Summary

Использование данио рерио модели человеческого вируса гриппа А инфекций экрана противовирусных препаратов и характеризации иммунных клеток-хозяев ответов

Published: January 20, 2017
doi:

Summary

Systemic and localized zebrafish infection models for human influenza A virus are demonstrated. Using a systemic infection model, zebrafish can be used to screen antiviral drugs. Using a localized infection model, zebrafish can be used to characterize host immune cell responses.

Abstract

Each year, seasonal influenza outbreaks profoundly affect societies worldwide. In spite of global efforts, influenza remains an intractable healthcare burden. The principle strategy to curtail infections is yearly vaccination. In individuals who have contracted influenza, antiviral drugs can mitigate symptoms. There is a clear and unmet need to develop alternative strategies to combat influenza. Several animal models have been created to model host-influenza interactions. Here, protocols for generating zebrafish models for systemic and localized human influenza A virus (IAV) infection are described. Using a systemic IAV infection model, small molecules with potential antiviral activity can be screened. As a proof-of-principle, a protocol that demonstrates the efficacy of the antiviral drug Zanamivir in IAV-infected zebrafish is described. It shows how disease phenotypes can be quantified to score the relative efficacy of potential antivirals in IAV-infected zebrafish. In recent years, there has been increased appreciation for the critical role neutrophils play in the human host response to influenza infection. The zebrafish has proven to be an indispensable model for the study of neutrophil biology, with direct impacts on human medicine. A protocol to generate a localized IAV infection in the Tg(mpx:mCherry) zebrafish line to study neutrophil biology in the context of a localized viral infection is described. Neutrophil recruitment to localized infection sites provides an additional quantifiable phenotype for assessing experimental manipulations that may have therapeutic applications. Both zebrafish protocols described faithfully recapitulate aspects of human IAV infection. The zebrafish model possesses numerous inherent advantages, including high fecundity, optical clarity, amenability to drug screening, and availability of transgenic lines, including those in which immune cells such as neutrophils are labeled with fluorescent proteins. The protocols detailed here exploit these advantages and have the potential to reveal critical insights into host-IAV interactions that may ultimately translate into the clinic.

Introduction

По данным Всемирной организации здравоохранения (ВОЗ), вирусы гриппа заражают 5-10% взрослых и 20-30% детей ежегодно и вызывает 3-5 миллионов случаев тяжелой болезни и до 500000 смертей в мире 1. Ежегодные прививки против гриппа остаются наилучшим вариантом для предотвращения болезни. Усилия , как Глобальный план действий ВОЗ увеличились сезонного использования вакцины, потенциала для производства вакцин, а также научных исследований и разработок в более мощные стратегии вакцинации с целью снижения заболеваемости и смертности , связанных с сезонными вспышками гриппа 2. Противовирусные препараты , такие как ингибиторы нейраминидазы (например , как занамивир и озелтамивир) доступны в некоторых странах и доказали свою эффективность в уменьшении симптомов, при введении в течение первых 48 часов от начала 3, 4, 5. Несмотря на глобальные усилия, сдерживание сезонного гриппа НУtbreaks остается трудной задачей в это время, так как вирус гриппа антигенный дрейф часто превышает текущие способности адаптироваться к изменяющимся генома вируса 6. Стратегии вакцины, направленные на новые штаммы вируса должны быть разработаны заранее, и иногда оказывается меньше, чем оптимально эффективной из-за непредвиденных изменений в типах штаммов, которые в конечном итоге преобладают в сезон гриппа. По этим причинам, существует явная необходимость разработки альтернативных терапевтических стратегий для сдерживания инфекции и снижения смертности. По достижении лучшего понимания взаимодействия хост-вируса, это может быть возможным разработать новые лекарства против гриппа и адъювантной терапии 7, 8.

