concentratie van Ca2 + door de mitochondriën, de aanwezigheid van ADP en anorganisch fosfaat kan worden gebruikt om phosphorylate ADP op1ATP synthese. Wanneer de concentratie van cytosolische Ca2 + boven een drempel gaat, mitochondriën kunnen opname Ca2 + snel en efflux het langzaam. Zo kunnen de functionerende mitochondriën toestroom de verhoogde cytosolische Ca2 +. Irrelevant voor de deelname aan de oxidatieve fosforylatie, de mitochondriale Ca2 + ook deelnemen aan de cytosolische calcium-signalen en het mechanisme van de mitochondriale apoptotic activeren door de opening van de mPTP in de binnenste mitochondriale inducerende membraan2. Het is algemeen erkend dat een abnormale verhoging van de intracellulaire Ca2 + mitochondriale enorme zwelling veroorzaken kan door het openen van de mPTP-3. Dus, dit protocol heeft tot doel te beoordelen van de mitochondriale functie door het kwantificeren van de mitochondriale Ca2 + retentie capaciteit en Ca2 +-trigged mitochondriale zwelling.

CA2 + retentie capaciteit is de meting van het vermogen van de mitochondriën om opname cytosolische calcium. Mitochondriën kunnen buffer het cytosolische vrij calcium en calcium-afhankelijke cellulaire processen regelen door opname van de calcium in de vorm van inactieve precipitaten. Verminderde Ca2 + retentie capaciteit treedt op in stress verschijnselen die is gekoppeld aan de beperking van de energie en zelfs neurodegeneratieve ziekten4,5. Geïsoleerde mitochondriën of digitonin-permeabel cellen kunnen worden gebruikt voor identificatie van de Ca2 + retentie capaciteit, en de verhoogde capaciteit om te accumuleren Ca2 + door geïsoleerde mitochondriën met de additonal glutamaat en malate wordt niet verricht door de mitochondriale isolatie procedure6. Een bepaalde hoeveelheid digitonin moet worden gebruikt om de permeabilize van de plasma-membranen van verschillende celtypes. Het hexapotassium zout van Ca2 +-bindende groen fluorescente kleurstof, een Ca2 +-gevoelige cel-impermeant zichtbaar licht-prikkelbaar indicator, gebruikte7is geweest. CA2 +-bindende groen fluorescente kleurstof is een indicator van de lage-affiniteit en gebruikt om te tonen dat intracellulaire gratis Ca2 + concentraties stijgen blijven tijdens langdurige (5 min) stimulaties8. Deze methode is minder gevoelig dan de radioactieve filter techniek maar werd sterk vereenvoudigd. De extra Ca2 + calcium groene fluorescentie verheft en de Ca2 + ICT door mitochondriën retourneert de fluorescentie op basislijn. Opeenvolgende toevoegingen van Ca2 + aangebracht totdat de mitochondriën niet opname extramitochondrial Ca2 + 9. Een fluorescentie microplate lezer kan worden gebruikt om voortdurend verslag de calcium groene fluorescentie.

Na Ca2 + accumulatie, mitochondriën depolarized, vrijgegeven Ca2 + in het medium, en begon te zwellen. CA2 +-mitochondriën zwelling wordt gebruikt om aan te geven van de opening van de mPTP geactiveerd. Elektronenmicroscopie en de daling lichtabsorptie bij 540 nm kan worden gebruikt voor het meten van de Ca2 +-geactiveerd mitochondriale zwelling10,11. Volume van de mitochondriën kan rechtstreeks worden bepaald door de voorwaartse hoek lichtverstrooiing12, waar de dalingen van de extinctie passieve zwelling van de mitochondriale matrix reflecteren.

Hier, we illustreren de methodologie te onderzoeken van de mitochondriale Ca2 + retentie capaciteit en Ca2 +-mitochondriale zwelling in geïsoleerde mitochondriën van de cellen van de SH-SY5Y geactiveerd.

Protocol

1. isolatie van Mitochondria Opmerking: Alle oplossingen en apparatuur moeten worden precooled op 0 – 4 ° C en op ijs. Zaad ongeveer 3 x 106 SH-SY5Y cellen per 10 cm cel cultuur schotel. Cultuur cellen in hoge-glucose Dulbecco gewijzigd van Eagle medium met 10% foetale runderserum, penicilline (100 U/mL)-streptomycine (100 µg/mL). Handhaven bij 37 ° C in een broedstoof met 5% CO2 ‘s nachts.Opmerking: ten minste 1-2 x 107 SH-SY5Y cellen zijn nod…

Representative Results

De resultaten van de vertegenwoordiger van Ca2 + retentie capaciteit:Resultaten werden uitgedrukt als fluorescentie waarden. Met de extra pulsen van Ca2 + (200 nmols/mg mitochondriale eiwit), de fluorescentie stegen met dubbele boven basislijn met de opening van de mPTP. 5 μM Bongkrekate (BKA), een inhibitor van de omwenteling van Ca2 +-geïnduceerde mPTP opening, of 1 μM atractyloside (ATR), een activator van Ca2 +-geïnduceerde …

Discussion

Hier, beschreven we een eenvoudige en effectieve protocol voor de mitochondriale Ca2 + retentie capaciteit assay en Ca2 +-mitochondriale zwelling assay geactiveerd.

Voor de mitochondriale isolatie, door ervoor te zorgen dat alle materialen en buizen op ijs, zijn met name wanneer de cellen homogenisatie. 0,25% trypsine-EDTA kan ook worden gebruikt om het loskoppelen van de cellen van de schotel voor 5 minuten bij 37 ° C. Na 15 tot 25 lijnen is het noodzakelijk om te obser…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Deze studie werd ondersteund door subsidies verlenen van de uitstaande wetenschapper van Shandong (JQ201421) en de subsidie van NSFC (81371226).

