Summary

Количественное определение пигментации брюшной полости в<em> Drosophila melanogaster</em

Published: June 01, 2017
doi:

Summary

В этой работе представлен метод быстрого и точного количественного определения абдоминальной пигментации Drosophila melanogaster с использованием цифрового анализа изображений . Этот метод упрощает процедуры регистрации фенотипов и анализа данных и включает в себя установку образца, сбор изображений, извлечение значений пикселей и измерение признаков.

Abstract

Пигментация – это морфологически простая, но очень переменная черта, которая часто имеет адаптивное значение. Он широко использовался как модель для понимания развития и эволюции морфологических фенотипов. Пигментация брюшной полости у Drosophila melanogaster особенно полезна, что позволяет исследователям идентифицировать локусы, лежащие в основе межвидовых и внутривидовых изменений морфологии. До сих пор, однако, брюшная пигментация D. melanogaster в значительной степени анализировалась качественно, за счет скоринга, а не количественно, что ограничивает формы статистического анализа, которые могут быть применены к данным пигментации. Эта работа описывает новую методологию, которая позволяет количественно оценить различные аспекты картины брюшной пигментации у взрослого D. melanogaster . Протокол включает в себя монтаж образцов, захват изображений, извлечение данных и анализ. Все программное обеспечение, используемое для макросъемки и анализа изображенийНаписанный для анализа изображений с открытым исходным кодом. Преимуществом этого подхода является способность точно измерять пигментные черты с использованием методики, которая очень воспроизводима в разных системах визуализации. Хотя эта методика использовалась для измерения вариаций в моделях пигментации трогала у взрослого D. melanogaster , эта методология является гибкой и широко применимой к образцам пигментации в множестве различных организмов.

Introduction

Пигментация показывает огромные фенотипические различия между видами, популяциями и индивидуумами и даже внутри индивидуумов во время онтогенеза 1 , 2 , 3 , 4 , 5 , 6 . Несмотря на многочисленные исследования пигментации у самых разных животных, пигментация, пожалуй, лучше всего изучалась у Drosophila melanogaster , где полная сила молекулярной генетики использовалась для выяснения механизмов развития и физиологии, которые регулируют пигментацию и как эти механизмы развиваются 1 , 6 . Многое известно о генах, которые регулируют биохимический синтез пигментов в D. melanogaster 7 , 8 и генах, которые контролируют временную и пространственную диСтроение этого биосинтеза 9 , 10 , 11 , 12 , 13 . Кроме того, генетическое картирование выявило генетические локусы, лежащие в основе внутри- и межвидовых различий в пигментации у D. melanogaster 14 , 15 , 16 , 17 . Также были изучены взаимосвязи между пигментацией и плейотропными чертами, такими как поведение 18 , 19 и иммунитет 19 , 20 , а также адаптивное значение рисунков пигментации 15 , 21 , 22 . Таким образом, пигментация в D. melanogaster появилась как мощный, но простой mДля разработки и эволюции сложных фенотипов.

Пигментация у взрослых D. melanogaster характеризуется различными формами меланизации по всему телу, особенно на крыльях, спинной грудной клетке и животе. Это пигментация каждой кутикулярной пластины (тергита) на дорзальном животе, однако, которая получила наибольшее внимание для исследования. Значительные различия в этой пигментации ( рис. 1А- Ф) обусловлены как генетическими 17 , 23, так и экологическими 24 , 25 факторами. Кутикула брюшного тергита состоит из передних и задних отделов развития ( рис. 1G ), каждая из которых может быть дополнительно разделена в зависимости от пигментации и орнамента 26 . Передний отдел включает шесть кутикулы(A1-a6), а задний отсек включает три (p1-p3) ( рисунок 1G ). Из них кутикула p1, p2 и a1 обычно складывают под тергитом в невытянутых брюшных полотнах, так что они скрыты. Надежная видимая кутикула характеризуется полосой тяжелой пигментации, здесь называемой «пигментной лентой», состоящей из типов кутикулы a4 (волосатая с умеренными щетинками) и a5 (волосатая с большими щетинками), с задним краем полосы Более интенсивно пигментированный, чем передний край ( рис. 1G ). Перед этой полосой находится область слегка пигментированной волосатой кутикулы, которая имеет щетину назад (а3), но не вперед (а2). Изменение пигментации между мухами наблюдается как в интенсивности пигментации, так и в ширине пигментной полосы. В целом, самые большие изменения в большинстве задних сегментов (брюшные сегменты 5, 6 и 7) и ниже в более передних сегментах (брюшное сечениеПункты 3 и 4) 24 . Кроме того, в пигментации D. melanogaster существует половой диморфизм, причем самцы обычно имеют полностью пигментированные пятый и шестой брюшные тергиты ( рис. 4C ).

