Summary

Использование первичных культур нейросферы для изучения первичных ресничек

Published: April 14, 2017
doi:

Summary

Первичная ресничка принципиально важным в нервной пролиферации клеток-предшественников, дифференцировки нейронов и взрослых функции нейронов. Здесь мы опишем метод для изучения цилиогенеза и торговлей сигнальных белков ресничек в нервных стволовых клеток / клеток-предшественников и дифференцированных нейронов с использованием первичных культур нейросфера.

Abstract

The primary cilium is fundamentally important for the proliferation of neural stem/progenitor cells and for neuronal differentiation during embryonic, postnatal, and adult life. In addition, most differentiated neurons possess primary cilia that house signaling receptors, such as G-protein-coupled receptors, and signaling molecules, such as adenylyl cyclases. The primary cilium determines the activity of multiple developmental pathways, including the sonic hedgehog pathway during embryonic neuronal development, and also functions in promoting compartmentalized subcellular signaling during adult neuronal function. Unsurprisingly, defects in primary cilium biogenesis and function have been linked to developmental anomalies of the brain, central obesity, and learning and memory deficits. Thus, it is imperative to study primary cilium biogenesis and ciliary trafficking in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. However, culturing methods for primary neurons require considerable expertise and are not amenable to freeze-thaw cycles. In this protocol, we discuss culturing methods for mixed populations of neural stem/progenitor cells using primary neurospheres. The neurosphere-based culturing methods provide the combined benefits of studying primary neural stem/progenitor cells: amenability to multiple passages and freeze-thaw cycles, differentiation potential into neurons/glia, and transfectability. Importantly, we determined that neurosphere-derived neural stem/progenitor cells and differentiated neurons are ciliated in culture and localize signaling molecules relevant to ciliary function in these compartments. Utilizing these cultures, we further describe methods to study ciliogenesis and ciliary trafficking in neural stem/progenitor cells and differentiated neurons. These neurosphere-based methods allow us to study cilia-regulated cellular pathways, including G-protein-coupled receptor and sonic hedgehog signaling, in the context of neural stem/progenitor cells and differentiated neurons.

Introduction

Первичная ресничка является микротрубочек на основе динамического субклеточная отсек , который функционирует в качестве сенсорной антенны в координации клеточных сигнальных путей, в том числе Звуковой еж (Тсс) пути во время эмбрионального развития нейронов 1, 2, и на секции субклеточном сигнализации во взрослой нейрональной функции 3, 4 , Сигнальные компоненты этих путей, такие как рецептор Shh исправленного 5; Путь активатора Smoothened (SMO) 6; и Gpr161 7, сирота G-белком рецептор (GPCR) , которые негативно регулирует путь Shh, чтобы локализовать ресничек в динамической моде. Несколько GPCRs сообщалось, локализуется в реснички в нейронах в головном мозге 7, 8, 9, 10 </SUP>, 11, 12, 13, 14, 15, 16. Дефекты ресничек и реснички генерируемых сигнальных путей влияют множественные ткани и все вместе известны как цилиопатии 17, 18, 19. Спектр болезни цилиопатии часто включает в себя психомоторный дефекты, такие как черепно – лицевые аномалии 20, 21, 22. Кроме того, первичные реснички в гипоталамических нейронах регулируют центральные пути сытости, и дефекты приводят к центральному ожирению 23, отражая ожирения у синдромальных цилиопатий , такие как синдром Барды Biedel 24. Кроме того, нейропептид рецепторы сигнализации в ресничках регулируют Centrаль сытость дорожки 11, 14. Цилиарная локализация аденилатциклазы III (ACIII) и GPCR , такие как рецептор соматостатина 3 в нейронах гиппокампа приводит к новым дефектам распознавания объекта и нарушению памяти 25, 26 и параллельна отсутствие целостности цилиарных 27. Аспекты развития ресничек генерируемых сигналов тесно связаны с гомеостазом ткани; в частности, реснички играют важную роль в прогрессировании Тсс-подтипа медуллобластомы , вытекающих из клеток – предшественников гранул в мозжечке 28, 29. Таким образом, первичные реснички играют важную роль в процессе эмбрионального, послеродовом и взрослых нейронов развития и функции.

