Detección y visualización de los complejos de proteínas inducidos por daño de ADN en cultivos de células en suspensión usando el ensayo de ligación de proximidad

El daño del ADN desencadena una serie altamente regulada de eventos que implican interacciones proteína-proteína y modificaciones postraduccionales que garantizan la rápida y eficiente reparación del ADN, salvaguardando así la integridad genómica ¹ . Típicamente, la reparación del ADN se estudia en las células expuestas a la radiación ionizante mediante el control de la formación de los llamados focos inducidos por la radiación ionizante (IRIF) mediante microscopía de fluorescencia (confocal). Muchas proteínas de ADN de detección de daños y el ADN de ADN forman IRIFs, que representan complejos de proteínas que se nuclean en sitios de cromatina que sufren daño del ADN ^{2 , 3} . La localización y resolución de los IRIF a lo largo del tiempo proporciona una visión importante de la organización espaciotemporal de la reparación del ADN y puede indicar la participación de diferentes vías de reparación del ADN. La naturaleza del daño del ADN y la etapa del ciclo celular en la que se produce el daño determina qué vía de reparación del ADN está activada. Para R, en las células que participan activamente en la replicación del ADN (fase S), la recombinación homóloga (HR) es la vía dominante de reparación del ADN, mientras que en las células en la fase G1 o G2 / M del ciclo celular, Predomina la vía de reparación homóloga de unión final (NHEJ). Uno de los eventos más tempranos después del daño en el ADN es la activación de las cinasas sensibles al daño del ADN Ataxia Telangiectasia-proteína mutada (ATM), que es principalmente activa en las fases G1 y G2 / M del ciclo celular y regula NHEJ, Y Ataxia Telangiectasia y proteína relacionada con Rad3 (ATR), que actúa en la fase S mediante la activación de la FC. Ambos ATM y ATR son muy pleiotrópicos quinasas que phosphorylate muchas proteínas que están involucrados en la reparación del ADN, la muerte celular y la supervivencia [ ^4] . Se ha demostrado que ambas quinasas fosforilan y activan la proteína supresora de tumores p53 después de la exposición al estrés genotóxico, lo que indica que estas quinasas son mediadores aguas arriba de un eje pivotante de señalización supresora de tumores"Xref"> 5 ^{, 6} .

La formación y composición de los IRIF se evalúa típicamente determinando la co-localización de diferentes proteínas usando tinción de inmunofluorescencia de doble color y microscopía, sin embargo, no todas las proteínas que forman parte de los complejos de proteínas de reparación forman IRIFs, lo que limita la aplicabilidad de este enfoque. Por otra parte, la microscopía de inmunofluorescencia (confocal) está limitada por las propiedades de difracción de la luz, dando como resultado una resolución espacial bastante pobre de aproximadamente 200-300 nm, que excede el tamaño de la mayoría de las estructuras subcelulares, lo que esencialmente prohíbe la interrogación directa de interacciones proteína-proteína en El nivel molecular. Como tal, la co-localización de patrones de tinción de inmunofluorescencia como detectado por microscopía de fluorescencia (confocal) no es necesariamente indicativo de interacciones directas proteína-proteína. Recientemente, se han desarrollado nuevas tecnologías de super-resolución, tales como estructuras tridimensionales(3D-SIM) ⁷ , que se utilizó con éxito para estudiar la formación de 53BP1 y BRCA1 IRIF a escala nanométrica, revelando las características de distribución espacial de estas proteínas que no pudieron ser detectadas por microscopía confocal de barrido láser ⁸ .

Varios otros métodos se pueden utilizar para detectar interacciones proteína-proteína in vivo , tales como co-immunoprecipitation, pull-down métodos y la levadura dos híbridos enfoques de selección. Sin embargo, estas técnicas son bastante engorrosas, requieren grandes cantidades de células o proteínas o implican sobreexpresión de proteínas, lo que introduce artefactos experimentales. Más recientemente, se ha desarrollado una técnica novedosa que permite la visualización y cuantificación de interacciones proteína-proteína in situ ( es decir, en células y en tejidos), que se denomina Ensayo de Ligación de Proximidad (PLA) 9,10. PrLos anticuerpos inmunes que reconocen dos proteínas de interés se detectan mediante anticuerpos secundarios que están conjugados con oligonucleótidos (denominadas sondas PLA). Si los dos anticuerpos secundarios diferentes están suficientemente cerca debido a interacciones entre las proteínas reconocidas por los anticuerpos primarios, los oligonucleótidos conjugados hibridan y pueden ligarse para formar un sustrato de ADN circular cerrado. Este sustrato circular se amplifica posteriormente mediante amplificación en círculo rodante y se visualiza con oligonucleótidos complementarios conjugados con fluorocromo. Utilizando PLA, la localización subcelular de la interacción proteína-proteína se conserva como el producto de amplificación de círculo rodante rotulado fluorescentemente sigue unido a las sondas PLA. La resolución de este ensayo es <50 nm, basada en el hallazgo de que el diámetro de un anticuerpo es de aproximadamente 7-10 nm ¹¹ . La amplificación del círculo rodante sólo puede tener lugar en caso de que dos pares de anticuerpos (primario + seconDario) interactúan físicamente dentro del perímetro que se define por su tamaño (10 + 10 + 10 + 10 = 40 nm). La etapa de amplificación de señal aumenta la sensibilidad del ensayo de PLA y permite la detección de interacciones de proteínas apenas expresadas. El PLA genera patrones puntuales de señales semejantes a focos que pueden ser cuantificados en una base por célula, por lo que se puede evaluar la variación intra e intercelular en las interacciones proteína-proteína.

La formación y composición de complejos de reparación de ADN y IRIFs se estudia principalmente en líneas celulares adherentes tales como la línea de células epiteliales de osteosarcoma de hueso humano U2OS, la línea de células de riñón embrionario humano HEK293 y la línea de células epiteliales de pigmento retiniano RPE-1, Creciente y fácil de transfectar. Los cultivos de células en suspensión, tales linfocitos linfoides y mieloides, se usan menos frecuentemente, ya que son menos susceptibles de transfección y generalmente no se adhieren a cubreobjetos, lo queEps para imágenes. La resolución del daño del ADN es sin embargo muy relevante en el contexto de malignidades linfoides y mieloides, ya que la respuesta de daño del ADN es frecuentemente afectada por aberraciones genómicas (conductor) en estos tumores, desempeñando un papel fundamental en la transformación maligna de linfoides y mieloides normales Progenitor) ^{12 , 13 , 14} .

Este protocolo describe cómo PLA se puede utilizar para evaluar y cuantificar las interacciones proteína-proteína después de la inducción del daño del ADN en cultivos celulares en suspensión. En este caso, el PLA se realiza para determinar y visualizar las interacciones entre ATM y p53 sobre el daño del ADN en células de leucemia de células B humanas que se induce a someterse a una fase G1-ciclo de detención del ciclo. De nota, el protocolo presentado aquí no se limita a estudiar ATM y p53 interacciones en G1-detenido leucemia células, pero también se puede utilizar para visualizar otros proteína interacción proteínaEn varios tipos de células y cultivos de células en suspensión.