Summary

Medición de la lipólisis estimulada por Basal y Forskolin en las almohadillas de grasa adiposa inguinal

Published: July 21, 2017
doi:

Summary

Este protocolo describe el método para determinar la lipólisis basal y estimulada por forskolina en almohadillas de grasa inguinal obtenidas de dieta normal de chow (NCD) o dieta con alto contenido de grasa (HFD) ± capsaicina alimentada con ratones de tipo salvaje. Como índice para la lipólisis, la liberación de glicerol se midió a partir de almohadillas de grasa adiposa inguinal.

Abstract

La lipólisis es un proceso mediante el cual el lípido almacenado como triglicéridos en los tejidos adiposos se hidroliza en glicerol y ácidos grasos. Este artículo describe el método para la medición de la lipolisis estimulada basal y forskolin (FSK) en las almohadillas de grasa inguinal aisladas de ratones de tipo salvaje alimentados con dieta normal de chow (NCD), dieta con alto contenido de grasa (HFD) % De capsaicina (CAP, transitorio receptor potencial vanilloid subfamilia 1 (TRPV1) agonista) durante 32 semanas. El método descrito aquí para realizar la lipólisis ex vivo se adopta a partir de Schweiger et al. 1 Presentamos un protocolo detallado para medir los niveles de glicerol mediante espectrofotometría UV-Visible (UV / VIS). El método descrito aquí puede utilizarse para aislar con éxito almohadillas de grasa inguinal para mediciones de lipólisis para obtener resultados consistentes. El protocolo descrito para almohadillas de grasa inguinal se puede extender fácilmente para medir la lipólisis en otros tejidos.

Introduction

Los tejidos adiposos almacenan la energía como grasa 2 y la oxidación de ácidos grasos es necesaria para la termogénesis 3 , 4 . Los ácidos grasos ingeridos a través de las dietas se empaquetan junto con apoproteínas en quilomicrones y entregado a diferentes tejidos en el cuerpo a través de la circulación sanguínea. Aunque la mayoría de las células del cuerpo almacenan una reserva de energía, el tejido adiposo almacena el exceso de energía como grasa 5 , 6 . La lipólisis en el tejido adiposo está regulada por procesos complejos y los detalles moleculares de la lipólisis siguen siendo vagos 7 .

La lipólisis es un proceso por el cual los triglicéridos (TGL) almacenados en el tejido adiposo son hidrolizados para producir glicerol y ácidos grasos (FA) por la enzima grasa triglicérida adiposa (ATGL) 8 . Alteraciones en la lipolisis basal y estimulada es una característica de la obesidad. El bAsal está regulada por la activación 9 de ATGL, que convierte TGL en diacilglicerol (DAG), que posteriormente se hidroliza en monoacilglicerol (MAG). La activación de la lipasa sensible a las hormonas (HSL) a través de la adenilil ciclasa activa la estimulación de la proteína quinasa A (PKA) dependiente del adenosina monofosfato cíclico (cAMP) y provoca la lipólisis. La medición de la lipólisis, basal y estimulada, es, por lo tanto, importante para analizar la actividad de las proteínas implicadas en este proceso. También, desentrañar la regulación molecular de la lipólisis puede ser beneficioso para desarrollar nuevas estrategias terapéuticas contra la obesidad [ 10] . Dado que las moléculas que estimulan la lipólisis y la oxidación de ácidos grasos son potenciales candidatos para disminuir las grasas almacenadas en los depósitos, es importante emplear un ensayo robusto para la reproducibilidad.

Los datos publicados anteriormente sugieren que la activación de la proteína TRPV1 expresada en tejido adiposo blanco por CAP mejorada basalY FSK (activador de adenilil ciclasa) lipólisis estimulada en almohadillas de grasa inguinal [ 11] . La investigación anterior también sugiere que la activación a largo plazo de TRPV1 por PAC activa PKA [ 12] . Puesto que la activación de la PKA estimula la lipólisis 13 , 14 , la medición de la lipólisis estimulada basal y dependiente de PKA en almohadillas de grasa inguinal aisladas de ratones alimentados con NCD o HFD (± CAP) después de 32 semanas de alimentación de las dietas respectivas validará el papel de TRPV1 Activación en la lipólisis.

Este artículo describe un método eficiente para determinar la lipolisis basal y estimulada. Aunque existen otros métodos que emplean isótopos radiactivos de glicerol y una cromatografía líquida de alto rendimiento tediosa o cromatografía de gases / espectrometría de masas para las mediciones 15 , 16 , este método ofrece una forma más directa, simple y rentableTécnica para determinar la lipólisis en tejidos adiposos.

