Zebrabärbling retinale Regeneration hat meist unter Verwendung von Festnetzhäuten untersucht. Allerdings dynamische Prozesse wie interkinetic Kern Migration treten während der regenerativen Reaktion und erfordern Live-Cell-Imaging die zugrunde liegenden Mechanismen zu untersuchen. Hier beschreiben wir Kultur und Abbildungsbedingungen Interkinetic Kern Migration (INM) in Echtzeit unter Verwendung von Multiphotonen-Mikroskopie zu überwachen.
Ein endogenes Regenerationsprogramm wird von Müller Glia im erwachsenen Zebrafisch (Danio rerio) Retina folgende neuronaler Schädigung und Tod eingeleitet. Die Müller Gliazellen wieder in den Zellzyklus und neuronale Vorläuferzellen erzeugen, die den folgenden Runden von Zellteilungen durchlaufen und in die verlorene neuronalen Zelltypen differenzieren. Sowohl Müller Glia und neuronaler Vorläuferzellkernen replizieren ihre DNA und durchlaufen die Mitose in bestimmten Orten der Netzhaut, also wandern sie zwischen dem basalen Inner Kernschicht (INL) und der äußeren Körnerschicht (ONL) verbunden sind, in einem Verfahren , wie Interkinetic beschrieben Nuclear Migration (INM). INM hat überwiegend in der Entwicklung von Netzhaut untersucht worden. Um die Dynamik von INM im erwachsenen Regenerieren Zebrabärbling Retina im Detail, Live-Cell-Imaging von fluoreszenzmarkierten Müller Glia / neuronale Vorläuferzellen zu untersuchen ist nicht erforderlich. Hier stellen wir die Bedingungen zu isolieren und Kultur dorsalen Retinaevon Tg [GFAP: nGFP] mi2004 Zebrabärbling , die für 35 h konstant starkem Licht ausgesetzt waren. Wir zeigen auch , dass diese Netzhautkulturen sind tragfähige Lebendzell – Imaging – Experimente durchführen, kontinuierlich z-Stapel – Bildern über die Dicke der retinalen Explantation für bis zu 8 h unter Verwendung von Multiphotonen – Mikroskopie zu überwachen das Zugverhalten von GFAP Erwerb: nGFP -positiven Zellen . Darüber hinaus beschreiben wir die Details post-Bildanalyse auszuführen, um die Geschwindigkeit der apikalen und basalen INM zu bestimmen. Zusammengefasst haben wir Bedingungen, die Dynamik von INM in einem Erwachsenen-Modell der neuronalen Regeneration zu untersuchen. Das wird unser Verständnis dieser entscheidenden zellulären Prozess voranbringen und es uns ermöglichen, die Mechanismen zu bestimmen, die INM steuern.
Im Gegensatz zu Menschen, Zebrabärbling (Danio rerio) zeigen eine robuste Regeneration Reaktion auf den Zelltod von retinalen Neuronen 1, 2, 3, 4. Tumor – Nekrose – Faktor α, ein Signalmolekül , das aus sterbenden retinalen Neuronen freigesetzt wird , induziert Müller Glia in der Basalschicht Inner Nuclear Wohnsitz (INL) der Netzhaut 5 zu proliferieren und neuronaler Vorläuferzellen erzeugen , die vor Differenzierung in die neuronale Zelle zur Proliferation fortzusetzen Typen , die 2 starben, 3, 4. Während der Proliferationsphase der Regenerierungsreaktion, die Kerne von Müller Glia und deren abgeleiteten neuronalen Vorläuferzellen durchlaufen eine sich wiederholende Migrationsmuster in Phase mit dem Zellzyklus (Interkinetic Nuclear Migration, INM) 6 </sup > 7. Nuclei positioniert in der basalen INL replizieren ihre DNA vor zu den Äußeren Kernschicht Migration (ONL), wo sie sich teilen, bevor die entstehenden Kerne basal zum INL zurückzukehren. Dieser Prozess wurde erstmals während neuroepithelial Entwicklung mit histologischen Methoden beschrieben, während Live-Cell – Imaging Ansätze bestätigt später die Interpretation von Sauer 8, 9, 10, 11, 12. Beide histochemische und Live-Cell – Imaging Ansätze verwendet wurden Mechanismen zur Bestimmung zugrunde liegenden INM und seine Funktion bei der Entwicklung von Neuroepithels einschließlich der Netzhaut 9, 11, 12, 13. Jedoch haben die Mechanismen INM im erwachsenen Retina Regenerieren nicht sehr detailliert untersucht wordenxref "> 6, 7. Live-Cell – Imaging wird eine unschätzbare Ansatz sein , unsere Kenntnisse über die Signalwege zu fördern , die INM im erwachsenen regenerierende Retina steuern.
