Apresenta-se um protocolo para a utilização do método de coloração de Golgi-Cox em secções do cérebro de espessura, a fim de visualizar os neurónios com árvores dendriticas longos contidos dentro de amostras de tecidos individuais. Duas variantes deste protocolo são também apresentados que envolvem cresilo contracoloração violeta, e a congelação dos cérebros não transformadas, para o armazenamento a longo prazo.
O método de Golgi-Cox neurónio de coloração foi utilizado para mais de duzentos anos para avançar a nossa compreensão dos neurónios morfologia dentro de amostras de cérebro histológicos. Embora seja preferível do ponto de vista prático para preparar secções de cérebro na maior espessura possível, a fim de aumentar a probabilidade de identificação de neurónios corados que estão totalmente contidos no interior de secções individuais, esta abordagem é limitada a partir de um ponto de vista técnico pela distância de trabalho de alta -magnification objetivos microscópio. Relatamos aqui um protocolo para corar neurónios usando o método de Golgi-Cox em secções de cérebro de rato que são cortadas a 500 de espessura? M, e de visualizar os neurónios em toda a profundidade destas secções utilizando um microscópio vertical equipado com uma alta resolução de 30X 1,05 NA silicone objectiva de imersão em óleo que tem uma distância de trabalho de 800? m. Nós também relatam duas variantes úteis deste protocolo que pode ser empregue para a superfície de contracoloraçãomontadas secções de cérebro com o corante de Nissl violeta de cresilo, ou a congelar cérebros inteiros para armazenamento a longo prazo antes de seccionamento e o processamento final. O protocolo principal e as suas duas variantes produzir secções de cérebro de espessura coradas, ao longo da qual árvores neurónio dendríticas completos e espinhos dendríticos podem ser fiavelmente visualizadas e quantificadas.
A visualização dos neurónios individuais dentro de amostras de tecido permite a análise in si tu de características morfológicas de neurónios, que tem avançado de forma significativa a nossa compreensão do cérebro e como ela pode ser influenciada pela doença endógeno ou factores ambientais exógenos. O método de coloração de Golgi-Cox é um meio eficaz em termos de custos, relativamente simples de marcação de uma amostra aleatória de neurónios no cérebro. Primeiro desenvolvido por Golgi 1 e modificado por Cox 2 em 1800, os investigadores têm refinado ainda mais esta técnica ao longo dos anos para produzir neurónios claras, bem corados que podem ser utilizados para visualizar e quantificar tanto morfologia árvore dendrítica e densidade da coluna 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9.
Uma consideração importante técnica para a visualização dos neurónios corados nas secções do cérebro é a espessura máxima fatia, que é limitada pela distância de trabalho de objectivos disponíveis de elevada ampliação / de alta resolução de microscópio. objetivos de imersão em óleo comuns no 60 – 100X intervalo fornece excelente resolução, mas são limitados por suas distâncias de trabalho que são tipicamente não superior a 200 mm. Secções cerebrais cortados no pm gama 200 pode ser adequado para visualizar certos tipos neuronais que podem estar contidos dentro desta espessura da fatia, por exemplo, neurónios piramidais em camadas superficiais do córtex cerebral de 10, 11, 12, neurónios piramidais na região CA1 do hipocampo 13, 14, e as células granulares no giro dentado do hipocampo 15. Neurônios com relativamente mais longoárvores dendriticas, tais como os neurónios piramidais em camadas profundas do córtex cerebral que para o rato pode estender-se mais do que 800 um a partir do corpo da célula 16, proporcionam uma maior desafio porque os cérebros teriam de ser seccionados com um ângulo ideal para conter toda a árvore de dendrite dentro de 200? m fatias. Isso pode até não ser viável se um dendrite ou qualquer de seus ramos se estendem na direção rostral ou caudal. Embora seja possível para resolver esta limitação, traçando um neurônio em várias seções cerebrais adjacentes, esta abordagem apresenta um desafio técnico significativo em alinhar as secções com precisão para rastrear 17. Uma abordagem mais prática seria para visualizar os neurónios inteiras contidos dentro de secções do cérebro que são cortadas a uma espessura maior.
