Summary

باستخدام نماذج الزرد من الإنسان الأنفلونزا فيروس العدوى الى الشاشة المضادة للفيروسات المخدرات وتوصيف المضيف المناعي الردود خلية

Published: January 20, 2017
doi:

Summary

Systemic and localized zebrafish infection models for human influenza A virus are demonstrated. Using a systemic infection model, zebrafish can be used to screen antiviral drugs. Using a localized infection model, zebrafish can be used to characterize host immune cell responses.

Abstract

Each year, seasonal influenza outbreaks profoundly affect societies worldwide. In spite of global efforts, influenza remains an intractable healthcare burden. The principle strategy to curtail infections is yearly vaccination. In individuals who have contracted influenza, antiviral drugs can mitigate symptoms. There is a clear and unmet need to develop alternative strategies to combat influenza. Several animal models have been created to model host-influenza interactions. Here, protocols for generating zebrafish models for systemic and localized human influenza A virus (IAV) infection are described. Using a systemic IAV infection model, small molecules with potential antiviral activity can be screened. As a proof-of-principle, a protocol that demonstrates the efficacy of the antiviral drug Zanamivir in IAV-infected zebrafish is described. It shows how disease phenotypes can be quantified to score the relative efficacy of potential antivirals in IAV-infected zebrafish. In recent years, there has been increased appreciation for the critical role neutrophils play in the human host response to influenza infection. The zebrafish has proven to be an indispensable model for the study of neutrophil biology, with direct impacts on human medicine. A protocol to generate a localized IAV infection in the Tg(mpx:mCherry) zebrafish line to study neutrophil biology in the context of a localized viral infection is described. Neutrophil recruitment to localized infection sites provides an additional quantifiable phenotype for assessing experimental manipulations that may have therapeutic applications. Both zebrafish protocols described faithfully recapitulate aspects of human IAV infection. The zebrafish model possesses numerous inherent advantages, including high fecundity, optical clarity, amenability to drug screening, and availability of transgenic lines, including those in which immune cells such as neutrophils are labeled with fluorescent proteins. The protocols detailed here exploit these advantages and have the potential to reveal critical insights into host-IAV interactions that may ultimately translate into the clinic.

Introduction

ووفقا لمنظمة الصحة العالمية (WHO)، بفيروسات الأنفلونزا تصيب 10/05٪ من البالغين و20-30٪ من أطفال سنويا وتسبب 3-5٬000٬000 الحالات المرضية الوخيمة وما يصل إلى 500،000 الوفيات في جميع أنحاء العالم 1. لا تزال لقاحات السنوية ضد الانفلونزا الخيار الأفضل للوقاية من المرض. وقد زادت جهود مثل خطة العمل العالمية لمنظمة الصحة العالمية استخدام اللقاح الموسمي، والقدرة على إنتاج اللقاحات، والبحث والتطوير في استراتيجيات لقاح أكثر فعالية من أجل خفض معدلات المراضة والوفيات المرتبطة فاشيات الأنفلونزا الموسمية 2. هي الأدوية المضادة للفيروسات مثل مثبطات النورامينيداز (على سبيل المثال زاناميفير وأوسيلتاميفير) المتوفرة في بعض البلدان وأثبتت فعاليتها في تخفيف أعراض، عندما تدار داخل ساعة 48 الأولى من بداية 5. وعلى الرغم من الجهود العالمية، احتواء الانفلونزا الموسمية أوويبقى tbreaks تحديا هائلا في هذا الوقت، وفيروس الأنفلونزا الانجراف الأنتيجين غالبا ما يتجاوز قدرات الحالية للتكيف مع الجينوم المتغيرة للفيروس 6. ويجب وضع استراتيجيات لقاح يستهدف سلالات جديدة من الفيروس في وقت مبكر ويتم تقديمها في بعض الأحيان أقل من فعالة على النحو الأمثل بسبب التغيرات غير المتوقعة في أنواع السلالات التي تسود في نهاية المطاف في موسم الأنفلونزا. لهذه الأسباب، هناك حاجة واضحة لتطوير استراتيجيات علاجية بديلة لاحتواء العدوى والحد من الوفيات. طريق التوصل إلى فهم أفضل للتفاعل المضيفة للفيروسات، قد يكون من الممكن لتطوير الأدوية المضادة للانفلونزا الجديدة والعلاجات المساعدة 7 و 8.