Bis vor kurzem wurde der Abbildung lebender Zellen von INM in der Retina beschränkt auf entweder live Genaktivität oder Hühnerembryonen oder postnatale Maus retinalen Explantate 9, 10, 11, 12, 14, 15, 16. Während der Netzhaut Explantate von erwachsenen Tieren aus einer Vielzahl von Arten , einschließlich Maus, Ratte und Zebrabärbling haben für verschiedene zellbiologische Ansätze 17, 18, 19, 20, Live-Cell – Imaging Experimente mit retinalen Explantate ha genutzt wordenve beschränkt Zeiträume zu kurz und nicht kontinuierlich über mehrere Stunden 21 ausgeführt worden ist , 22. Hier beschreiben wir ein detailliertes Protokoll zur Kultur lichtgeschädigter erwachsenen Zebrafisch Retina Abbildung lebender Zellen Experimente Überwachung INM mit Multi-Photonen – Mikroskopie 6 durchzuführen. Live – Cell – Imaging-Ansätze sind vorteilhaft gegenüber immunhistochemischen Methoden , wenn die Mechanismen zu untersuchen INM Controlling, wie die Dynamik des INM, zum Beispiel Geschwindigkeiten betroffen sein könnten , anstatt die Lage der Mitose, die würde möglicherweise nicht mit Immunzytochemie nachgewiesen werden.
In der Zukunft hat dieses Verfahren auch das Potential geändert werden zu studieren andere dynamische Vorgänge bei Netzhautregeneration, wie Phagozytose von Photorezeptoren durch Müller Glia oder das Verhalten von Mikroglia sterben.
Studien , die Mechanismen zu untersuchen Leitungs Regeneration des geschädigten erwachsenen Zebrabärbling Retina überwiegend eingesetzten immunzytochemische Methoden 5, 25, 26, 27, 28, 29, 30. Festlegung der Bedingungen, die mit Retina-Explantate Kultur und Live-Cell-Imaging auf Phänome…
The authors have nothing to disclose.
Wir schätzen die Unterstützung durch William Archer und der Notre Dame Integrated Imaging Facility. Besonderer Dank für ihre kontinuierliche Unterstützung und ihre Pflege und Haltung der Zebrabärbling den Freimann Life Sciences Techniker gerichtet. Diese Studie wurde unterstützt durch Zuschüsse aus dem National Eye Institute of NIH DRH (R01-EY018417, R01-EY024519) und dem Zentrum für Zebrabärblinge Forschung, University of Notre Dame, Notre Dame, IN unterstützt.
Dumont forceps size #5 | World precision instruments | 14098 | |
Dumont forceps size #5, 45° angle | World precision instruments | 14101 | |
McPherson-Vannas scissors | World precision instruments | 501233 | |
Fluordishes | World precision instruments | FD35-100 | |
Stereomicroscope | Nikon | SMZ-1B | similar type of dissection stereomicroscope will work |
Biological Safety Cabinet class type A2 | Labconco | equivalent type will work | |
tissue culture incubator | Thermoscientific | HEPA-class 100 | equivalent type will work |
Sylvania fluorescent lamps OSFP5835HOECO | Bulbtronics | 31850 | |
0.2 µm pore-size Acrodisc syringe filter | VWR | 4192 | |
10 ml Luer-lok syringe | VWR | BD309604 | |
60 ml Luer-lok syringe | VWR | BD309653 | |
NaHCO3 | FischerScientific | S233-500 | |
CaCl2 | ThermoScientific | C79-500 | |
MgCl2 | EMD Millipore | 5980 | |
HBSS w/o Ca2+/Mg2+, w/o phenol red, Gibco | ThermoScientific | 14175-095 | |
MEM w/o phenol red, Gibco | ThermoScientific | 5100-038 | |
Horse serum, heat-inactivated | ThermoScientific | 26050-070 | |
penicillin/streptomycin | VWR | 16777-164 | |
Ultrapure low melting point agarose | ThermoScientific | 16520-100 | |
ethanol, absolute | ThermoScientific | BP2818-4 | |
2-phenoxyethanol | Sigma | 77699 | |
Corning Cell-Tak cell and tissue adhesive | VWR | 354240 | |
refractive index liquid | Cargille Lab | 1803Y | |
Nikon A1 multiphoton microscope equipped with a MaiTai infrared laser | Nikon | equivalent system will work | |
40x Apo long-distance water immersion objective (N.A. 1.15) | |||
environmental chamber equipped with insert for 35 mm petridishes | Okolab | equivalent system will work | |
NIS analysis software | Nikon |