В большинстве исследований пигментации брюшной полости у D. melanogaster пигментация рассматривалась как категориальный или ординальный признак, при этом образец качественно измерялся 27 , 28 , 29 или полуколичественно по шкале 14 , 15 , 16 , 17 , 24 , 30 , 31 , 32 , 33 , 34 , 35, 36 , 37 . Эти методы неизбежно страдают от недостатка точности, и поскольку они полагаются на субъективную оценку пигментации, трудно сравнивать данные по исследованиям. Несколько авторов определили пространственные размеры пигментации 38 , 39 , интенсивность пигментации определенного типа кутикулы 23 , 25 , 39 , 40 или среднюю интенсивность пигментации по всему тергиту брюшной полости в целом 41 , 42 , 43 . Тем не менее, эти методы количественной оценки не измеряют как интенсивность, так и пространственное распределение брюшной пигментации одновременно и, следовательно, не фиксируют нюансов о том, как пигментация изменяется в зависимости от abdОминальный тергит. Кроме того, некоторые из этих способов 38 , 41 , 42 , 43 количественного определения требуют вскрытия и монтажа брюшной кутикулы. Это требует много времени и разрушает образец, что делает его недоступным для дополнительного морфологического анализа. По мере углубления понимания развития и развития абдоминальной пигментации потребуются более сложные инструменты для быстрого и точного измерения как пространственного распределения, так и интенсивности пигментации.

Общая цель этого метода заключается в использовании цифрового анализа изображений для получения реплицируемой и более точной меры брюшной пигментации в D. melanogaster . Методология включает три этапа. Во-первых, взрослая муха неразрушающе монтируется и берется цифровое изображение дорзального живота. Во-вторых, используя макрос ImageJ, пользовательОпределяет переднюю заднюю полосу пикселей, которая простирается от передней части кутикулы a2 до задней части кукурузы a5 (зеленая коробка, рисунок 1G ) как на третьем, так и на четвертом брюшных сегментах. Среднее значение пикселя по ширине этой полосы затем извлекается вдоль ее длинной оси, создавая профиль, который фиксирует пространственное распределение и интенсивность пигментации, когда он изменяется от передней к задней части тергита. В-третьих, сценарий R используется для описания профиля пигментации математически с использованием кубического сплайна. Сценарий R затем использует сплайн и его первую и вторую производные для извлечения ширины кутикулы a2-a5, ширины полосы пигмента и максимального и минимального уровней пигментации. Таким образом, этот метод количественно определяет как пространственные характеристики, так и глубину пигментации брюшной полости.

Эта методика количественно определяет пигментацию третьего и четвертого тергитов брюшной полости,Которые были в центре внимания многочисленных предыдущих исследований 1 , 15 , 23 , 24 , 25 , 28 , 33 , 39 , 42 , либо исключительно, либо в сочетании с более поздними тергитами. Хотя и менее переменный, чем пятый и шестой тергиты брюшной полости, третий и четвертый тергиты не полностью пигментированы у самцов, поэтому этот протокол может применяться как для мужчин, так и для женщин. Тем не менее, как показано здесь, протокол может использоваться для измерения пигментации в пятом и шестом брюшных тергитах у женщин. Кроме того, незначительные модификации сценариев, используемых для извлечения характеристик профиля пигментации, должны позволять использовать этот метод для количественной оценки изменения пигментации в широком спектре другихорганизмы.

