Presentiamo un protocollo secondo il metodo di colorazione Golgi-Cox in sezioni di cervello spesse, per visualizzare neuroni con lunghi alberi dendritiche contenuti in campioni di tessuto singoli. Due varianti di questo protocollo sono anche presentati che coinvolgono di contrasto viola cresile, e il congelamento dei cervelli non trasformati per la conservazione a lungo termine.
Il metodo di Golgi-Cox di neurone colorazione è stato impiegato per più di duecento anni per far progredire la nostra comprensione del neurone morfologia all'interno di campioni di cervello istologici. Mentre è preferibile dal punto di vista pratico per preparare sezioni di cervello del spessore maggiore possibile, al fine di aumentare la probabilità di identificare neuroni colorati che sono completamente contenuti all'interno delle singole sezioni, questo approccio è limitato dal punto di vista tecnico dalla distanza di lavoro di alta Ingrandimento obiettivi del microscopio. Riportiamo qui un protocollo per macchiare neuroni utilizzando il metodo Golgi-Cox in sezioni di cervello di topo che vengono tagliati a 500 spessore um, e visualizzare neuroni tutta la profondità di queste sezioni utilizzando un microscopio verticale dotato di alta risoluzione 30X 1,05 NA silicone obiettivo ad immersione in olio, che ha una distanza di lavoro di 800 micron. Si segnala inoltre due varianti utili di questo protocollo che può essere impiegato per colorazione di contrasto alla superficie dimontato sezioni di cervello con il violetto cresolo Nissl macchia, o di congelare cervelli interi per la conservazione a lungo termine prima di sezionamento e lavorazione finale. Il protocollo principale e le sue due varianti producono sezioni di cervello spesse colorate, durante il quale gli alberi pieni neurone e spine dendritiche dendritiche possono essere visualizzati in modo affidabile e quantificate.
La visualizzazione dei singoli neuroni all'interno di campioni di tessuto consente l'analisi in situ di Neuron caratteristiche morfologiche, che ha notevolmente avanzato la nostra comprensione del cervello e come può essere influenzata dalla malattia endogena o fattori ambientali esogeni. Il metodo di colorazione Golgi-Cox è una soluzione economica, mezzi relativamente semplici di colorando un campione casuale di neuroni nel cervello. Primo sviluppato da Golgi 1 e modificato da Cox 2 nel 1800, i ricercatori hanno ulteriormente perfezionato questa tecnica nel corso degli anni per produrre chiare neuroni, ben colorate, che possono essere utilizzati per visualizzare e quantificare sia albero dendritico morfologia e densità delle spine 3, 4, 5, 6, 7, 8, 9.
Una considerazione importante tecnica per la visualizzazione dei neuroni colorati all'interno delle sezioni cerebrali è lo spessore massimo fetta, che è limitata dalla distanza di lavoro di alto ingrandimento / obiettivi del microscopio ad alta risoluzione disponibili. Obiettivi ad immersione in olio comuni nel 60 – 100X raggio forniscono un'eccellente risoluzione, ma sono limitati dalla loro distanze di lavoro che sono in genere non superiore a 200 micron. Sezioni di cervello tagliato al micron tra 200 possono essere sufficienti per visualizzare alcuni tipi di neuroni che possono essere contenuti all'interno di questo spessore di strato, ad esempio neuroni piramidali negli strati superficiali della corteccia cerebrale 10, 11, 12, neuroni piramidali della regione CA1 della ippocampo 13, 14, e cellule granulari del giro dentato dell'ippocampo 15. I neuroni con relativamente più lungoalberi dendritiche, come i neuroni piramidali raggio strati profondi della corteccia cerebrale che per il mouse può estendersi oltre 800 um dal corpo cellulare 16, forniscono una sfida maggiore perché dovrebbero essere sezionati a un angolo perfetto cervello per contenere l'intero albero dendrite entro 200 micron fette. Questo può anche non essere fattibile se un dendrite o uno dei suoi rami si estendono in direzione rostrale o caudale. Mentre è possibile affrontare questa limitazione tracciando un neurone in più sezioni di cervello adiacenti, questo approccio introduce una sfida tecnica significativa allineamento delle sezioni accuratamente per tracciare 17. Un approccio più pratico sarebbe visualizzare intere neuroni contenuti in sezioni di cervello che vengono tagliati a spessore maggiore.