Нейрональные стволовые клетки (NSC,) находятся в субвентрикулярной зоне (SVZ) бокового желудочек, то субгранулярная зона зубчатой ​​извилины гиппокампа, ажелудочковая зона третьего желудочка в гипоталамусе у млекопитающих 30, 31, 32. NSCs мультипотентны, обладают способностью к самообновлению, и имеют важное значение для развития мозга и регенеративной медицины 30. Большинство NSCs в СВЗЕ находится в состоянии покоя и обладает уединенной первичной ресничкой , что во многих случаях проходит к боковому желудочку 33. Первичные сигналы реснички через локализацию различных рецепторов, индуцирующую вниз по течению клеточных реакций, в частности , по отношению к Shh, TGF – beta, и пути киназы рецептора тирозина 2, 34, 35, 36. Так как первичные реснички проходят в боковой желудочек, она выдвинута гипотеза , что первичные реснички обнаружить цитокины в спинномозговой жидкости (CSF) , чтобы активировать NSCs 37 </sвверх>. Недавние исследования показали, что сигнальный путь Тсс и первичные реснички являются критическими для активации стволовых клеток в ремонте и регенерации нескольких тканей, в том числе обонятельного эпителия, легких, почек и 38, 39, 40, 41. Однако механизмы, с помощью которых CSF взаимодействует с NSC, и является ли первичными ресничками участвуют не известны. Прикрепленные NSCs в культуре реснитчатые; локализовать компоненты путей метаболизма SHH, такие как Smo и Gpr161 в ресничках; и Тсс отзывчивым 42. Таким образом, NSC, может служить в качестве важной модельной системы для изучения пути Shh, мерцательной торговли и нейронных путей дифференцировки. Кроме того, нейроны, дифференцированные из NSC, также могут быть использованы для анализов торговли людьми цилиарного.

Нейросферы состоят из кластеров свободно плавающих клеток, возникающих из пролиферации neuraл стволовых / клетки – предшественники , которые растут в присутствии специфических факторов роста и неадгезивных поверхностей 43, 44. Нейросферы служат важными в пробирке моделей культуры для изучения нейронных стволовых клеток / клеток – предшественников в нормальном развитии и болезнях 31, 45, 46, 47. Здесь мы описываем анализ нейросфера основе для культивирования нервных стволовых клеток / клеток-предшественников и дифференцировки в нейроны / глии. В частности , мы подчеркиваем торговлю сигнализации компоненты ресничек нервных стволовых / клеток – предшественников и дифференцированных нейронов (рисунок 1). В отличие от культивирования первичных нейронов, первичных нейросферы относительно легко культуры, поддаются множественных пассажей и заморозить-оттаивания циклов, и может проходить дифференциацию в нейроны / глии. Важно отметить, что мы определили, что нейросфера полученных нейронныестволовые клетки / клеток-предшественников и дифференцированные нейроны в культуре мерцательные и локализовать сигнальные молекулы, имеющие отношение к функции цилиарной в этих отсеках. культуральные методы нейросферы основы могут служить в качестве идеальной модели системы для изучения цилиогенезом и цилиарные торговель NSCs и дифференцированных нейронов.

