Summary

Культура взрослых Трансгенные данио Ретинального эксплантов для живых клеток изображений многофотонной микроскопии

Published: February 24, 2017
doi:

Summary

Данио регенерации сетчатки в основном были изучены с использованием фиксированных сетчатку. Однако динамические процессы, такие как интеркинетического ядерной миграции происходят во время рекуперативного ответа и требуют живых клеток, чтобы исследовать основные механизмы. Здесь мы описываем культуру и условия формирования изображения для мониторинга интеркинетического ядерной миграции (НИМ) в режиме реального времени с использованием многофотонный микроскопии.

Abstract

Эндогенная программа регенерации инициируется Müller глии в взрослых данио (Danio rerio) сетчатка следующие повреждения нейронов и смерти. Глии Мюллера вновь войти в клеточный цикл и производят нейрональные клетки-предшественники, которые претерпевают последующих раундов клеточных делений и дифференцируются в потерянных нейрональных типов клеток. Оба Müller глии и нейронов клеток – предшественников ядер реплицировать свою ДНК и подвергаются митоза в различных местах сетчатки, то есть они мигрируют между базальной Внутренний ядерный слой (INL) и наружный ядерный слой (ONL), соответственно, в способе , описанном в интеркинетического Ядерная миграция (INM). INM в основном была изучена в развивающейся сетчатке. Для изучения динамики INM во взрослом регенерирующим данио сетчатку в деталях, живых клеток изображений флуоресцентно-меченых Мюллер глии / нейрональных клеток-предшественников требуется. Здесь мы предоставляем условия для выделения и культуры спинные сетчаткуот Tg [GFAP: nGFP] mi2004 данио , которые подвергались воздействию постоянного интенсивного света в течение 35 часов. Мы также показали , что эти культуры сетчатки являются жизнеспособными для проведения экспериментов визуализации живых клеток, постоянно приобретая Z-стек изображений по всей толщине эксплантов сетчатки глаза до 8 ч с использованием многофотонной микроскопии для наблюдения за миграционную поведение GFAP: nGFP -положительным клетки , Кроме того, мы описываем детали для проведения анализа после обработки изображений для определения скорости апикальной и базальной INM. Подводя итог, мы создали условия для изучения динамики INM во взрослой модели регенерации нейронов. Это позволит углубить наше понимание этого ключевого клеточного процесса и позволяют определить механизмы, которые контролируют INM.

Introduction

В отличие от людей, данио (Danio rerio) демонстрируют надежный ответ регенерации на гибель клеток нейронов сетчатки 1, 2, 3, 4. Фактор некроза опухоли α, сигнальная молекула , которая высвобождается от смерти нейронов сетчатки индуцирует Müller глии проживающее в базальном Внутренний ядерный слой (INL) сетчатки, пролиферировать 5 и производить нейрональных клеток – предшественников , которые продолжают разрастаться до того дифференцироваться в нейронную клетку типы , которые умерли 2, 3, 4. Во время пролиферативной фазы реакции регенерации, ядра Müller глии и их производные нейрональные клетки – предшественники проходят повторяющиеся миграционную картину в фазе с клеточного цикла (интеркинетического миграции ядер, INM) 6 </sup >, 7. Ядра расположены в базальной INL реплицировать свою ДНК, прежде чем переходить к наружному ядерный слой (ONL), где они делят до того, как возникающие ядра возвращают базально к INL. Этот процесс был впервые описан в ходе нейроэпителиальной разработки с использованием гистологических методов, в то время как методы визуализации живых клеток позже подтвердил толкование Sauer 8, 9, 10, 11, 12. Обе гистохимические и живых клеток подходы формирования изображений используются для определения механизмов , лежащих INM и его функции в развитии нейроэпителия включая сетчатку 9, 11, 12, 13. Однако механизмы, регулирующие INM во взрослом регенерирующейся сетчатку не были изучены достаточно подробноXref "> 6, 7. живых клеток будет неоценимым подход для продвижения наших знаний о сигнальных путей , которые контролируют INM во взрослом регенерирующей сетчатки.