والإنسان المضيف الأنفلونزا A التفاعل فيروس (IAV) معقد. وقد وضعت عدة نماذج حيوانية من العدوى IAV البشري من أجل الحصول على نظرة ثاقبة على التفاعل المضيفة للفيروسات، امبجي الفئران والخنازير الغينية والفئران القطن، الهامستر والقوارض، وقرود المكاك 9. في الوقت الذي توفر البيانات الهامة التي عززت فهم الديناميات في استضافة IAV، كل كائن نموذج يمتلك السلبيات الهامة التي يجب مراعاتها عند محاولة تحويل النتائج إلى الطب البشري. على سبيل المثال، والفئران، والتي هي النموذج الأكثر استخداما على نطاق واسع، لا تتطور بسهولة أعراض العدوى التي يسببها IAV-عند المصابين بالانفلونزا البشرية يعزل 9. وذلك لأن الفئران تفتقر إلى مع الأجسام الطبيعية للأنفلونزا البشرية يعزل منذ خلايا فأر الظهارية تعبر عن 2،3 ألفا الروابط حمض اللعابي بدلا من الروابط حمض اللعابي α-2،6 أعرب عن الخلايا الظهارية الإنسان 10. البروتينات راصة دموية موجودة في IAV البشري العزلات ربط بشكل إيجابي ودخول الخلايا المضيفة التي تحمل روابط الحامض اللعابي ألفا 2،6 من خلال مستقبلات بوساطة الإلتقام 11، </sتصل> 12 و 13. ونتيجة لذلك، ومن المسلم به الآن أن في تطوير نماذج الماوس لالإنفلونزا البشرية، يجب توخي الحذر لإقران سلالة المناسب من الماوس مع الضغط المناسب للأنفلونزا من أجل تحقيق الظواهر المرض الذي ألخص جوانب الأمراض التي تصيب الإنسان. في المقابل، الخلايا الظهارية في الجهاز التنفسي العلوي للقوارض تمتلك 2،6 ألفا الروابط حمض اللعابي التي تشبه خلايا الإنسان 14. تشترك القوارض المصابة العديد من الميزات المرضية والسريرية التي لوحظت في الأمراض التي تصيب البشر، بما في ذلك المرضية وعلى الانتقال من فيروسات الانفلونزا البشرية والطيور 14 و 15. بل هي أيضا قابلة للغاية لمحاكمات نجاعة اللقاح. ومع ذلك، فإن نموذج النمس للأنفلونزا البشري لديه عدة عيوب تتعلق أساسا حجمها وتكلفة تربية التي تجعل الحصول على signifi إحصائياالبيانات غير قادر على التحدي. وبالإضافة إلى ذلك، وفرت عرض سابقا الاختلافات في حركية الدواء، التوافر البيولوجي، وسمية التي تجعل اختبار فعالية صعوبة. على سبيل المثال، قوارض يحمل سمية إلى M2 القناة الايونية المانع الأمانتادين 16. وبالتالي، فمن الواضح أن في اختيار نموذج حيواني لدراسة الأسئلة حول التهابات IAV الإنسان، فمن المهم النظر في المزايا الكامنة والقيود، وجانب من جوانب التفاعل المضيفة للفيروسات التي هي قيد التحقيق.

الزرد، دانيو rerio، هو نموذج الحيوان الذي يوفر فرصا فريدة للتحقيق العدوى الميكروبية، استضافة الاستجابة المناعية، والعلاجات المحتملة المخدرات 17، 18، 19، 20، 21، 22، 23، <الطبقة سوب = "XREF"> 24، 25، 26، 27، 28. وجود الأحماض اللعابي المرتبطة α-2،6 على سطح الخلايا في الزرد اقترح قابليته للIAV الذي تنعم به في دراسات العدوى وتصوير في الجسم الحي باستخدام سلالة مراسل فلوري من IAV 19. في الزرد المصابين IAV، أشارت زيادة التعبير عن فيروسات ifnphi1 وMXA النصوص أن الاستجابة المناعية الفطرية قد تعززت، وكان علم الأمراض المعروضة من قبل الزرد المصابين IAV، بما في ذلك وذمة وتدمير الأنسجة، على غرار تلك التي لوحظت في عدوى الإنفلونزا البشرية . وعلاوة على ذلك، فإن IAV المضادة للفيروسات النورامينيداز المانع زاناميفير فيات محدودة وانخفاض تكاثر الفيروس في الزرد 19.