Protocol

1. Выделение Нейросферы из мозга мышей для взрослых Эвтаназии взрослой мыши (около 2 месяцев) от передозировки изофлурана. Дважды проверьте, что мышь перестала дышать и рассекает сразу же после смерти. Используя ножницы, сделать срединный разрез, чтобы открыть череп. Удалить ?…

Representative Results

После посева клеток из SVZ в NSC среде в течение недели, плавающие нейросферы наблюдались (фиг.2А). Размеры сфер варьировались от 50 до 200 мкм. Чтобы исследовать, если шарики были получены из нервных стволовых клеток / клеток-предшественников, то нейросферы высевали…

Discussion

Здесь мы опишем метод для создания и поддержания нейросферы культуры от взрослого СВЗА мыши. Несколько соответствующие моменты, касающиеся культуры заключаются в следующем. Во-первых, размеры сфер, как правило, в пределах от 50 – 200 мкм. По нашему опыту, когда нейросфера получает больше, ч…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Work in S.M.’s laboratory is funded by recruitment grants from CPRIT (R1220) and NIH (1R01GM113023-01).

Materials

12 mm round cover glass Fisherbrand 12-545-80 
24 well plate Falcon 353047
4 % paraformaldehyde Affymetrix 19943
50 ml tube Falcon 352098
95 mm X 15 mm petri dish, slippable lid Fisherbrand FB0875714G 10 cm dish
70 µm cell strainer Falcon 352350
Alexa Fluor 488 Affinipure Donkey Anti-Rabbit IgG (H+L) Jackson Immunoresearch 711-545-152 Donkey anti Rabbit, Alexa 488 secondary antibody
Arl13B, Clone N295B/66 Neuromab AB_11000053
B-27 Supplement (50X), serum free ThermoFisher Scientific 17504001 B27
Centrifuge Thermo scientific ST 40R
Cryogenic vial Corning 430488
DAPI Sigma D9542-10MG
Deoxyribonuclease I from bovine pancrease Sigma D5025-15KU Dnase I
Dimethyl sulfoxide Sigma D8418-100ML DMSO
Disposable Vinyl Specimen Molds Sakura Tissue-Tek Cryomold 4565 10 mm X 10 mm X 5 mm
Dulbecco's Phosphate Buffered Saline 10×, Modified, without calcium chloride and magnesium chloride, liquid, sterile-filtered, suitable for cell culture Sigma D1408-500ML PBS
Dumont #5 Forceps Fine science tools 11254-20
FBS  Sigma F9026-500ML
Fluoromount-G solution Southern Biotech 0100-01 mounting solution
GFAP DAKO Z0334
Goat anti Mouse IgG1 Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate ThermoFisher Scientific A-21127 Goat anti Mouse IgG1, Alexa 555 secondary antibody
Goat anti Mouse IgG2a Secondary Antibody, Alexa Fluor 555 conjugate ThermoFisher Scientific A-21137 Goat anti Mouse IgG2a, Alexa 555 secondary antibody
Gpr161 home made N/A
human bFGF Sigma F0291 FGF
hemocytometer Hausser Scientific 0.100 mm deep improved neubauer
Isothesia Henry Schein NDC 11695-0500-2 Isofluorane
Laminin from Engelbreth-Holm-Swarm Sarcoma basement membrane Sigma L2020 Laminin
L-Glutamine (200mM) Sigma G7513
Lipofectamine 3000 Transfection Reagent ThermoFisher Scientific L3000
Mr. Frosty Nalgene  5100-0036
N-2 supplement (100X) ThermoFisher Scientific 17502001 N2
Neurobasal medium Gibco 21103-049
Normal Donkey Serum Jackson ImmunoResearch 017-000-121
OCT compound Sakura Tissue-Tek 4583 OCT
Penicillin-Streptomycin Sigma P4333-100ML
Poly-L-lysine Sigma P4707
Recombinant human EGF protein, CF R and D systems 236-EG-200 EGF
Scissor Fine science tools 14060-10
Superfrost plus microscope slide Fisher scientific 12-550-15 slides
Triton X Bio-Rad 161-0407
Trypsin-EDTA solution (10X) Sigma T4174-100 Trypsin
COSTAR 6 Well Plate, With Lid Flat Bottom Ultra-Low Attachment Surface Polystyrene, Sterile Corning 3471 ultra-low binding 6 well plate
β-tubulin III Covance MMS-435P TUJ1