До недавнего времени живой ячейки изображения INM в сетчатке не был ограничен либо живых эмбрионов данио или к эмбриональной птенца или послеродового мыши эксплантатов сетчатки глаза 9, 10, 11, 12, 14, 15, 16. В то время как эксплантов сетчатки глаза от взрослых животных разных видов , включая мышей, крыс и данио были использованы для различных клетки биологические подходы 17, 18, 19, 20, эксперименты живых клеток с использованием эксплантатов сетчатки глаза гаве были ограничены короткими периодами времени и не выполняется непрерывно в течение нескольких часов 21, 22. Здесь мы описываем подробный протокол к культуре легких поврежденных взрослых данио сетчатке для проведения экспериментов живых клеток изображений INM мониторинга с использованием мульти-фотонной микроскопии 6. Подходы живых клеток имеют преимущество перед иммуногистохимических методов при исследовании механизмов , контролирующих INM, как динамика INM, например, скорости могут быть затронуты , а не место митоза, который бы не потенциально быть обнаружены с помощью иммуноцитохимии.

В дальнейшем, этот метод также имеет потенциал, чтобы быть модифицирована для изучения других динамических процессов во время регенерации сетчатки, такие как фагоцитоз смерти фоторецепторов Мюллером глии или поведение микроглии.

Protocol

Примечание: рерио были подняты и поддерживается на объекте Нотр-Дам данио в области наук о жизни Центра Freimann. Методы, описанные в этой рукописи утверждаются Университета Нотр-Дам уходу и использованию животных комитета и в соответствии с заявлением для использования животных в научны?…

Representative Results

Выделение сетчатки в соответствии с процедурой , описанной в схеме на фиг.1 , позволяет культивирование уплощенной дорсальной части сетчатки от светло-поврежденных взрослых Tg [GFAP: nGFP] mi2004 данио в течение не менее 24 ч в 5% СО в 2 / воздушная среда. Э…

Discussion

Исследования , расследующие механизмы , регулирующие регенерацию поврежденных взрослых данио сетчатки глаза преимущественно используются иммуноцитохимической методы 5, 25, 26, 27, 28, <…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Мы высоко ценим поддержку, оказываемую Уильяма Арчер и Нотр-Дам Комплексная изображений фонда. Особая благодарность направлены на техников Freimann Life Sciences за их постоянную помощь и их ухода и животноводства в данио. Это исследование было поддержано грантами от Национального института глаза НИЗ к DRH (R01-R01, EY018417-EY024519) и Центра исследований данио, Университет Нотр-Дам, Нотр-Дам, IN.

Materials

Dumont forceps size #5 World precision instruments 14098
Dumont forceps size #5, 45° angle World precision instruments 14101
McPherson-Vannas scissors World precision instruments 501233
Fluordishes World precision instruments FD35-100
Stereomicroscope Nikon  SMZ-1B similar type of dissection stereomicroscope will work
Biological Safety Cabinet class type A2 Labconco equivalent type will work
tissue culture incubator Thermoscientific HEPA-class 100 equivalent type will work
Sylvania fluorescent lamps OSFP5835HOECO Bulbtronics 31850
0.2 µm pore-size Acrodisc syringe filter VWR 4192
10 ml Luer-lok syringe VWR BD309604
60 ml Luer-lok syringe VWR BD309653
NaHCO3 FischerScientific S233-500
CaCl2 ThermoScientific C79-500
MgCl2 EMD Millipore 5980
HBSS w/o Ca2+/Mg2+, w/o phenol red, Gibco ThermoScientific 14175-095
MEM w/o phenol red, Gibco ThermoScientific 5100-038
Horse serum, heat-inactivated ThermoScientific 26050-070
penicillin/streptomycin VWR 16777-164
Ultrapure low melting point agarose ThermoScientific 16520-100
ethanol, absolute ThermoScientific BP2818-4
2-phenoxyethanol Sigma 77699
Corning Cell-Tak cell and tissue adhesive  VWR 354240
refractive index liquid  Cargille Lab 1803Y
Nikon A1 multiphoton microscope equipped with a MaiTai infrared laser Nikon equivalent system will work
40x Apo long-distance water immersion objective (N.A. 1.15)
environmental chamber equipped with insert for 35 mm petridishes Okolab equivalent system will work
NIS analysis software Nikon

