Création d’un modèle de rongeur d’anévrisme de l’aorte abdominale en bloquant adventitiels Vasa Vasorum Perfusion

soin des animaux et des expériences ont été effectuées conformément aux directives de la Hamamatsu Université école de médecine Animal Care Committee au Centre pour la protection des animaux. 1. intervention chirurgicale pour créer le modèle Remarque : Placez les instruments chirurgicaux dans un stérilisateur à billes pour 10 s avant l’opération. Utiliser des gants stériles manière. Rats mâles utilisation pesant de 300 à 400 g. les rats accès à la nourriture et eau ad libitum. Anesthésier le rat inhalation isoflurane (2,0 à 3,0 mL/L). Pour confirmer anesthetization bonne pincée orteil. Se raser les cheveux sur l’abdomen avec un rasoir électrique et frottez l’abdomen avec l’alcool et une solution de povidone-iode. Placer le rat en décubitus dorsal sur la table d’opération. Vétérinaire la pommade sur le rat ' yeux s à prévenir le dessèchement tandis que sous anesthésie. Effectuer une laparotomie avec une incision abdominale médiane ventrale à l’aide d’une paire de ciseaux. Pour garantir un champ clair chirurgical, emballer le contenu abdominal à l’intérieur de la cavité abdominale avec de la gaze stérile à l’aide d’un écarteur de plaie. Pour détacher l’aorte du tissu périvasculaire, doucement ramasser et déchirer le rétropéritoine avec des pincettes pour exposer la paroi aortique et exfolier l’aorte d’anévrisme dans l’espace rétropéritonéal du niveau de la veine rénale gauche à la bifurcation de la tissu périvasculaire ( Figure 1 a). Ligate les vaisseaux ramification de l’aorte abdominale avec une chaîne de soie de 5-0 au sang de bloc d’alimentation à un endroit loin de l’aorte qui ne pas réduire la lumière aortique. Pour bloquer la circulation sanguine aortique, placer les clips vasculaires juste en dessous de l’artère rénale et juste au-dessus de la bifurcation de l’aorte. NOTE : La taille des clips doit être plus grande que le diamètre aortique pour bloquer le flux sanguin complètement. Un temporaire ligature soie 5-0 est également suffisante pour bloquer le débit sanguin au lieu des clips. Similaire à la création d’une hémorragie de points sur la surface de la paroi aortique, coupée la paroi aortique antérieure avec une micro-ciseaux de 5 mm dans la partie distale de l’agrafe aortique, adjacent aux branches de l’artère rénale, d’insérer un cathéter en polyuréthane. Insérer un cathéter en polyuréthane (diamètre 0. 55 mm, diamètre intérieur extérieur 0.37 mm) en utilisant un calibre 24 à demeure à aiguille superficiellement dans l’incision pour évacuer le sang dans l’aorte avec de l’eau. Administrer une seringue de 1 mL remplie d’eau dans le cathéter en polyuréthane et laver le sang restant dans l’aorte avec de l’eau. Après irrigation, retirer le cathéter de l’aorte. Avant d’insérer un cathéter en polyuréthane (diamètre 1. 20 mm, diamètre intérieur extérieur 0,94 mm) à l’aide d’une aiguille de calibre 18 à demeure, couper le cathéter en polyuréthane 10 mm de long ( Figure 1 b). Insérer la coupe totale du cathéter en polyuréthane dans la lumière aortique de l’incision effectuée à l’étape 1.9. Placer le cathéter de 10 mm dans la lumière aortique complètement et repositionner le point médian du cathéter pour correspondre à l’emplacement de l’incision (c’est-à-dire couvrir l’incision avec le cathéter). Réparer l’incision avec des sutures interrompus à l’aide d’une chaîne de monofilament de 8-0 ( Figure 1). Ligaturer l’aorte abdominale à l’aide d’une combinaison de 5-0 chaîne soie et le cathéter en polyuréthane ( Figure 1). NOTE : La lumière aortique peut être maintenue par le cathéter à demeure. Ligaturer l’aorte fermement pour éviter de faire la position du cathéter. Le chirurgien ' noeud s est recommandée, car elle ajoute une