References

  1. Mukhopadhyay, S., Rohatgi, R. G-protein-coupled receptors, Hedgehog signaling and primary cilia. Semin Cell Dev Biol. 33, 63-72 (2014).
  2. Goetz, S. C., Anderson, K. V. The primary cilium: a signalling centre during vertebrate development. Nat Rev Genet. 11, 331-344 (2010).
  3. Guemez-Gamboa, A., Coufal, N. G., Gleeson, J. G. Primary cilia in the developing and mature brain. Neuron. 82, 511-521 (2014).
  4. Louvi, A., Grove, E. A. Cilia in the CNS: the quiet organelle claims center stage. Neuron. 69, 1046-1060 (2011).
  5. Rohatgi, R., Milenkovic, L., Scott, M. P. Patched1 regulates hedgehog signaling at the primary cilium. Science. 317, 372-376 (2007).
  6. Corbit, K. C., et al. Vertebrate Smoothened functions at the primary cilium. Nature. 437, 1018-1021 (2005).
  7. Mukhopadhyay, S., et al. The ciliary G-protein-coupled receptor Gpr161 negatively regulates the Sonic hedgehog pathway via cAMP signaling. Cell. 152, 210-223 (2013).
  8. Hilgendorf, K. I., Johnson, C. T., Jackson, P. K. The primary cilium as a cellular receiver: organizing ciliary GPCR signaling. Curr Opin Cell Biol. 39, 84-92 (2016).
  9. Berbari, N. F., Johnson, A. D., Lewis, J. S., Askwith, C. C., Mykytyn, K. Identification of ciliary localization sequences within the third intracellular loop of G protein-coupled receptors. Mol Biol Cell. 19, 1540-1547 (2008).
  10. Berbari, N. F., Lewis, J. S., Bishop, G. A., Askwith, C. C., Mykytyn, K. Bardet-Biedl syndrome proteins are required for the localization of G protein-coupled receptors to primary cilia. Proc Natl Acad Sci USA. 105, 4242-4246 (2008).
  11. Loktev, A. V., Jackson, P. K. Neuropeptide Y family receptors traffic via the Bardet-Biedl syndrome pathway to signal in neuronal primary cilia. Cell Rep. 5, 1316-1329 (2013).
  12. Marley, A., Choy, R. W., von Zastrow, M. GPR88 reveals a discrete function of primary cilia as selective insulators of GPCR cross-talk. PLoS One. 8, e70857 (2013).
  13. Marley, A., von Zastrow, M. DISC1 regulates primary cilia that display specific dopamine receptors. PLoS One. 5, e10902 (2010).
  14. Omori, Y., et al. Identification of G Protein-Coupled Receptors (GPCRs) in Primary Cilia and Their Possible Involvement in Body Weight Control. PLoS One. 10, e0128422 (2015).
  15. Koemeter-Cox, A. I., et al. Primary cilia enhance kisspeptin receptor signaling on gonadotropin-releasing hormone neurons. Proc Natl Acad Sci USA. 111, 10335-10340 (2014).
  16. Brailov, I., et al. Localization of 5-HT(6) receptors at the plasma membrane of neuronal cilia in the rat brain. Brain Res. 872, 271-275 (2000).
  17. Hildebrandt, F. .. ,. ,. T. .. ,. &. a. m. p. ;. K. a. t. s. a. n. i. s. ,. N. .., Benzing, T., Katsanis, N. Ciliopathies. N Engl J Med. 364, 1533-1543 (2011).
  18. Waters, A. M., Beales, P. L. Ciliopathies: an expanding disease spectrum. Pediatr Nephrol. 26, 1039-1056 (2011).
  19. Badano, J. L., Mitsuma, N., Beales, P. L., Katsanis, N. The ciliopathies: an emerging class of human genetic disorders. Annu Rev Genomics Hum Genet. 7, 125-148 (2006).
  20. Novarino, G., Akizu, N., Gleeson, J. G. Modeling human disease in humans: the ciliopathies. Cell. 147, 70-79 (2011).