References

  1. Fausett, B. V., Goldman, D. A role for alpha1 tubulin-expressing Muller glia in regeneration of the injured zebrafish retina. J.Neurosci. 26 (23), 6303-6313 (2006).
  2. Kassen, S. C., et al. Time course analysis of gene expression during light-induced photoreceptor cell death and regeneration in albino zebrafish. Dev.Neurobiol. 67 (8), 1009-1031 (2007).
  3. Vihtelic, T. S., Hyde, D. R. Light-induced rod and cone cell death and regeneration in the adult albino zebrafish (Danio rerio) retina. J.Neurobiol. 44 (3), 289-307 (2000).
  4. Bernardos, R. L., Barthel, L. K., Meyers, J. R., Raymond, P. A. Late-stage neuronal progenitors in the retina are radial Muller glia that function as retinal stem cells. J.Neurosci. 27 (26), 7028-7040 (2007).
  5. Nelson, C. M., Ackerman, K. M., O’Hayer, P., Bailey, T. J., Gorsuch, R. A., Hyde, D. R. Tumor necrosis factor-alpha is produced by dying retinal neurons and is required for Muller glia proliferation during zebrafish retinal regeneration. J.Neurosci. 33 (15), 6524-6539 (2013).
  6. Lahne, M., Li, J., Marton, R. M., Hyde, D. R. Actin-Cytoskeleton- and Rock-Mediated INM Are Required for Photoreceptor Regeneration in the Adult Zebrafish Retina. J.Neurosci. 35 (47), 15612-15634 (2015).
  7. Nagashima, M., Barthel, L. K., Raymond, P. A. A self-renewing division of zebrafish Muller glial cells generates neuronal progenitors that require N-cadherin to regenerate retinal neurons. Development. 140 (22), 4510-4521 (2013).
  8. Sauer, M. E., Walker, B. E. Radioautographic study of interkinetic nuclear migration in the neural tube. Proc.Soc.Exp.Biol.Med. 101 (3), 557-560 (1959).
  9. Pearson, R. A., Luneborg, N. L., Becker, D. L., Mobbs, P. Gap junctions modulate interkinetic nuclear movement in retinal progenitor cells. J.Neurosci. 25 (46), 10803-10814 (2005).
  10. Baye, L. M., Link, B. A. Interkinetic nuclear migration and the selection of neurogenic cell divisions during vertebrate retinogenesis. J.Neurosci. 27 (38), 10143-10152 (2007).
  11. Del Bene, F., Wehman, A. M., Link, B. A., Baier, H. Regulation of neurogenesis by interkinetic nuclear migration through an apical-basal notch gradient. Cell. 134 (6), 1055-1065 (2008).
  12. Norden, C., Young, S., Link, B. A., Harris, W. A. Actomyosin is the main driver of interkinetic nuclear migration in the retina. Cell. 138 (6), 1195-1208 (2009).
  13. Becker, D. L., et al. Multiphoton imaging of chick retinal development in relation to gap junctional communication. J.Physiol. 585 (Pt 3), 711-719 (2007).
  14. Surzenko, N., Crowl, T., Bachleda, A., Langer, L., Pevny, L. SOX2 maintains the quiescent progenitor cell state of postnatal retinal Muller glia. Development. 140 (7), 1445-1456 (2013).
  15. Nickerson, P. E., et al. Live imaging and analysis of postnatal mouse retinal development. BMC Dev.Biol. 13, 24 (2013).
  16. Suzuki, S. C., Bleckert, A., Williams, P. R., Takechi, M., Kawamura, S., Wong, R. O. Cone photoreceptor types in zebrafish are generated by symmetric terminal divisions of dedicated precursors. Proc.Natl.Acad.Sci.U.S.A. 110 (37), 15109-15114 (2013).
  17. Johnson, T. V., Martin, K. R. Development and characterization of an adult retinal explant organotypic tissue culture system as an in vitro intraocular stem cell transplantation model. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 49 (8), 3503-3512 (2008).
  18. Bull, N. D., Johnson, T. V., Welsapar, G., DeKorver, N. W., Tomarev, S. I., Martin, K. R. Use of an adult rat retinal explant model for screening of potential retinal ganglion cell neuroprotective therapies. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 52 (6), 3309-3320 (2011).
  19. Kustermann, S., Schmid, S., Biehlmaier, O., Kohler, K. Survival, excitability, and transfection of retinal neurons in an organotypic culture of mature zebrafish retina. Cell Tissue Res. 332 (2), 195-209 (2008).