Riportiamo qui una tecnica per colorare i neuroni all'interno di 400-500 micron di spessore sezioni del cervello di topi con il metodo di Golgi-Cox, e visualizzare il loro morphology utilizzando un obiettivo ad immersione in olio di silicone ad alta risoluzione che ha una distanza di lavoro di 800 um. L'impregnazione e l'elaborazione del protocollo Golgi-Cox che descriviamo viene modificato da uno dei protocolli moderni più citati nella letteratura 6. Il nostro approccio con sezioni di cervello spesse offre il vantaggio di aumentare la probabilità di identificare neuroni di qualsiasi tipo che sono completamente contenuto all'interno della sezione. Oltre al protocollo principale, abbiamo anche presentare due varianti che forniscono vantaggi unici: (1) colorazione Golgi-Cox con la controcolorante violetto cresolo sulla superficie delle sezioni montate, al fine di definire i confini di regioni cerebrali e identificare strati della corteccia cerebrale, e (2) Golgi-Cox colorazione con una fase di congelamento intermedio per la conservazione a lungo termine di cervelli interi impregnate prima del sezionamento e lavorazione finale.
Descriviamo qui un protocollo di colorazione Golgi-Cox insieme a due varianti utili per la visualizzazione neuroni all'interno delle sezioni di cervello spesse. Come mostrato nelle Rappresentante dei risultati, l'uso di un obiettivo ad alta risoluzione che ha una lunga distanza di 800 micron di lavoro permette la visualizzazione affidabile di intere neuroni per tutta la profondità di sezioni di cervello tagliate a 500 micron. Questo studio di sezioni di cervello relativamente spessi aumenta la probabilità che …
The authors have nothing to disclose.
Questo lavoro è stato sostenuto da un Discovery Grant CDCB dalle scienze naturali e ingegneria Research Council del Canada (NSERC), un John R. Evans Leaders Fund infrastruttura di ricerca concessione di CDCB dal Canada Fondazione per l'innovazione (CFI numero di progetto 30381), e un Discovery Grant NJM da NSERC. ELL è stato sostenuto da una borsa di studio Ontario Laureato e da una borsa di studio OVC dalla Ontario Veterinary College presso l'Università di Guelph. CDS è stato supportato da una ricerca assistentato Undergraduate Student da NSERC. ALM è stato sostenuto da una borsa di studio Alexander Graham Bell da NSERC e da una borsa di studio OVC dalla Ontario Veterinary College presso l'Università di Guelph.
potassium dichromate | Fisher Scientific | P188-100 | Hazardous |
potassium chromate | Fisher Scientific | P220-100 | Hazardous |
mercuric chloride | Fisher Scientific | S25423 | Hazardous |
Whatman grade 1 filter paper | Fisher Scientific | 1001-185 | |
isoflurane | Pharmaceutical Partners of Canada | CP0406V2 | |
20 mL scintillation vial | Fisher Scientific | 03-337-4 | |
sucrose | Bioshop Canada | SUC700.1 | |
sodium phosphate monobasic | Sigma Aldrich | S5011-500G | |
sodium phosphate dibasic | Sigma Aldrich | S9390-500G | |
50 mL conical tube | Fisher Scientific | 12-565-271 | |
isopentane | Fisher Scientific | AC126470010 | also known as 2-methylbutane. Hazardous |
agar | Sigma Aldrich | A1296-100G | |
small weigh dish | Fisher Scientific | 02-202-100 | |
vibratome | Leica | VT1000 S | |
6 well tissue culture plates | Fisher Scientific | 08-772-1b | |
mesh bottom tissue culture inserts | Fisher Scientific | 07-200-214 | |
paraformadelhyde, 16% | Electron Microscope Sciences | 15710-S | Hazardous |
ammonium hydroxide | Fisher Scientific | A669S-500 | Hazardous |
Kodak Fixative A | Sigma Aldrich | P7542 | |
superfrost plus slides | Fisher Scientific | 12-550-15 | |
CitroSolv clearing agent | Fisher Scientific | 22-143-975 | |
anhydrous ethyl alcohol | Commercial Alcohols | N/A | |
cresyl violet | Sigma Aldrich | C1791 | |
permount | Fisher Scientific | SP15-100 | |
upright microscope | Olympus | BX53 model | |
colour camera, 12 bit | MBF Biosciences | DV-47d | QImaging part 01-MBF-2000R-F-CLR-12 |
three-dimensional motorized microscope stage, controller and enoders | MBF Biosciences | N/A | Supplied and integrated with microscope by MBF Biosciences |
4x microscope objective | Olympus | 4x 0.16 N.A. UplanSApo | |
10x microscope objective | Olympus | 10x 0.3 N.A. UPlan FL N | |
30x microscope objective | Olympus | 30x 1.05 N.A. UPlanSApo | |
60x microscope objective | Olympus | 60x 1.42 N.A. PlanAPO N | |
silicone immersion oil | Olympus | Z-81114 | |
Neurolucida software | MBF Biosciences | Version 10 | |
ImageJ software | U. S. National Institutes of Health | Current version | With the OME Bio-Formats plugin installed |
Photoshop software | Adobe | version CS6 |