  21. Brugmann, S. A., Cordero, D. R., Helms, J. A. Craniofacial ciliopathies: A new classification for craniofacial disorders. Am J Med Genet A. 152A (12), 2995-3006 (2010).
  22. Valente, E. M., Rosti, R. O., Gibbs, E., Gleeson, J. G. Primary cilia in neurodevelopmental disorders. Nat Rev Neurol. 10, 27-36 (2014).
  23. Davenport, J. R., et al. Disruption of intraflagellar transport in adult mice leads to obesity and slow-onset cystic kidney disease. Curr Biol. 17, 1586-1594 (2007).
  24. Zaghloul, N. A., Katsanis, N. Mechanistic insights into Bardet-Biedl syndrome, a model ciliopathy. J Clin Invest. 119, 428-437 (2009).
  25. Einstein, E. B., et al. Somatostatin signaling in neuronal cilia is critical for object recognition memory. J Neurosci. 30, 4306-4314 (2010).
  26. Wang, Z., Phan, T., Storm, D. R. The type 3 adenylyl cyclase is required for novel object learning and extinction of contextual memory: role of cAMP signaling in primary cilia. J Neurosci. 31, 5557-5561 (2011).
  27. Berbari, N. F., et al. Hippocampal and cortical primary cilia are required for aversive memory in mice. PLoS One. 9, e106576 (2014).
  28. Han, Y. G., Alvarez-Buylla, A. Role of primary cilia in brain development and cancer. Curr Opin Neurobiol. 20, 58-67 (2010).
  29. Han, Y. G., et al. Dual and opposing roles of primary cilia in medulloblastoma development. Nat Med. 15, 1062-1065 (2009).
  30. Lim, D. A., Alvarez-Buylla, A. The Adult Ventricular-Subventricular Zone (V-SVZ) and Olfactory Bulb (OB) Neurogenesis. Cold Spring Harbor perspectives in biology. 8, (2016).
  31. Shimada, I. S., LeComte, M. D., Granger, J. C., Quinlan, N. J., Spees, J. L. Self-renewal and differentiation of reactive astrocyte-derived neural stem/progenitor cells isolated from the cortical peri-infarct area after stroke. J Neurosci. 32, 7926-7940 (2012).
  32. Mich, J. K., et al. Prospective identification of functionally distinct stem cells and neurosphere-initiating cells in adult mouse forebrain. eLife. 3, e02669 (2014).
  33. Mirzadeh, Z., Merkle, F. T., Soriano-Navarro, M., Garcia-Verdugo, J. M., Alvarez-Buylla, A. Neural stem cells confer unique pinwheel architecture to the ventricular surface in neurogenic regions of the adult brain. Cell stem cell. 3, 265-278 (2008).
  34. Pedersen, L. B., Mogensen, J. B., Christensen, S. T. Endocytic Control of Cellular Signaling at the Primary Cilium. Trends Biochem Sci. , (2016).
  35. Christensen, S. T., Clement, C. A., Satir, P., Pedersen, L. B. Primary cilia and coordination of receptor tyrosine kinase (RTK) signalling. J Pathol. 226, 172-184 (2012).
  36. Clement, C. A., et al. TGF-beta signaling is associated with endocytosis at the pocket region of the primary cilium. Cell reports. 3, 1806-1814 (2013).
  37. Taverna, E., Gotz, M., Huttner, W. B. The cell biology of neurogenesis: toward an understanding of the development and evolution of the neocortex. Annu Rev Cell Dev Biol. 30, 465-502 (2014).
  38. Joiner, A. M., Green, W. W., McIntyre, J. C. Primary Cilia on Horizontal Basal Cells Regulate Regeneration of the Olfactory Epithelium. J Neurosci. 35, 13761-13772 (2015).
  39. Inaba, M., Buszczak, M., Yamashita, Y. M. Nanotubes mediate niche-stem-cell signalling in the Drosophila testis. Nature. 523, 329-332 (2015).