Protocol

1. Монтаж образцов ПРИМЕЧАНИЕ. Хранить мертвые мухи в 70% этаноле в воде до получения изображений. Залить 10 мл 1,25% агара, растворенного в кипящей воде в чашке Петри 60 мм х 15 мм, и дать ему установить. Под рассекающим микроскопом используйте пару тонкопленочных щип…

Representative Results

Протокол использовался для изучения влияния температуры выращивания на брюшную пигментацию. Предыдущие исследования показали, что увеличение температуры развития приводит к уменьшению распространения брюшной пигментации у нескольких видов дрозофилы , включа…

Discussion

Эта методика позволяет получить точное, быстрое и повторяемое получение данных о пигментации в количественной форме, подходящей для нескольких последующих анализов. Этот метод был использован для получения данных о влиянии температуры на брюшную пигментацию в изогенной линии мух. Од…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Эта работа была профинансирована Национальным научным фондом и предоставила IOS-1256565 и IOS-1557638 AWS. Мы благодарим Патрицию Виткопп и трех анонимных рецензентов за их полезные комментарии к более ранней версии этого документа.

Materials

Dumont #5 Biology Forceps FST 11252-30
Agar Sigma-Aldrich 5040
Dissecting Scope Leica MZ16FA
Base Leica MDG41
Camera Leica DFC280
Gooseneck Cold Light Source Schott ACE 1
Image Acquisition Control Software Micro-Manager v1.3.20 https://micro-manager.org/
Image Analysis Software ImageJ https://imagej.nih.gov/ij/
Data Analysis Software R 3.3.2 https://www.r-project.org/
LED Thor Labs LEDWE-15
Multimeter Fluke Fluke 75 Series II
60 x 15 mm Petri dish Celltreat Scientific Products 229663
Stage micrometer Klarman Rulings, Inc. KR-867