Protocol

Todos los protocolos siguen las directrices de cuidado de animales de la Universidad de Wyoming. 1. Vivienda y Alimentación Animal NOTA: Los ratones machos adultos de tipo salvaje (C57BL / 6) (de 12 a 24 semanas de edad) fueron criados en el centro para animales de investigación de acuerdo con los protocolos aprobados por el Comité de Uso y Cuidado de Animales Institucionales (IACUC). A partir de la semana 6 de edad, casa ratones en grupos de cuatro…

Representative Results

Para evaluar el efecto de la CAP sobre la lipólisis basal y estimulada, esta investigación midió la lipólisis en almohadillas de grasa adiposa inguinal aisladas de ratones de tipo salvaje alimentados con NCD o HFD (± CAP). Los resultados representativos de la lipolisis basal y estimulada por FSK para las almohadillas de grasa inguinal se dan en la Tabla I. La liberación de glicerol basal y estimulada por FSK en presencia de Triacsina C, que inhibe acil coA sintetas…

Discussion

El proceso de degradación de TGL en glicerol y ácidos grasos es catalizada por ATGL 9 durante la lipólisis basal y orquestada por una serie de proteínas, incluyendo la activación de la adenilil ciclasa / PKA dependiente vía durante la lipolisis estimulada [ 21 , 22 , 23] . Aumento de la lipólisis aumenta los niveles plasmáticos de ácidos grasos para el transporte y el uso de energía [ <sup clas…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Este trabajo fue apoyado por el Premio de la AHA N º 15BGIA23250030, el Instituto Nacional de Ciencias Médicas Generales de los NIH bajo el número de adjudicación 8P20 GM103432-12 y la Universidad de Wyoming Beca de la Facultad de Ayuda a BT.

Materials

Capsaicin Sigma, USA M2028 TRPV1 agonist
Forskolin Sigma, USA F6886 Adenylyl cyclase activator
DMEM GE healthcare and life sciences, UT, USA SH30081.01
High fat diet Research diets, New Brunswick, USA D12492 Abbreviated as HFD
Tris Amresco, USA O497
Sodium chloride Thermofisher Scientific BP358-212
Sodium deoxycholate Sigma, USA D6750
Dithiothreitol Sigma, USA D9163
Sodium orthovanadate Sigma, USA S6508
Protease inhibitor cocktail Sigma, USA P8340
Free Glycerol reagent Sigma USA F6428
DMSO Sigma, USA D8779
Triacsin C Sigma, USA T4540 Acyl CoA transferase inhibitor
Bovine serum albumin Sigma, USA A7030
Chloroform Sigma Aldrich 31998-8
Methanol Thermofisher Scientific, USA A412-1
Sodium hydroxide Amresco, USA O583
Sodium dodecyl sulfate Sigma, USA L3371
Bicinchoninic acid reagent Sigma, USA BCA1-1KT
UV-VIS Spectrophotometer Pharmacia Biotech, NJ, USA Ultrospec 2000
Normal chow diet Labdiet.com 500I abreviated as NCD
C57BL/6 mice Jackson Laboratory, CT, USA Stock number000664 wild type mice
Parafilm Heathrow Scientific, USA HS 234526A
Glycerol standard Sigma, USA G7793