في هذا التقرير، وبروتوكول لجهاز التفجيروصفت إصابات جيم IAV في الأجنة الزرد. باستخدام زاناميفير بجرعات ذات الصلة سريريا بمثابة إثبات صحة المبدأ، أثبتت فائدة هذا النموذج العدوى IAV الزرد لمركبات الكشف عن النشاط المضاد للفيروسات. وبالإضافة إلى ذلك، وبروتوكول لتوليد المحلية، والعدوى IAV الظهارية في الزرد السباحة المثانة، الجهاز الذي يعتبر تشريحيا ووظيفيا مماثلة لالرئة الثدييات 21، 29، 30، 31، يوصف. باستخدام هذا النموذج العدوى IAV المحلية، يمكن تتبع تجنيد العدلات إلى موقع الإصابة، مما التحقيقات في دور البيولوجيا العدلات في العدوى IAV والالتهابات. هذه النماذج الزرد تكمل النماذج الحيوانية الموجودة الالتهابات IAV الإنسان ومفيدة بشكل خاص لاختبار الجزيئات الصغيرة واستجابات الخلايا المناعية بسبب إمكانية تعزيز الصورةالسلطة tatistical، والقدرة على moderate- لفحوصات عالية الإنتاجية، والقدرة على تتبع سلوك الخلايا المناعية وظيفة مع ضوء المجهر.

Protocol

يجب أن يتم تنفيذ جميع الأعمال باستخدام مستوى السلامة الحيوية 2 (أو BSL2) المعايير التي وصفها المراكز الأمريكية لمكافحة الأمراض (CDC) وفقا للتوجيهات التي وضعتها المؤسسات ورعاية الحيوان واللجان الاستخدام (IACUC). يرجى تشاور مع المسؤولين المعنيين لضمان السلامة والامتثال. <p …

Representative Results

هنا، يتم توفير البيانات التي تبين كيفية العدوى IAV النظامية في الزرد يمكن استخدامها لاختبار نجاعة الأدوية (الشكل 1A). يتم حقن أجنة في 48 ساعة بعد الإخصاب مع APR8 (أرقام 1C، 1F)، X-31 (أرقام 1D، 1G)، أو NS1-GFP (أرقام 1H-1I) عبر القناة …

Discussion

لتحقيق أقصى قدر من الفوائد المكتسبة من استخدام الحيوانات الصغيرة لنموذج التفاعلات المضيف الممرض الإنسان، فمن المهم لتأطير أسئلة البحث واختبار الفرضيات أن الاستفادة من المزايا الكامنة في النظام النموذجي. كنموذج للعدوى IAV الإنسان، والزرد لديها العديد من نقاط القوة،…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors wish to thank Mark Nilan for zebrafish care and maintenance and Meghan Breitbach and Deborah Bouchard for propagating NS1-GFP and determining IAV titers. This research was supported by NIGMS grant NIH P20GM103534 and the Maine Agricultural and Forest Experiment Station (Publication Number 3493).