Человек-хозяин гриппа А взаимодействие вируса (ИФО) является сложным. Несколько моделей животных заражения человека IAV были разработаны для того, чтобы получить представление о взаимодействии хост-вирусом, ВКЛЮЧАЕТING мышей, морских свинок, крыс хлопка, хомяков, хорьков и макак 9. Обеспечивая важные данные, которые улучшили понимание динамики хост-IAV, каждая модель организм обладает существенными недостатками, которые необходимо учитывать при попытке перевести результаты в медицине человека. Например, у мышей, которые являются наиболее широко используемой моделью, не легко разрабатывать ИФО-индуцированные симптомы инфекции при инфицировании гриппа человека изолирует 9. Это потому , что у мышей не хватает естественный тропизм для человеческого гриппа изоляты , так как мыши эпителиальные клетки экспрессируют альфа-2,3 связей сиаловой кислоты , а не в α-2,6 связей сиаловой кислоты , выраженные на эпителиальных клетках человека 10. Гемагглютинина белки , присутствующие в человеческом IAV изолятов выгодно связывать и входить в клетки – хозяева несущих связи альфа-2,6 сиаловой кислоты через рецептор-опосредованного эндоцитоза 9, 11, </sдо> 12, 13. Как следствие, в настоящее время принято, что при разработке модели мыши для гриппа человека, необходимо соблюдать осторожность, чтобы пары соответствующих штамм мыши с соответствующим штаммом вируса гриппа с целью достижения фенотипы болезни, которая резюмировать аспекты человеческой болезни. В противоположность этому , эпителиальные клетки в верхних дыхательных путей хорьков обладают альфа-2,6 связей сиаловой кислоты , которые напоминают клетки человека 14. Зараженные хорьков разделяют многие из патологических и клинических особенностей , наблюдаемых в болезни человека, в том числе патогенности и заразности вирусов гриппа человека и птиц 14, 15. Они также высоко поддаются эффективности вакцин испытаний. Тем не менее, модель хорек для человеческого гриппа имеет ряд недостатков, главным образом связанные с их размера и стоимости хозяйства, которые делают приобретение статистически знакосяка данных сложной задачей. Кроме того, хорьки воспроизведенных различия в фармакокинетики, биодоступности и токсичности, которые делают тестирование эффективности трудно. Например, хорьки проявляют токсичность по отношению к М2 ионного канала ингибитора амантадин 16. Таким образом, очевидно, что при выборе модели на животных для изучения вопросов о инфекций Iav человека, важно учитывать его преимущества, присущие и ограничения, а также аспект хост-вирус взаимодействия, который находится под следствием.

Данио, Danio rerio, является животная модель , которая предоставляет уникальные возможности для исследования микробной инфекции, иммунного ответа хозяина, и потенциальные лекарственные терапии 17, 18, 19, 20, 21, 22, 23, <вир класс = "Xref"> 24, 25, 26, 27, 28. Присутствие α-2,6-связанных сиаловых кислот на поверхности клеток в данио предложил его восприимчивость к IAV, что подтвердилось в исследованиях инфекционных и изображаемого в естественных условиях с использованием флуоресцентного штамм репортер IAV 19. В ИФО-инфицированных данио, повышенная экспрессия противовирусных ifnphi1 и MxA транскриптов показал , что врожденный иммунный ответ был стимулируется, и отображаемая ИФО-инфицированной данио, в том числе отека и деструкции ткани патология, была аналогична той , которая наблюдается при инфекциях гриппа человека , Кроме того, IAV противовирусный ингибитор нейраминидазы занамивир ограниченная смертность и снижение вирусной репликации в данио 19.

В этом докладе, протокол для инициирования системыIC IAV инфекции у эмбрионов данио описано. Использование занамивир клинически значимых дозах в качестве доказательства из-принципа, полезность этой модели данио IAV инфекции для скрининга соединений на противовирусную активность проявляется. Кроме того, протокол , для генерации локализованного эпителиальные инфекции Iav в данио плавательном пузыре, орган , который считается анатомически и функционально аналогичны легких млекопитающих 21, 29, 30, 31, описан. Используя эту локализованную модель инфекции Iav, нейтрофилы набор к месту инфекции можно отследить, что позволяет расследование роли нейтрофилов в биологии IAV инфекции и воспаления. Эти данио модели дополняют существующие модели животных инфекций Iav человека и особенно полезны для тестирования небольших молекул и реакций иммунной клетки из-за возможности расширения сtatistical мощность, емкость для умеренной до высокой пропускной способности анализов, а также способности отслеживать поведение иммунных клеток и функции со световой микроскопии.