Materials

SH-SY5Y cell line ATCC (The Global Bioresource Center) ATCC Number: CRL-2266
Calcium green-5N Life Technologies c-3737 Ca2+-binding green fluorescent dye
complete protease inhibitors Roche Molecular Biochemicals 4693116001
glass homogenizer Kimble Chase 9885303002
glutamate Sigma-Aldrich RES5063G-A7
malate Sigma-Aldrich 46940-U
rotenone Sigma-Aldrich R8875
HEPES Sigma-Aldrich H3375
MgCl2 Sigma-Aldrich 00457
K2HPO4 Sigma-Aldrich V900050
KCl Sigma-Aldrich P9541
CaCl2 Sigma-Aldrich V900266
Varioskan flash instruments Thermo Scientific IC100E
Bongkrekate Biovision 1820-100
atractyloside Sigma-Aldrich C4992
high-glucose Dulbecco’s modified Eagle medium Hyclone SH30022 4.5 g/L glucose, L-glutamine, without sodium pyruvate
fetal bovine serum Hyclone SV30087
penicillin Sigma-Aldrich P3032
streptomycin Invitrogen 11860-038
BCA assay kit Thermo Scientific NCI3225CH
PBS Hyclone SH30256.01
10 cm cell culture dish NEST 704001

References

  1. Rossi, C. S., Lehninger, A. L. Stoichiometry of respiratory stimulation, accumulation of Ca++ and phosphate, and oxidative phosphorylation in rat liver mitochondria. J Biol Chem. 239 (11), 3971-3980 (1964).
  2. Gunter, T. E., Buntinas, L., Sparagna, G., Eliseev, R., Gunter, K. Mitochondrial calcium transport: mechanisms and functions. Cell Calcium. 28 (5-6), 285-296 (2000).
  3. Crofts, A. R., Chappell, J. B. Calcium Ion Accumulation and Volume Changes of Isolated Liver Mitochondria. Reversal of Calcium Ion-Induced Swelling. Biochem J. 95, 387-392 (1965).
  4. Wojda, U., Salinska, E., Kuznicki, J. Calcium ions in neuronal degeneration. IUBMB Life. 60 (9), 575-590 (2008).
  5. Celsi, F., et al. Mitochondria, calcium and cell death: a deadly triad in neurodegeneration. Biochim Biophys Acta. 1787 (5), 335-344 (2009).
  6. Murphy, A. N., Bredesen, D. E., Cortopassi, G., Wang, E., Fiskum, G. Bcl-2 potentiates the maximal calcium uptake capacity of neural cell mitochondria. Proc Natl Acad Sci U S A. 93 (18), 9893-9898 (1996).
  7. Rajdev, S., Reynolds, I. J. Calcium green-5N, a novel fluorescent probe for monitoring high intracellular free Ca2+ concentrations associated with glutamate excitotoxicity in cultured rat brain neurons. Neurosci Lett. 162 (1-2), 149-152 (1993).
  8. Stout, A. K., Reynolds, I. J. High-affinity calcium indicators underestimate increases in intracellular calcium concentrations associated with excitotoxic glutamate stimulations. Neuroscience. 89 (1), 91-100 (1999).
  9. Bambrick, L. L., et al. Cyclosporin A increases mitochondrial calcium uptake capacity in cortical astrocytes but not cerebellar granule neurons. J Bioenerg Biomembr. 38 (1), 43-47 (2006).
  10. Zhao, K., et al. Cell-permeable peptide antioxidants targeted to inner mitochondrial membrane inhibit mitochondrial swelling, oxidative cell death, and reperfusion injury. J Biol Chem. 279 (33), 34682-34690 (2004).
  11. Muriel, M. P., et al. Mitochondrial free calcium levels (Rhod-2 fluorescence) and ultrastructural alterations in neuronally differentiated PC12 cells during ceramide-dependent cell death. J Comp Neurol. 426 (2), 297-315 (2000).
  12. Allman, R., Hann, A. C., Phillips, A. P., Martin, K. L., Lloyd, D. Growth of Azotobacter vinelandii with correlation of Coulter cell size, flow cytometric parameters, and ultrastructure. Cytometry. 11 (7), 822-831 (1990).
  13. Wiechelman, K. J., Braun, R. D., Fitzpatrick, J. D. Investigation of the bicinchoninic acid protein assay: identification of the groups responsible for color formation. Anal Biochem. 175 (1), 231-237 (1988).
  14. Petronilli, V., Nicolli, A., Costantini, P., Colonna, R., Bernardi, P. Regulation of the permeability transition pore, a voltage-dependent mitochondrial channel inhibited by cyclosporin A. Biochim Biophys Acta. 1187 (2), 255-259 (1994).
  15. Pastorino, J. G., et al. Functional consequences of the sustained or transient activation by Bax of the mitochondrial permeability transition pore. J Biol Chem. 274 (44), 31734-31739 (1999).
  16. Gunter, T. E., Sheu, S. S. Characteristics and possible functions of mitochondrial Ca(2+) transport mechanisms. Biochim Biophys Acta. 1787 (11), 1291-1308 (2009).

Play Video

Cite This Article
Li, W., Zhang, C., Sun, X. Mitochondrial Ca2+ Retention Capacity Assay and Ca2+-triggered Mitochondrial Swelling Assay. J. Vis. Exp. (135), e56236, doi:10.3791/56236 (2018).

View Video