  40. Peng, T., et al. Hedgehog actively maintains adult lung quiescence and regulates repair and regeneration. Nature. 526, 578-582 (2015).
  41. Rauhauser, A. A., et al. Hedgehog signaling indirectly affects tubular cell survival after obstructive kidney injury. Am J Physiol: Renal Physiol. 309, F770-F778 (2015).
  42. Chavez, M., et al. Modulation of Ciliary Phosphoinositide Content Regulates Trafficking and Sonic Hedgehog Signaling Output. Dev Cell. 34, 338-350 (2015).
  43. Lobo, M. V., et al. Cellular characterization of epidermal growth factor-expanded free-floating neurospheres. J. Histochem. Cytochem. 51, 89-103 (2003).
  44. Reynolds, B. A., Weiss, S. Generation of neurons and astrocytes from isolated cells of the adult mammalian central nervous system. Science. 255, 1707-1710 (1992).
  45. Pastrana, E., Silva-Vargas, V., Doetsch, F. Eyes wide open: a critical review of sphere-formation as an assay for stem cells. Cell stem cell. 8, 486-498 (2011).
  46. Nishino, J., Kim, I., Chada, K., Morrison, S. J. Hmga2 promotes neural stem cell self-renewal in young but not old mice by reducing p16Ink4a and p19Arf Expression. Cell. 135, 227-239 (2008).
  47. Shimada, I. S., Peterson, B. M., Spees, J. L. Isolation of locally derived stem/progenitor cells from the peri-infarct area that do not migrate from the lateral ventricle after cortical stroke. Stroke. 41, e552-e560 (2010).
  48. Mirzadeh, Z., Doetsch, F., Sawamoto, K., Wichterle, H., Alvarez-Buylla, A. The subventricular zone en-face: wholemount staining and ependymal flow. J Vis Exp. , (2010).
  49. Coles-Takabe, B. L., et al. Don’t look: growing clonal versus nonclonal neural stem cell colonies. Stem Cells. 26, 2938-2944 (2008).
  50. Pal, K., et al. Smoothened determines beta-arrestin-mediated removal of the G protein-coupled receptor Gpr161 from the primary cilium. J Cell Biol. 212, 861-875 (2016).
  51. Caspary, T., Larkins, C. E., Anderson, K. V. The graded response to Sonic Hedgehog depends on cilia architecture. Dev Cell. 12, 767-778 (2007).
  52. Bangs, F. K., Schrode, N., Hadjantonakis, A. K., Anderson, K. V. Lineage specificity of primary cilia in the mouse embryo. Nat Cell Biol. 17, 113-122 (2015).
  53. Berbari, N. F., Bishop, G. A., Askwith, C. C., Lewis, J. S., Mykytyn, K. Hippocampal neurons possess primary cilia in culture. J Neurosci Res. 85, 1095-1100 (2007).
  54. Paridaen, J. T., Wilsch-Brauninger, M., Huttner, W. B. Asymmetric inheritance of centrosome-associated primary cilium membrane directs ciliogenesis after cell division. Cell. 155, 333-344 (2013).
  55. Kiprilov, E. N., et al. Human embryonic stem cells in culture possess primary cilia with hedgehog signaling machinery. J Cell Biol. 180, 897-904 (2008).
  56. Mukhopadhyay, S., et al. TULP3 bridges the IFT-A complex and membrane phosphoinositides to promote trafficking of G protein-coupled receptors into primary cilia. Genes Dev. 24, 2180-2193 (2010).
  57. Ishikawa, H., Marshall, W. F. Efficient live fluorescence imaging of intraflagellar transport in mammalian primary cilia. Methods Cell Biol. 127, 189-201 (2015).

Play Video

Cite This Article
Shimada, I. S., Badgandi, H., Somatilaka, B. N., Mukhopadhyay, S. Using Primary Neurosphere Cultures to Study Primary Cilia. J. Vis. Exp. (122), e55315, doi:10.3791/55315 (2017).

View Video