Protocol

Все работы должны быть выполнены с использованием уровня биологической безопасности 2 (или BSL2) стандартов, описанных Центров США по контролю и профилактике заболеваний (CDC) и в соответствии с директивами, установленными Институциональные уходу и использованию животных комитетов (IACUC). ?…

Representative Results

При этом данные , показывающие , как системная инфекция IAV в данио может быть использован для проверки эффективности лекарственного средства (рисунок 1А) предусмотрены. Эмбрионы через 48 часов после оплодотворения инъецируют APR8 (Рисунки 1C, 1F), Х-31 (ф…

Discussion

Для того, чтобы максимизировать выгоды, получаемые от использования мелких животных для моделирования человеческих хозяин-патоген взаимодействия, важно сформулировать вопросы исследования и тестирования гипотез, прописными буквами на преимущества, присущие модельной системы. В кач…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors wish to thank Mark Nilan for zebrafish care and maintenance and Meghan Breitbach and Deborah Bouchard for propagating NS1-GFP and determining IAV titers. This research was supported by NIGMS grant NIH P20GM103534 and the Maine Agricultural and Forest Experiment Station (Publication Number 3493).

Materials

Instant Ocean Spectrum Brands SS15-10
100 x 25 mm sterile disposable Petri dishes  VWR  89107-632
Transfer pipettes  Fisherbrand 13-711-7M
Tricaine- S (MS-222) Western Chemical
Borosilicate glass capillary with filament  Sutter Instrument  BF120-69-10
Flaming/Brown micropipette puller  Sutter Instrument  P-97
Agarose Lonza 50004
Zanamivir AK Scientific G939
Dumont #5 forceps  Electron Microscopy Sciences 72700-D
Microloader tips Eppendorf 930001007
Microscope immersion oil Olympus IMMOIL-F30CC
Microscope stage calibration slide  AmScope MR095
MPPI-3 pressure injector  Applied Scientific Instrumentation
Stereo microscope Olympus SZ61
Back pressure unit Applied Scientific Instrumentation BPU
Micropipette holder kit Applied Scientific Instrumentation MPIP
Foot switch Applied Scientific Instrumentation FSW
Micromanipulator Applied Scientific Instrumentation MM33
Magnetic base Applied Scientific Instrumentation Magnetic Base
Phenol red  Sigma-Aldrich  P-4758
Low temperature incubator VWR 2020
SteREO Discovery.V12 Zeiss
Illuminator Zeiss HXP 200C
Cold light source Zeiss  CL6000 LED
Glass-bottom multiwell plate, 24 well Mattek P24G-0-13-F
Confocal microscope Olympus IX-81 with FV-1000 laser scanning confocal system
Fluoview software Olympus
Prism v6 GraphPad
Influenza A/PR/8/34 (H1N1) virus  Charles River  490710
Influenza A X-31, A/Aichi/68 (H3N2)  Charles River  490715
Influenza NS1-GFP Referenced in Manicassamy et al. 2010
Tg(mpx:mCherry) Referenced in Lam et al. 2013