Relatamos aqui uma técnica para corar neurónios dentro 400-500 seces cerebrais de espessura de ratinhos, utilizando o método de Golgi-Cox, e para visualizar a sua morphology usando uma objectiva de silício de imersão em óleo de alta resolução que tem uma distância de trabalho de 800? m. A impregnação e o processamento do protocolo de Golgi-Cox que descrevemos é modificado a partir de um dos protocolos mais modernos-citados na literatura 6. A nossa abordagem com secções de cérebro de espessura proporciona a vantagem de aumentar a probabilidade de identificação de neurónios de qualquer tipo dos que são totalmente contida dentro da secção. Em adição ao protocolo principal, que também apresentam duas variações que fornecem vantagens únicas: (1) a coloração de Golgi-Cox com o contra-corante violeta de cresilo na superfície de secções montadas, de modo a definir os limites de regiões do cérebro e para identificar camadas da córtex cerebral, e (2) a coloração de Golgi-Cox com um passo de congelação intermédia para o armazenamento de longo prazo de impregnados cérebros inteiros antes do corte e o processamento final.
Descrevemos aqui um protocolo de coloração de Golgi-Cox, juntamente com duas variantes úteis para visualizar os neurónios do cérebro dentro de secções espessas. Como mostrado nos resultados representativos, a utilização de uma objectiva de alta resolução que tem uma longa distância 800? M de trabalho permite a visualização dos neurónios de confiança inteiras ao longo da profundidade das secções de cérebro cortadas em 500 mm. Este estudo de secções de cérebro relativamente espessas aumenta a probabi…
The authors have nothing to disclose.
Este trabalho foi apoiado por uma bolsa Discovery para CDCB das Ciências Naturais e Engenharia do Conselho de Investigação do Canadá (NSERC), um Fundo de Líderes concessão infraestrutura de pesquisa John R. Evans para CDCB da Fundação Canadense para a Inovação (CFI número do projeto 30381), e por uma Descoberta Grant para NJM de NSERC. ELL foi apoiado por uma bolsa de estudo Ontário Pós-graduação e por uma bolsa de estudo OVC do Ontario Veterinary College da Universidade de Guelph. CDS foi apoiado por uma Graduação Student Research Assistantship de NSERC. ALM foi apoiado por uma bolsa de estudo Alexander Graham Bell do NSERC e por uma bolsa de estudo OVC do Ontario Veterinary College da Universidade de Guelph.
potassium dichromate | Fisher Scientific | P188-100 | Hazardous |
potassium chromate | Fisher Scientific | P220-100 | Hazardous |
mercuric chloride | Fisher Scientific | S25423 | Hazardous |
Whatman grade 1 filter paper | Fisher Scientific | 1001-185 | |
isoflurane | Pharmaceutical Partners of Canada | CP0406V2 | |
20 mL scintillation vial | Fisher Scientific | 03-337-4 | |
sucrose | Bioshop Canada | SUC700.1 | |
sodium phosphate monobasic | Sigma Aldrich | S5011-500G | |
sodium phosphate dibasic | Sigma Aldrich | S9390-500G | |
50 mL conical tube | Fisher Scientific | 12-565-271 | |
isopentane | Fisher Scientific | AC126470010 | also known as 2-methylbutane. Hazardous |
agar | Sigma Aldrich | A1296-100G | |
small weigh dish | Fisher Scientific | 02-202-100 | |
vibratome | Leica | VT1000 S | |
6 well tissue culture plates | Fisher Scientific | 08-772-1b | |
mesh bottom tissue culture inserts | Fisher Scientific | 07-200-214 | |
paraformadelhyde, 16% | Electron Microscope Sciences | 15710-S | Hazardous |
ammonium hydroxide | Fisher Scientific | A669S-500 | Hazardous |
Kodak Fixative A | Sigma Aldrich | P7542 | |
superfrost plus slides | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
CitroSolv clearing agent | Fisher Scientific | 22-143-975 | |
anhydrous ethyl alcohol | Commercial Alcohols | N/A | |
cresyl violet | Sigma Aldrich | C1791 | |
permount | Fisher Scientific | SP15-100 | |
upright microscope | Olympus | BX53 model | |
colour camera, 12 bit | MBF Biosciences | DV-47d | QImaging part 01-MBF-2000R-F-CLR-12 |
three-dimensional motorized microscope stage, controller and enoders | MBF Biosciences | N/A | Supplied and integrated with microscope by MBF Biosciences |
4x microscope objective | Olympus | 4x 0.16 N.A. UplanSApo | |
10x microscope objective | Olympus | 10x 0.3 N.A. UPlan FL N | |
30x microscope objective | Olympus | 30x 1.05 N.A. UPlanSApo | |
60x microscope objective | Olympus | 60x 1.42 N.A. PlanAPO N | |
silicone immersion oil | Olympus | Z-81114 | |
Neurolucida software | MBF Biosciences | Version 10 | |
ImageJ software | U. S. National Institutes of Health | Current version | With the OME Bio-Formats plugin installed |
Photoshop software | Adobe | version CS6 |