References

  1. Schweiger, M., et al. Measurement of lipolysis. Methods Enzymol. 538, 171-193 (2014).
  2. Coelho, M., Oliveira, T., Fernandes, R. Biochemistry of adipose tissue: an endocrine organ. Arch Med Sci. 9 (2), 191-200 (2013).
  3. Richard, D., Picard, F. Brown fat biology and thermogenesis. Front Biosci (Landmark Ed). 16, 1233-1260 (2011).
  4. Barquissau, V., et al. White-to-brite conversion in human adipocytes promotes metabolic reprogramming towards fatty acid anabolic and catabolic pathways. Mol Metab. 5 (5), 352-365 (2016).
  5. Rodriguez, A., Ezquerro, S., Mendez-Gimenez, L., Becerril, S., Fruhbeck, G. Revisiting the adipocyte: a model for integration of cytokine signaling in the regulation of energy metabolism. Am J Physiol Endocrinol Metab. 309 (8), E691-E714 (2015).
  6. Giordano, A., Smorlesi, A., Frontini, A., Barbatelli, G., Cinti, S. White, brown and pink adipocytes: the extraordinary plasticity of the adipose organ. Eur J Endocrinol. 170 (5), R159-R171 (2014).
  7. Langin, D. Adipose tissue lipolysis as a metabolic pathway to define pharmacological strategies against obesity and the metabolic syndrome. Pharmacol Res. 53 (6), 482-491 (2006).
  8. Zimmermann, R., Lass, A., Haemmerle, G., Zechner, R. Fate of fat: the role of adipose triglyceride lipase in lipolysis. Biochim Biophys Acta. 1791 (6), 494-500 (2009).
  9. Miyoshi, H., Perfield, J. W., Obin, M. S., Greenberg, A. S. Adipose triglyceride lipase regulates basal lipolysis and lipid droplet size in adipocytes. J Cell Biochem. 105 (6), 1430-1436 (2008).
  10. Kolditz, C. I., Langin, D. Adipose tissue lipolysis. Curr Opin Clin Nutr Metab Care. 13 (4), 377-381 (2010).
  11. Baskaran, P., Krishnan, V., Ren, J., Thyagarajan, B. Capsaicin induces browning of white adipose tissue and counters obesity by activating TRPV1 channel-dependent mechanisms. Br J Pharmacol. 173 (15), 2369-2389 (2016).
  12. Yang, D., et al. Activation of TRPV1 by dietary capsaicin improves endothelium-dependent vasorelaxation and prevents hypertension. Cell Metab. 12 (2), 130-141 (2010).
  13. Ding, L., et al. Reduced lipolysis response to adipose afferent reflex involved in impaired activation of adrenoceptor-cAMP-PKA-hormone sensitive lipase pathway in obesity. Sci Rep. 6, 34374 (2016).
  14. Ohyama, K., et al. A combination of exercise and capsinoid supplementation additively suppresses diet-induced obesity by increasing energy expenditure in mice. Am J Physiol Endocrinol Metab. 308 (4), E315-E323 (2015).
  15. Beylot, M., Martin, C., Beaufrere, B., Riou, J. P., Mornex, R. Determination of steady state and nonsteady-state glycerol kinetics in humans using deuterium-labeled tracer. J Lipid Res. 28 (4), 414-422 (1987).
  16. Gilker, C. D., Pesola, G. R., Matthews, D. E. A mass spectrometric method for measuring glycerol levels and enrichments in plasma using 13C and 2H stable isotopic tracers. Anal Biochem. 205 (1), 172-178 (1992).
  17. Baskaran, P., et al. TRPV1 activation counters diet-induced obesity through sirtuin-1 activation and PRDM-16 deacetylation in brown adipose tissue. Int J Obes (Lond). , (2017).
  18. Smith, N. C., Fairbridge, N. A., Pallegar, N. K., Christian, S. L. Dynamic upregulation of CD24 in pre-adipocytes promotes adipogenesis. Adipocyte. 4 (2), 89-100 (2015).
  19. Schweiger, M., et al. Measurement of lipolysis. Methods Enzymol. 538, 171-193 (2014).
  20. Duncan, R. E., Ahmadian, M., Jaworski, K., Sarkadi-Nagy, E., Sul, H. S. Regulation of lipolysis in adipocytes. Annu Rev Nutr. 27, 79-101 (2007).
  21. Ahmadian, M., Duncan, R. E., Sul, H. S. The skinny on fat: lipolysis and fatty acid utilization in adipocytes. Trends Endocrinol Metab. 20 (9), 424-428 (2009).
  22. Jaworski, K., Sarkadi-Nagy, E., Duncan, R. E., Ahmadian, M., Sul, H. S. Regulation of triglyceride metabolism. IV. Hormonal regulation of lipolysis in adipose tissue. Am J Physiol Gastrointest Liver Physiol. 293 (1), G1-G4 (2007).
  23. Jeppesen, J., Kiens, B. Regulation and limitations to fatty acid oxidation during exercise. J Physiol. 590 (5), 1059-1068 (2012).
  24. Nakamura, M. T., Yudell, B. E., Loor, J. J. Regulation of energy metabolism by long-chain fatty acids. Prog Lipid Res. 53, 124-144 (2014).
  25. Murray, A. J., Panagia, M., Hauton, D., Gibbons, G. F., Clarke, K. Plasma free fatty acids and peroxisome proliferator-activated receptor alpha in the control of myocardial uncoupling protein levels. Diabetes. 54 (12), 3496-3502 (2005).
  26. Barbera, M. J., et al. Peroxisome proliferator-activated receptor alpha activates transcription of the brown fat uncoupling protein-1 gene. A link between regulation of the thermogenic and lipid oxidation pathways in the brown fat cell. J Biol Chem. 276 (2), 1486-1493 (2001).
  27. Leung, F. W. Capsaicin as an anti-obesity drug. Prog Drug Res. 68, 171-179 (2014).
  28. Hursel, R., Westerterp-Plantenga, M. S. Thermogenic ingredients and body weight regulation. Int J Obes (Lond). 34 (4), 659-669 (2010).
  29. Kang, J. H., et al. Dietary capsaicin reduces obesity-induced insulin resistance and hepatic steatosis in obese mice fed a high-fat diet. Obesity (Silver Spring). 18 (4), 780-787 (2010).
  30. Winkler, B., Steele, R., Altszuler, N. Relationship of glycerol uptake to plasma glycerol concentration in the normal dog. Am J Physiol. 216 (1), 191-196 (1969).
  31. Dugan, C. E., Cawthorn, W. P., MacDougald, O. A., Kennedy, R. T. Multiplexed microfluidic enzyme assays for simultaneous detection of lipolysis products from adipocytes. Anal Bioanal Chem. 406 (20), 4851-4859 (2014).

Play Video

Cite This Article
Baskaran, P., Thyagarajan, B. Measurement of Basal and Forskolin-stimulated Lipolysis in Inguinal Adipose Fat Pads. J. Vis. Exp. (125), e55625, doi:10.3791/55625 (2017).

View Video