References

  1. Wittkopp, P. J., Beldade, P. Development and evolution of insect pigmentation: Genetic mechanisms and the potential consequences of pleiotropy. Semin. Cell Dev. Biol. 20 (1), 65-71 (2009).
  2. Lindgren, J. Interpreting melanin-based coloration through deep time: a critical review. Proc Roy Soc B-Biol Sci. 282 (1813), (2015).
  3. Kronforst, M. R., Papa, R. The Functional Basis of Wing Patterning in Heliconius Butterflies: The Molecules Behind Mimicry. Genetics. 200 (1), 1-19 (2015).
  4. Albert, N. W., Davies, K. M., Schwinn, K. E. Gene regulation networks generate diverse pigmentation patterns in plants. Plant Signal Behav. 9, e29526 (2014).
  5. Monteiro, A. Origin, development, and evolution of butterfly eyespots. Annu Rev Entomol. 60, 253-271 (2015).
  6. Kronforst, M. R. Unraveling the thread of nature’s tapestry: the genetics of diversity and convergence in animal pigmentation. Pigm Cell Melanoma Res. 25 (4), 411-433 (2012).
  7. Wright, T. R. The genetics of biogenic amine metabolism, sclerotization, and melanization in Drosophila melanogaster. Adv Genet. 24, 127-222 (1987).
  8. True, J. R. Insect melanism: the molecules matter. TREE. 18 (12), 640-647 (2003).
  9. Kopp, A., Duncan, I. Control of cell fate and polarity in the adult abdominal segments of Drosophila by optomotor-blind. Development. 124 (19), 3715-3726 (1997).
  10. Kopp, A., Muskavitch, M. A., Duncan, I. The roles of hedgehog and engrailed in patterning adult abdominal segments of Drosophila. Development. 124 (19), 3703-3714 (1997).
  11. Kopp, A., Blackman, R. K., Duncan, I. Wingless, decapentaplegic and EGF receptor signaling pathways interact to specify dorso-ventral pattern in the adult abdomen of Drosophila. Development. 126 (16), 3495-3507 (1999).
  12. Kopp, A., Duncan, I., Godt, D., Carroll, S. B. Genetic control and evolution of sexually dimorphic characters in Drosophila. Nature. 408 (6812), 553-559 (2000).
  13. Williams, T. M. The regulation and evolution of a genetic switch controlling sexually dimorphic traits in Drosophila. Cell. 134 (4), 610-623 (2008).
  14. Wittkopp, P. J., Williams, B. L., Selegue, J. E., Carroll, S. B. Drosophila pigmentation evolution: divergent genotypes underlying convergent phenotypes. Proc Natl Acad Sci Usa. 100 (4), 1808-1813 (2003).
  15. Brisson, J. A., De Toni, D. C., Duncan, I., Templeton, A. R. Abdominal pigmentation variation in drosophila polymorpha: geographic variation in the trait, and underlying phylogeography. Evolution. 59 (5), 1046-1059 (2005).
  16. Brisson, J. A., Templeton, A. R., Duncan, I. Population genetics of the developmental gene optomotor-blind (omb) in Drosophila polymorpha: evidence for a role in abdominal pigmentation variation. Genetics. 168 (4), 1999-2010 (2004).
  17. Dembeck, L. M. Genetic Architecture of Abdominal Pigmentation in Drosophila melanogaster. PLoS Genet. 11 (5), e1005163 (2015).
  18. Drapeau, M. D., Radovic, A., Wittkopp, P. J., Long, A. D. A gene necessary for normal male courtship, yellow, acts downstream of fruitless in the Drosophila melanogaster larval brain. J Neurobiol. 55 (1), 53-72 (2003).
  19. Hodgetts, R. B., O’Keefe, S. L. Dopa decarboxylase: a model gene-enzyme system for studying development, behavior, and systematics. Annu Rev Entomol. 51, 259-284 (2006).
  20. Marmaras, V. J., Charalambidis, N. D., Zervas, C. G. Immune response in insects: the role of phenoloxidase in defense reactions in relation to melanization and sclerotization. Arch Insect Biochem Physiol. 31 (2), 119-133 (1996).
  21. Kalmus, H. The Resistance to Desiccation of Drosophila Mutants Affecting Body Colour. Proc Roy Soc London B. 130 (859), 185-201 (1941).
  22. Rajpurohit, S., Gibbs, A. G. Selection for abdominal tergite pigmentation and correlated responses in the trident: a case study in Drosophila melanogaster. Biol J Linn Soc. 106 (2), 287-294 (2012).
  23. Pool, J. E., Aquadro, C. F. The genetic basis of adaptive pigmentation variation in Drosophila melanogaster. Mol Ecol. 16 (14), 2844-2851 (2007).
  24. Gibert, P., Moreteau, B., David, J. R. Developmental constraints on an adaptive plasticity: reaction norms of pigmentation in adult segments of Drosophila melanogaster. Evol Dev. 2 (5), 249-260 (2000).
  25. Shakhmantsir, I., Massad, N. L., Kennell, J. A. Regulation of cuticle pigmentation in drosophila by the nutrient sensing insulin and TOR signaling pathways. Dev Dyn. 243 (3), 393-401 (2014).
  26. Struhl, G., Barbash, D. A., Lawrence, P. A. Hedgehog organises the pattern and polarity of epidermal cells in the Drosophila abdomen. Development. 124 (11), 2143-2154 (1997).