Materials

Instant Ocean Spectrum Brands SS15-10
100 x 25 mm sterile disposable Petri dishes  VWR  89107-632
Transfer pipettes  Fisherbrand 13-711-7M
Tricaine- S (MS-222) Western Chemical
Borosilicate glass capillary with filament  Sutter Instrument  BF120-69-10
Flaming/Brown micropipette puller  Sutter Instrument  P-97
Agarose Lonza 50004
Zanamivir AK Scientific G939
Dumont #5 forceps  Electron Microscopy Sciences 72700-D
Microloader tips Eppendorf 930001007
Microscope immersion oil Olympus IMMOIL-F30CC
Microscope stage calibration slide  AmScope MR095
MPPI-3 pressure injector  Applied Scientific Instrumentation
Stereo microscope Olympus SZ61
Back pressure unit Applied Scientific Instrumentation BPU
Micropipette holder kit Applied Scientific Instrumentation MPIP
Foot switch Applied Scientific Instrumentation FSW
Micromanipulator Applied Scientific Instrumentation MM33
Magnetic base Applied Scientific Instrumentation Magnetic Base
Phenol red  Sigma-Aldrich  P-4758
Low temperature incubator VWR 2020
SteREO Discovery.V12 Zeiss
Illuminator Zeiss HXP 200C
Cold light source Zeiss  CL6000 LED
Glass-bottom multiwell plate, 24 well Mattek P24G-0-13-F
Confocal microscope Olympus IX-81 with FV-1000 laser scanning confocal system
Fluoview software Olympus
Prism v6 GraphPad
Influenza A/PR/8/34 (H1N1) virus  Charles River  490710
Influenza A X-31, A/Aichi/68 (H3N2)  Charles River  490715
Influenza NS1-GFP Referenced in Manicassamy et al. 2010
Tg(mpx:mCherry) Referenced in Lam et al. 2013