  20. Williams, P. R., Morgan, J. L., Kerschensteiner, D., Wong, R. O. In vitro imaging of retinal whole mounts. Cold Spring Harb Protoc. 2013, (2013).
  21. Johnson, T. V., Oglesby, E. N., Steinhart, M. R., Cone-Kimball, E., Jefferys, J., Quigley, H. A. Time-Lapse Retinal Ganglion Cell Dendritic Field Degeneration Imaged in Organotypic Retinal Explant Culture. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 57 (1), 253-264 (2016).
  22. Roehlecke, C., Schumann, U., Ader, M., Knels, L., Funk, R. H. Influence of blue light on photoreceptors in a live retinal explant system. Mol.Vis. 17, 876-884 (2011).
  23. Coutu, D. L., Schroeder, T. Probing cellular processes by long-term live imaging–historic problems and current solutions. J.Cell.Sci. 126 (Pt 17), 3805-3815 (2013).
  24. Thomas, J. L., Thummel, R. A novel light damage paradigm for use in retinal regeneration studies in adult zebrafish. J.Vis.Exp. 80, e51017 (2013).
  25. Conner, C., Ackerman, K. M., Lahne, M., Hobgood, J. S., Hyde, D. R. Repressing notch signaling and expressing TNFalpha are sufficient to mimic retinal regeneration by inducing Muller glial proliferation to generate committed progenitor cells. J.Neurosci. 34 (43), 14403-14419 (2014).
  26. Nelson, C. M., Gorsuch, R. A., Bailey, T. J., Ackerman, K. M., Kassen, S. C., Hyde, D. R. Stat3 defines three populations of Muller glia and is required for initiating maximal muller glia proliferation in the regenerating zebrafish retina. J.Comp.Neurol. 520 (18), 4294-4311 (2012).
  27. Gorsuch, R. A., Hyde, D. R. Regulation of Muller glial dependent neuronal regeneration in the damaged adult zebrafish retina. Exp.Eye Res. 123, 131-140 (2014).
  28. Zhao, X. F., Wan, J., Powell, C., Ramachandran, R., Myers, M. G., Goldman, D. Leptin and IL-6 family cytokines synergize to stimulate Muller glia reprogramming and retina regeneration. Cell.Rep. 9 (1), 272-284 (2014).
  29. Wan, J., Ramachandran, R., Goldman, D. HB-EGF is necessary and sufficient for Muller glia dedifferentiation and retina regeneration. Dev.Cell. 22 (2), 334-347 (2012).
  30. Lenkowski, J. R., et al. Retinal regeneration in adult zebrafish requires regulation of TGFbeta signaling. Glia. 61 (10), 1687-1697 (2013).
  31. Weber, I. P., Ramos, A. P., Strzyz, P. J., Leung, L. C., Young, S., Norden, C. Mitotic position and morphology of committed precursor cells in the zebrafish retina adapt to architectural changes upon tissue maturation. Cell.Rep. 7 (2), 386-397 (2014).
  32. Magidson, V., Khodjakov, A. Circumventing photodamage in live-cell microscopy. Methods Cell Biol. 114, 545-560 (2013).
  33. Bailey, T. J., Fossum, S. L., Fimbel, S. M., Montgomery, J. E., Hyde, D. R. The inhibitor of phagocytosis, O-phospho-L-serine, suppresses Muller glia proliferation and cone cell regeneration in the light-damaged zebrafish retina. Exp.Eye Res. 91 (5), 601-612 (2010).
  34. Lee, J. E., Liang, K. J., Fariss, R. N., Wong, W. T. Ex vivo dynamic imaging of retinal microglia using time-lapse confocal microscopy. Invest.Ophthalmol.Vis.Sci. 49 (9), 4169-4176 (2008).
  35. Zhao, L., et al. Microglial phagocytosis of living photoreceptors contributes to inherited retinal degeneration. EMBO Mol.Med. 7 (9), 1179-1197 (2015).
  36. Peri, F., Nusslein-Volhard, C. Live imaging of neuronal degradation by microglia reveals a role for v0-ATPase a1 in phagosomal fusion in vivo. Cell. 133 (5), 916-927 (2008).
  37. Morsch, M., et al. In vivo characterization of microglial engulfment of dying neurons in the zebrafish spinal cord. Front.Cell.Neurosci. 9, 321 (2015).

Play Video

Cite This Article
Lahne, M., Gorsuch, R. A., Nelson, C. M., Hyde, D. R. Culture of Adult Transgenic Zebrafish Retinal Explants for Live-cell Imaging by Multiphoton Microscopy. J. Vis. Exp. (120), e55335, doi:10.3791/55335 (2017).

View Video