  27. Jeong, S., Rokas, A., Carroll, S. B. Regulation of body pigmentation by the Abdominal-B Hox protein and its gain and loss in Drosophila evolution. Cell. 125 (7), 1387-1399 (2006).
  28. Wittkopp, P. J., True, J. R., Carroll, S. B. Reciprocal functions of the Drosophila yellow and ebony proteins in the development and evolution of pigment patterns. Development. 129 (8), 1849-1858 (2002).
  29. True, J. R. Drosophila tan encodes a novel hydrolase required in pigmentation and vision. PLoS Genet. 1 (5), e63 (2005).
  30. David, J. R., Capy, P., Gauthier, J. P. Abdominal pigmentation and growth temperature in Drosophila melanogaster: Similarities and differences in the norms of reaction of successive segments. J Evol Biol. 3 (5-6), (1990).
  31. Gibert, J. M., Peronnet, F., Schlotterer, C. Phenotypic plasticity in Drosophila pigmentation caused by temperature sensitivity of a chromatin regulator network . PLoS Genet. 3 (2), e30 (2007).
  32. Gibert, P., Moreteau, B., Scheiner, S. M. Phenotypic plasticity of body pigmentation in Drosophila: correlated variations between segments. Genet Sel Evol. 30 (2), 181 (1998).
  33. Matute, D. R., Harris, A. The influence of abdominal pigmentation on desiccation and ultraviolet resistance in two species of Drosophila. Evolution. 67 (8), 2451-2460 (2013).
  34. Das, A., Mohanty, S., Parida, B. Abdominal pigmentation and growth temperature in Indian Drosophila melanogaster: Evidence for genotype-environment interaction. J Biosci. 19 (2), 267-275 (1994).
  35. Hollocher, H., Hatcher, J. L., Dyreson, E. G. Evolution of abdominal pigmentation differences across species in the Drosophila dunni subgroup. Evolution. 54 (6), 2046-2056 (2000).
  36. Gibert, P., Moreteau, B., David, J. R. Phenotypic plasticity of body pigmentation in Drosophila melanogaster: genetic repeatability of quantitative parameters in two successive generations. Heredity. 92 (6), 499-507 (2004).
  37. Carbone, M. A., Llopart, A., deAngelis, M., Coyne, J. A., Mackay, T. F. Quantitative trait loci affecting the difference in pigmentation between Drosophila yakuba and D. santomea. Genetics. 171, 211-225 (2005).
  38. Kopp, A., Graze, R. M., Xu, S., Carroll, S. B., Nuzhdin, S. V. Quantitative trait loci responsible for variation in sexually dimorphic traits in Drosophila melanogaster. Genetics. 163 (2), 771-787 (2003).
  39. Bastide, H., Yassin, A., Johanning, E. J., Pool, J. E. Pigmentation in Drosophila melanogaster reaches its maximum in Ethiopia and correlates most strongly with ultra-violet radiation in sub-Saharan Africa. BMC Evol Biol. 14, 179 (2014).
  40. Rebeiz, M., Pool, J. E., Kassner, V. A., Aquadro, C. F., Carroll, S. B. Stepwise modification of a modular enhancer underlies adaptation in a Drosophila population. Science. 326 (5960), 1663-1667 (2009).
  41. John, A. V., Sramkoski, L. L., Walker, E. A., Cooley, A. M., Wittkopp, P. J. Sensitivity of Allelic Divergence to Genomic Position: Lessons from the Drosophila tan Gene. G3. 6 (9), 2955-2962 (2016).
  42. Wittkopp, P. J. Local adaptation for body color in Drosophila americana. Heredity. 106 (4), 592-602 (2011).
  43. Wittkopp, P. J. Intraspecific polymorphism to interspecific divergence: genetics of pigmentation in Drosophila. Science. 326 (5952), 540-544 (2009).
  44. Edelstein, A. D. Advanced methods of microscope control using µManager software. Journal of Biological Methods. 1 (2), e10 (2014).
  45. . ImageJ v.1.50i Available from: https://imagej.nih.gov/ij/ (2016)
  46. Mims, F. M. How to Use LEDs to Detect Light. Make:. 36, 136-138 (2013).
  47. R: Language and Environment for Statistical Computing v.3.3.2. R Foundation for Statistical Computing Available from: https://www.r-project.org/ (2016)
  48. Bates, D., Machler, M., Bolker, B. M., Walker, S. C. Fitting Linear Mixed-Effects Models Using lme4. Journal of Statistical Software. 67 (1), 1-48 (2015).
  49. Shingleton, A. W., Estep, C. M., Driscoll, M. V., Dworkin, I. Many ways to be small: different environmental regulators of size generate distinct scaling relationships in Drosophila melanogaster. Proc Roy Soc Lond B Biol Sci. 276 (1667), 2625-2633 (2009).
  50. French, V., Feast, M., Partridge, L. Body size and cell size in Drosophila: the developmental response to temperature. J Insect Physiol. 44 (11), 1081-1089 (1998).
  51. Houle, D., Govindaraju, D. R., Omholt, S. Phenomics: the next challenge. Nat Rev Genet. 11 (12), 855-866 (2010).
  52. Kültz, D. New frontiers for organismal biology. BioSci. 63 (6), 464-471 (2013).

Play Video

Cite This Article
Saleh Ziabari, O., Shingleton, A. W. Quantifying Abdominal Pigmentation in Drosophila melanogaster. J. Vis. Exp. (124), e55732, doi:10.3791/55732 (2017).

View Video