References

  1. De Clercq, E. Antiviral agents active against influenza A viruses. Nat Rev Drug Discov. 5 (12), 1015-1025 (2006).
  2. von Itzstein, M. The war against influenza: discovery and development of sialidase inhibitors. Nat Rev Drug Discov. 6 (12), 967-974 (2007).
  3. Fiore, A. E., et al. Antiviral Agents for the Treatment and Chemoprophylaxis of Influenza. Centers for Disease Control and Prevention. , 1-26 (2011).
  4. Krammer, F., Palese, P. Advances in the development of influenza virus vaccines. Nat Rev Drug Discov. 14 (3), 167-182 (2015).
  5. Ren, H., Zhou, P. Epitope-focused vaccine design against influenza A and B viruses. Curr Opin Immunol. 42, 83-90 (2016).
  6. Webster, R. G., Govorkova, E. A. Continuing challenges in influenza. Ann N Y Acad Sci. 1323, 115-139 (2014).
  7. Bouvier, N. M., Lowen, A. C. Animal Models for Influenza Virus Pathogenesis and Transmission. Viruses. 2 (8), 1530-1563 (2010).
  8. Ibricevic, A., et al. Influenza virus receptor specificity and cell tropism in mouse and human airway epithelial cells. J Virol. 80 (15), 7469-7480 (2006).
  9. Skehel, J. J., Wiley, D. C. RECEPTOR BINDING AND MEMBRANE FUSION IN VIRUS ENTRY: The Influenza Hemagglutinin. Annu Rev Biochem. 69 (1), 531 (2000).
  10. Rust, M. J., Lakadamyali, M., Zhang, F., Zhuang, X. Assembly of endocytic machinery around individual influenza viruses during viral entry. Nat Struct Mol Biol. 11 (6), 567-573 (2004).
  11. Stencel-Baerenwald, J. E., Reiss, K., Reiter, D. M., Stehle, T., Dermody, T. S. The sweet spot: defining virus-sialic acid interactions. Nature Rev Microbiol. 12 (11), 739-749 (2014).
  12. Herlocher, M. L., et al. Ferrets as a Transmission Model for Influenza: Sequence Changes in HA1 of Type A (H3N2) Virus. J Infect Dis. 184 (5), 542-546 (2001).
  13. Belser, J. A., Katz, J. M., Tumpey, T. M. The ferret as a model organism to study influenza A virus infection. Dis Model Mech. 4 (5), 575-579 (2011).
  14. Cochran, K. W., Maassab, H. F., Tsunoda, A., Berlin, B. S. Studies on the antiviral activity of amantadine hydrochloride. Ann N Y Acad Sci. 130 (1), 432-439 (1965).
  15. de Oliveira, S., Boudinot, P., Calado, A., Mulero, V. Duox1-derived H2O2 modulates Cxcl8 expression and neutrophil recruitment via JNK/c-JUN/AP-1 signaling and chromatin modifications. J Immunol. 194 (4), 1523-1533 (2015).
  16. de Oliveira, S., et al. Cxcl8 (IL-8) mediates neutrophil recruitment and behavior in the zebrafish inflammatory response. J Immunol. 190 (8), 4349-4359 (2013).
  17. Gabor, K. A., et al. Influenza A virus infection in zebrafish recapitulates mammalian infection and sensitivity to anti-influenza drug treatment. Dis Model Mech. 7 (11), 1227-1237 (2014).
  18. Galani, I. E., Andreakos, E. Neutrophils in viral infections: Current concepts and caveats. J Leukoc Biol. 98 (4), 557-564 (2015).
  19. Gratacap, R. L., Rawls, J. F., Wheeler, R. T. Mucosal candidiasis elicits NF-kappaB activation, proinflammatory gene expression and localized neutrophilia in zebrafish. Dis Model Mech. 6 (5), 1260-1270 (2013).
  20. Henry, K. M., Loynes, C. A., Whyte, M. K., Renshaw, S. A. Zebrafish as a model for the study of neutrophil biology. J Leukoc Biol. 94 (4), 633-642 (2013).
  21. Mathias, J. R., et al. Live imaging of chronic inflammation caused by mutation of zebrafish Hai1. J Cell Sci. 120 (19), 3372-3383 (2007).
  22. Shelef, M. A., Tauzin, S., Huttenlocher, A. Neutrophil migration: moving from zebrafish models to human autoimmunity. Immunol Rev. 256 (1), 269-281 (2013).
  23. Walters, K. B., Green, J. M., Surfus, J. C., Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Live imaging of neutrophil motility in a zebrafish model of WHIM syndrome. Blood. 116 (15), 2803-2811 (2010).
  24. Yoo, S. K., et al. Differential regulation of protrusion and polarity by PI3K during neutrophil motility in live zebrafish. Dev Cell. 18 (2), 226-236 (2010).
  25. Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Spatiotemporal photolabeling of neutrophil trafficking during inflammation in live zebrafish. J Leukoc Biol. 89 (5), 661-667 (2011).
  26. Yoo, S. K., et al. The role of microtubules in neutrophil polarity and migration in live zebrafish. J Cell Sci. 125 (23), 5702-5710 (2012).
  27. Winata, C. L., et al. Development of zebrafish swimbladder: The requirement of Hedgehog signaling in specification and organization of the three tissue layers. Dev Biol. 331 (2), 222-236 (2009).
  28. Perry, S. F., Wilson, R. J., Straus, C., Harris, M. B., Remmers, J. E. Which came first, the lung or the breath?. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 129 (1), 37-47 (2001).
  29. Gratacap, R. L., Bergeron, A. C., Wheeler, R. T. Modeling mucosal candidiasis in larval zebrafish by swimbladder injection. J Vis Exp. (93), e52182 (2014).