References

  1. De Clercq, E. Antiviral agents active against influenza A viruses. Nat Rev Drug Discov. 5 (12), 1015-1025 (2006).
  2. von Itzstein, M. The war against influenza: discovery and development of sialidase inhibitors. Nat Rev Drug Discov. 6 (12), 967-974 (2007).
  3. Fiore, A. E., et al. Antiviral Agents for the Treatment and Chemoprophylaxis of Influenza. Centers for Disease Control and Prevention. , 1-26 (2011).
  4. Krammer, F., Palese, P. Advances in the development of influenza virus vaccines. Nat Rev Drug Discov. 14 (3), 167-182 (2015).
  5. Ren, H., Zhou, P. Epitope-focused vaccine design against influenza A and B viruses. Curr Opin Immunol. 42, 83-90 (2016).
  6. Webster, R. G., Govorkova, E. A. Continuing challenges in influenza. Ann N Y Acad Sci. 1323, 115-139 (2014).
  7. Bouvier, N. M., Lowen, A. C. Animal Models for Influenza Virus Pathogenesis and Transmission. Viruses. 2 (8), 1530-1563 (2010).
  8. Ibricevic, A., et al. Influenza virus receptor specificity and cell tropism in mouse and human airway epithelial cells. J Virol. 80 (15), 7469-7480 (2006).
  9. Skehel, J. J., Wiley, D. C. RECEPTOR BINDING AND MEMBRANE FUSION IN VIRUS ENTRY: The Influenza Hemagglutinin. Annu Rev Biochem. 69 (1), 531 (2000).
  10. Rust, M. J., Lakadamyali, M., Zhang, F., Zhuang, X. Assembly of endocytic machinery around individual influenza viruses during viral entry. Nat Struct Mol Biol. 11 (6), 567-573 (2004).
  11. Stencel-Baerenwald, J. E., Reiss, K., Reiter, D. M., Stehle, T., Dermody, T. S. The sweet spot: defining virus-sialic acid interactions. Nature Rev Microbiol. 12 (11), 739-749 (2014).
  12. Herlocher, M. L., et al. Ferrets as a Transmission Model for Influenza: Sequence Changes in HA1 of Type A (H3N2) Virus. J Infect Dis. 184 (5), 542-546 (2001).
  13. Belser, J. A., Katz, J. M., Tumpey, T. M. The ferret as a model organism to study influenza A virus infection. Dis Model Mech. 4 (5), 575-579 (2011).
  14. Cochran, K. W., Maassab, H. F., Tsunoda, A., Berlin, B. S. Studies on the antiviral activity of amantadine hydrochloride. Ann N Y Acad Sci. 130 (1), 432-439 (1965).
  15. de Oliveira, S., Boudinot, P., Calado, A., Mulero, V. Duox1-derived H2O2 modulates Cxcl8 expression and neutrophil recruitment via JNK/c-JUN/AP-1 signaling and chromatin modifications. J Immunol. 194 (4), 1523-1533 (2015).
  16. de Oliveira, S., et al. Cxcl8 (IL-8) mediates neutrophil recruitment and behavior in the zebrafish inflammatory response. J Immunol. 190 (8), 4349-4359 (2013).
  17. Gabor, K. A., et al. Influenza A virus infection in zebrafish recapitulates mammalian infection and sensitivity to anti-influenza drug treatment. Dis Model Mech. 7 (11), 1227-1237 (2014).
  18. Galani, I. E., Andreakos, E. Neutrophils in viral infections: Current concepts and caveats. J Leukoc Biol. 98 (4), 557-564 (2015).
  19. Gratacap, R. L., Rawls, J. F., Wheeler, R. T. Mucosal candidiasis elicits NF-kappaB activation, proinflammatory gene expression and localized neutrophilia in zebrafish. Dis Model Mech. 6 (5), 1260-1270 (2013).
  20. Henry, K. M., Loynes, C. A., Whyte, M. K., Renshaw, S. A. Zebrafish as a model for the study of neutrophil biology. J Leukoc Biol. 94 (4), 633-642 (2013).
  21. Mathias, J. R., et al. Live imaging of chronic inflammation caused by mutation of zebrafish Hai1. J Cell Sci. 120 (19), 3372-3383 (2007).
  22. Shelef, M. A., Tauzin, S., Huttenlocher, A. Neutrophil migration: moving from zebrafish models to human autoimmunity. Immunol Rev. 256 (1), 269-281 (2013).
  23. Walters, K. B., Green, J. M., Surfus, J. C., Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Live imaging of neutrophil motility in a zebrafish model of WHIM syndrome. Blood. 116 (15), 2803-2811 (2010).
  24. Yoo, S. K., et al. Differential regulation of protrusion and polarity by PI3K during neutrophil motility in live zebrafish. Dev Cell. 18 (2), 226-236 (2010).
  25. Yoo, S. K., Huttenlocher, A. Spatiotemporal photolabeling of neutrophil trafficking during inflammation in live zebrafish. J Leukoc Biol. 89 (5), 661-667 (2011).
  26. Yoo, S. K., et al. The role of microtubules in neutrophil polarity and migration in live zebrafish. J Cell Sci. 125 (23), 5702-5710 (2012).
  27. Winata, C. L., et al. Development of zebrafish swimbladder: The requirement of Hedgehog signaling in specification and organization of the three tissue layers. Dev Biol. 331 (2), 222-236 (2009).
  28. Perry, S. F., Wilson, R. J., Straus, C., Harris, M. B., Remmers, J. E. Which came first, the lung or the breath?. Comp Biochem Physiol A Mol Integr Physiol. 129 (1), 37-47 (2001).
  29. Gratacap, R. L., Bergeron, A. C., Wheeler, R. T. Modeling mucosal candidiasis in larval zebrafish by swimbladder injection. J Vis Exp. (93), e52182 (2014).