touche supplémentaire en attachant le premier lancer du noeud, formant un nœud de pêcheur double, et un tour supplémentaire fournit plus de friction et peut réduire les desserrant. Après la ligature, retirer le clip vasculaire à la bifurcation aortique et ensuite, enlever la pince vasculaire sous l’artère rénale pour restaurer le flux de sang antérograde. Confirmer les pulsations aortiques brute. Fermer l’incision abdominale en deux couches, le péritoine et autres couches, avec une suture en polypropylène de 4-0. Étroitement de suture l’incision pour empêcher un organe mini-reflex. Appliquer lidocaïne topique sur l’incision abdominale. Placez le rat sur un coussin chauffant jusqu’au retour de la conscience. N’abandonnez pas un rat jusqu’à ce qu’il a repris connaissance suffisante pour maintenir le décubitus sternal. Ne retournez pas un rat qui a subi une opération à la compagnie des autres rats jusqu’à ce qu’elle a entièrement récupéré. Surveiller étroitement le rat après l’opération. Injecter un bolus de sérum physiologique (1,0 à 2,0 mL) par voie sous-cutanée, si un rat montre des signes de perte de poids de corps ou de la détresse. Après l’opération, observer le développement de l’évolution temporelle de l’aorte élargie sur un échogramme échographie. Mesure le diamètre maximal de l’intérieur edge vers le bord extérieur de l’aorte abdominale comme décrit 5. 2. Récolte, fixation et Elastica-van Gieson (EVG) coloration vingt-huit jours après l’opération, administrer le pentobarbital de sodium ≥ 100 mg/kg par voie intrapéritonéale pour euthanasier les rats. Fend le rat ' cavités abdominale s sur le ventre. Faire l’incision initiale à l’aide d’un scalpel. Récolter l’anévrisme à l’aide de ciseaux et de placer les aortes récoltés dans du formol 10 % neutre mis en mémoire tampon pendant 24-48 h Remarque : Le chirurgien doit être prudent prévenir les blessures lors de l’exposition de l’anévrisme à l’aorte et d’autres organes. Un organe abdominal élevé doit être observé, indiquant la formation AAA. la figure 2 illustre un in vivo et image ex vivo ; Cet échantillon représentatif d’AAAs n’est pas rompu. Coloration EVG 9 Préparation de solutions Prepare Verhoeff ' hématoxyline s en mélangeant ce qui suit dans l’ordre indiqué : hématoxyline alcoolique 20 mL, chlorure ferrique 10 % 8,0 mL, et soluté iodo-ioduré ' iode s 8 mL. Mélanger la solution entre chaque addition. Cette solution peut être préparée fraîche comme nécessaire. Prepare Van Gieson ' solution s en mélangeant la fuchsine acide 1 % 1 mL et acide picrique saturé 45 mL. Laisser reposer toute la nuit et bien mélanger. Cette solution est stable pendant 2 semaines. Préparer la solution de différenciation (le chlorure ferrique 2 %) en mélangeant 10 % FeCl 3 10 mL dans 40 mL d’eau distillée. Cette solution peut être préparée fraîche comme nécessaire. Hypo 5 % Prepare en dissolvant du thiosulfate de sodium 5,0 g dans 100 mL d’eau distillée. Cette solution est stable pendant 1 an. Procédure de coloration Remarque : voir référence 9 pour plus de détails. Brièvement, hydrater les sections de paraffine fixe des aortes récoltés dans l’eau distillée pour 10 min. Placer les aortes de Verhoeff ' hématoxyline s pour 25 min. laver à l’eau et dip 10 à 30 fois en différenciant la solution (2 % FeCl 3). Rincer à l’eau. Placer à 5 % hypo pendant 1 min. laver à l’eau. Place en Van Gieson ' solution s pendant 5 min. Ordre Dehydrate dans de l’alcool dans ce qui suit : 75 %, 90 %, 95 %, 100 % et 100 % de l’alcool pendant 30 s de chaque. Puis, désactivez dans le xylène pendant 5 minutes, deux fois. Place sur un lamelle couvre-objet avec milieu de montage résineuse. Remarque : les fibres élastiques apparaissent bleu-noir au noir ; noyaux : bleu à blaCK ; collagène : rouge ; et d’autres éléments de tissu : jaune.