  30. Adatto, I., Lawrence, C., Thompson, M., Zon, L. I. A New System for the Rapid Collection of Large Numbers of Developmentally Staged Zebrafish Embryos. PLoS ONE. 6 (6), e21715 (2011).
  31. Manicassamy, B., et al. Analysis of in vivo dynamics of influenza virus infection in mice using a GFP reporter virus. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (25), 11531-11536 (2010).
  32. Lawrence, C. The husbandry of zebrafish (Danio rerio): a review. Aquaculture. 269 (1), 1-20 (2007).
  33. Lam, P. -. y., Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Heat Shock Modulates Neutrophil Motility in Zebrafish. PLoS ONE. 8 (12), e84436 (2013).
  34. Shelton, M. J., et al. Zanamivir pharmacokinetics and pulmonary penetration into epithelial lining fluid following intravenous or oral inhaled administration to healthy adult subjects. Antimicrob Agents Chemother. 55 (11), 5178-5184 (2011).
  35. Sullivan, C., Kim, C. H. Zebrafish as a model for infectious disease and immune function. Fish Shellfish Immunol. 25 (4), 341-350 (2008).
  36. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14 (10), 721-731 (2015).
  37. Brandes, M., Klauschen, F., Kuchen, S., Germain, R. N. A systems analysis identifies a feedforward inflammatory circuit leading to lethal influenza infection. Cell. 154 (1), 197-212 (2013).
  38. Narasaraju, T., et al. Excessive neutrophils and neutrophil extracellular traps contribute to acute lung injury of influenza pneumonitis. Am J Pathol. 179 (1), 199-210 (2011).
  39. Pillai, P. S., et al. Mx1 reveals innate pathways to antiviral resistance and lethal influenza disease. Science. 352 (6284), 463-466 (2016).
  40. Stifter, S. A., et al. Functional Interplay between Type I and II Interferons Is Essential to Limit Influenza A Virus-Induced Tissue Inflammation. PLoS Pathog. 12 (1), e1005378 (2016).
  41. Vlahos, R., Stambas, J., Selemidis, S. Suppressing production of reactive oxygen species (ROS) for influenza A virus therapy. Trends Pharmacol Sci. 33 (1), 3-8 (2012).
  42. Palic, D., Andreasen, C. B., Ostojic, J., Tell, R. M., Roth, J. A. Zebrafish (Danio rerio) whole kidney assays to measure neutrophil extracellular trap release and degranulation of primary granules. J Immunol Methods. 319 (1-2), 87-97 (2007).
  43. Renshaw, S. A., et al. A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation. Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).
  44. Mathias, J. R., et al. Characterization of zebrafish larval inflammatory macrophages. Dev Comp Immunol. 33 (11), 1212-1217 (2009).
  45. Pase, L., et al. Neutrophil-delivered myeloperoxidase dampens the hydrogen peroxide burst after tissue wounding in zebrafish. Curr Biol. 22 (19), 1818-1824 (2012).
  46. Drescher, B., Bai, F. Neutrophil in viral infections, friend or foe?. Virus Res. 171 (1), 1-7 (2013).
  47. Iwasaki, A., Pillai, P. S. Innate immunity to influenza virus infection. Nat Rev Immunol. 14 (5), 315-328 (2014).
  48. Kolaczkowska, E., Kubes, P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nat Rev Immunol. 13 (3), 159-175 (2013).
  49. Summers, C., et al. Neutrophil kinetics in health and disease. Trends Immunol. 31 (8), 318-324 (2010).
  50. Tate, M. D., Brooks, A. G., Reading, P. C. The role of neutrophils in the upper and lower respiratory tract during influenza virus infection of mice. Respir Res. 9, 57 (2008).
  51. Tate, M. D., et al. Neutrophils ameliorate lung injury and the development of severe disease during influenza infection. J Immunol. 183 (11), 7441-7450 (2009).
  52. Tumpey, T. M., et al. Pathogenicity of influenza viruses with genes from the 1918 pandemic virus: functional roles of alveolar macrophages and neutrophils in limiting virus replication and mortality in mice. J Virol. 79 (23), 14933-14944 (2005).
  53. Wheeler, J. G., Winkler, L. S., Seeds, M., Bass, D., Abramson, J. S. Influenza A virus alters structural and biochemical functions of the neutrophil cytoskeleton. J Leukoc Biol. 47 (4), 332-343 (1990).
  54. de Oliveira, S., et al. Cxcl8-l1 and Cxcl8-l2 are required in the zebrafish defense against Salmonella Typhimurium. Dev Comp Immunol. 49 (1), 44-48 (2015).
  55. Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Neutrophils in host defense: new insights from zebrafish. J Leukoc Biol. 98 (4), 523-537 (2015).

Play Video

Cite This Article
Sullivan, C., Jurcyzszak, D., Goody, M. F., Gabor, K. A., Longfellow, J. R., Millard, P. J., Kim, C. H. Using Zebrafish Models of Human Influenza A Virus Infections to Screen Antiviral Drugs and Characterize Host Immune Cell Responses. J. Vis. Exp. (119), e55235, doi:10.3791/55235 (2017).

View Video