  30. Adatto, I., Lawrence, C., Thompson, M., Zon, L. I. A New System for the Rapid Collection of Large Numbers of Developmentally Staged Zebrafish Embryos. PLoS ONE. 6 (6), e21715 (2011).
  31. Manicassamy, B., et al. Analysis of in vivo dynamics of influenza virus infection in mice using a GFP reporter virus. Proc Natl Acad Sci USA. 107 (25), 11531-11536 (2010).
  32. Lawrence, C. The husbandry of zebrafish (Danio rerio): a review. Aquaculture. 269 (1), 1-20 (2007).
  33. Lam, P. -. y., Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Heat Shock Modulates Neutrophil Motility in Zebrafish. PLoS ONE. 8 (12), e84436 (2013).
  34. Shelton, M. J., et al. Zanamivir pharmacokinetics and pulmonary penetration into epithelial lining fluid following intravenous or oral inhaled administration to healthy adult subjects. Antimicrob Agents Chemother. 55 (11), 5178-5184 (2011).
  35. Sullivan, C., Kim, C. H. Zebrafish as a model for infectious disease and immune function. Fish Shellfish Immunol. 25 (4), 341-350 (2008).
  36. MacRae, C. A., Peterson, R. T. Zebrafish as tools for drug discovery. Nat Rev Drug Discov. 14 (10), 721-731 (2015).
  37. Brandes, M., Klauschen, F., Kuchen, S., Germain, R. N. A systems analysis identifies a feedforward inflammatory circuit leading to lethal influenza infection. Cell. 154 (1), 197-212 (2013).
  38. Narasaraju, T., et al. Excessive neutrophils and neutrophil extracellular traps contribute to acute lung injury of influenza pneumonitis. Am J Pathol. 179 (1), 199-210 (2011).
  39. Pillai, P. S., et al. Mx1 reveals innate pathways to antiviral resistance and lethal influenza disease. Science. 352 (6284), 463-466 (2016).
  40. Stifter, S. A., et al. Functional Interplay between Type I and II Interferons Is Essential to Limit Influenza A Virus-Induced Tissue Inflammation. PLoS Pathog. 12 (1), e1005378 (2016).
  41. Vlahos, R., Stambas, J., Selemidis, S. Suppressing production of reactive oxygen species (ROS) for influenza A virus therapy. Trends Pharmacol Sci. 33 (1), 3-8 (2012).
  42. Palic, D., Andreasen, C. B., Ostojic, J., Tell, R. M., Roth, J. A. Zebrafish (Danio rerio) whole kidney assays to measure neutrophil extracellular trap release and degranulation of primary granules. J Immunol Methods. 319 (1-2), 87-97 (2007).
  43. Renshaw, S. A., et al. A transgenic zebrafish model of neutrophilic inflammation. Blood. 108 (13), 3976-3978 (2006).
  44. Mathias, J. R., et al. Characterization of zebrafish larval inflammatory macrophages. Dev Comp Immunol. 33 (11), 1212-1217 (2009).
  45. Pase, L., et al. Neutrophil-delivered myeloperoxidase dampens the hydrogen peroxide burst after tissue wounding in zebrafish. Curr Biol. 22 (19), 1818-1824 (2012).
  46. Drescher, B., Bai, F. Neutrophil in viral infections, friend or foe?. Virus Res. 171 (1), 1-7 (2013).
  47. Iwasaki, A., Pillai, P. S. Innate immunity to influenza virus infection. Nat Rev Immunol. 14 (5), 315-328 (2014).
  48. Kolaczkowska, E., Kubes, P. Neutrophil recruitment and function in health and inflammation. Nat Rev Immunol. 13 (3), 159-175 (2013).
  49. Summers, C., et al. Neutrophil kinetics in health and disease. Trends Immunol. 31 (8), 318-324 (2010).
  50. Tate, M. D., Brooks, A. G., Reading, P. C. The role of neutrophils in the upper and lower respiratory tract during influenza virus infection of mice. Respir Res. 9, 57 (2008).
  51. Tate, M. D., et al. Neutrophils ameliorate lung injury and the development of severe disease during influenza infection. J Immunol. 183 (11), 7441-7450 (2009).
  52. Tumpey, T. M., et al. Pathogenicity of influenza viruses with genes from the 1918 pandemic virus: functional roles of alveolar macrophages and neutrophils in limiting virus replication and mortality in mice. J Virol. 79 (23), 14933-14944 (2005).
  53. Wheeler, J. G., Winkler, L. S., Seeds, M., Bass, D., Abramson, J. S. Influenza A virus alters structural and biochemical functions of the neutrophil cytoskeleton. J Leukoc Biol. 47 (4), 332-343 (1990).
  54. de Oliveira, S., et al. Cxcl8-l1 and Cxcl8-l2 are required in the zebrafish defense against Salmonella Typhimurium. Dev Comp Immunol. 49 (1), 44-48 (2015).
  55. Harvie, E. A., Huttenlocher, A. Neutrophils in host defense: new insights from zebrafish. J Leukoc Biol. 98 (4), 523-537 (2015).

Play Video

Cite This Article
Sullivan, C., Jurcyzszak, D., Goody, M. F., Gabor, K. A., Longfellow, J. R., Millard, P. J., Kim, C. H. Using Zebrafish Models of Human Influenza A Virus Infections to Screen Antiviral Drugs and Characterize Host Immune Cell Responses. J. Vis. Exp. (119), e55235, doi:10.3791/55235 (2017).

View Video