JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Nederlands

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Environment

Protocol voor microplastics bemonstering op het zeeoppervlak en Sample Analysis

Published: December 16, 2016
doi:
10.3791/55161
, , , , ,
1Sector for Marine Waters,Institute for water of the Republic of Slovenia, 2Laboratory for Polymer Chemistry and Technology,National Institute for Chemistry Slovenia

Summary

De onderstaande protocol beschrijft de methode voor: microplastics bemonstering op het zeeoppervlak, scheiding van microplastic en chemische karakteristieken van de deeltjes. Dit protocol is in lijn met de aanbevelingen voor microplastics controle uitgegeven door de krm technische subgroep Marine Litter.

Abstract

Microplastic pollution in the marine environment is a scientific topic that has received increasing attention over the last decade. The majority of scientific publications address microplastic pollution of the sea surface. The protocol below describes the methodology for sampling, sample preparation, separation and chemical identification of microplastic particles. A manta net fixed on an »A frame« attached to the side of the vessel was used for sampling. Microplastic particles caught in the cod end of the net were separated from samples by visual identification and use of stereomicroscopes. Particles were analyzed for their size using an image analysis program and for their chemical structure using ATR-FTIR and micro FTIR spectroscopy. The described protocol is in line with recommendations for microplastics monitoring published by the Marine Strategy Framework Directive (MSFD) Technical Subgroup on Marine Litter. This written protocol with video guide will support the work of researchers that deal with microplastics monitoring all over the world.

Introduction

Microplastic pollution in the sea represents a growing concern to contemporary society, due to the constant increase in plastic production and its subsequent disposal and accumulation in the marine environment1. Even if plastic macro litter would no longer enter the seas, microplastic pollution would continue to grow due to fragmentation of already existing plastic litter in the sea2. The majority of microplastic pollution studies were carried out in marine and fresh water ecosystems and mainly addressed sea surface pollution3.

The term microplastic refers to plastic particles smaller than 5 mm in size4. This term describes a heterogeneous mixture of particles, which can differ in size (from a few microns to several millimeters), color and shape (from very different shapes of fragments to long fibers). Microplastic particles can be of a primary or secondary origin5. Microplastic of primary origin is manufactured as small particles used in the cosmetics industry (pilling crème etc.) or chemical industry as precursor for other plastic products (e.g. plastic pellets used in plastic industry). Microplastic of secondary origin arise via the degradation of larger plastic pieces in the environment due to physical and chemical processes, induced by light, heat, oxygen, water and organisms6. In 2015, four types of microplastic sources were defined: larger plastic litter, cleaning products, medicines and textiles6. The main source (80 %) of larger plastic litter is assumed to be land based7. Microplastic from cosmetic products, medicines and textile enters water ecosystems through sewage and storm waters6. Microplastic particles most frequently found in water ecosystems are fragments from larger plastic litter and textile fibers8.

Microplastics have several negative effects on the environment. Their small size allows them to enter the food web through ingestion by marine organisms9, 10. Ingested particles can cause physical damage or block the digestive system of animals11. Particles can also be carriers of persistent organic pollutants (POPs). Their hydrophobic surface and favorable ratio of large surface area to small volume, enables POPs to adsorb onto the microplastics12. In the environment or digestive systems of animals who ingest them, POPs and other plastic additives can be leached from microplastic particles13.

Previous studies reported the ubiquitous presence of microplastics in the marine environment3, from the water column to the bottom sediments. The threat of microplastic pollution was already identified by the Marine Strategy Framework Directive in the EU and, consequently, mandatory monitoring of microplastics was advised14. Accordingly, the EU Technical Subgroup on Marine Litter (TSG-ML) prepared recommendations for monitoring of microplastics in the European seas15. Thus, the video guidelines for microplastics sampling are of high importance, as they support comparative monitoring and a coherent management process all over the world.

This protocol was developed within the DeFishGear project for the first monitoring of microplastic pollution in the Adriatic Sea. Recommendations from the document “Guidance on Monitoring of Marine Litter in European Seas” by TSG-ML15 were taken into account. This protocol describes the methodology for microplastics sampling on the sea surface, separation of microplastics from the samples, and chemical analysis of microplastic particles to confirm that particles are from plastic material and to identify the type of plastic. Sampling was done by the use of a manta net, which is the most suitable equipment for sampling in calm waters16. Separation of microplastics from the samples was carried out by visual identification using a stereomicroscope. Isolated particles were later chemically identified using Fourier transform infrared (FTIR) spectroscopy and micro FTIR spectroscopy.

Protocol

1. De bemonstering van microplastics op het zeeoppervlak Implementeren van de manta net vanaf de zijkant van het schip met behulp van een spinnakerboom of »A-frame« met behulp van lijnen en karabiners. Implementeren van de manta net buiten het kielzog zone (ca. 3 – 4 m. Afstand van de boot) om te voorkomen dat het verzamelen van water beïnvloed door de turbulentie in het kielzog zone. Noteer de eerste GPS-coördinaten en de eerste keer in de data sheet. Gaan bewegen in een rechte richting met een snelheid van ca. 2-3 knopen gedurende 30 minuten en start de tijdmeting. Na 30 min stoppen met de boot en noteer laatste GPS-coördinaten, de lengte van de route (de meest correcte manier is om de lengte van de GPS-coördinaten te berekenen) en de gemiddelde snelheid van de boot in de data sheet verstrekt en til de manta net uit het water. Spoel de manta net grondig vanaf de buitenzijde van het net met zeewater met een dompelpomp of water uit de boot water reservoir. Spoel in de richting van de manta mond naar de kuil om alle deeltjes gehecht aan het net in de kuil concentreren. Opmerking: spoel nooit het monster door de opening van het net om besmetting te voorkomen. Veilig verwijderen van de kuil en het monster wordt in de kuil door een 300 pm maaswijdte zeef of minder. Spoel de kuil goed vanaf de buitenkant en giet de rest van het monster door de zeef. Herhaal deze stap totdat er niet langer alle deeltjes in de kuil. Concentreer al het materiaal op de zeef in een deel van de zeef. Met het gebruik van een trechter, spoel de zeef in een glazen pot of plastic fles via 70% ethanol. Sluit de fles schoon met keukenpapier en label het deksel en de buitenkant van de pot met de naam monster en de datum met watervaste stift (je moet ook zet een tweede label geschreven met een potlood op velum papier in een pot op de mogelijke verlies te voorkomen vanhet monster naam te danken aan de gewiste etiket op de pot). Transfer gelabelde plastic fles in de koelbox. Noot voor de algemene bemonstering voorwaarden: De windsnelheid mag niet meer dan 2 Beaufort, omdat de golven te hoog zijn en het net is niet stabiel op het zeeoppervlak. Het is belangrijk om een ​​constante lineaire cursus bij een constante snelheid tijdens sleepnetten. De helft van de manta netto opening moet worden ondergedompeld tijdens de bemonstering. Duur van de bemonstering moet 30 min (in gevallen waar sprake is van een grote hoeveelheid natuurlijk materiaal, zoals plankton bloei, kan de duur van de monstername korter). Vermijd het gebruik van plastic gereedschap en containers. Vermijd synthetische kleding (bijvoorbeeld fleece), touwen en contactgegevens van manta net met vaartuig om verontreiniging van het monster te voorkomen. Wees zeer voorzichtig de manta net of de scheepsromp niet te beschadigen, terwijl de implementatie en het vastleggen van het net. 2. Scheiding van microplastics van het zeeoppervlak monsters Als het monster niet bevattengeen voorwerpen die groter zijn dan 25 mm en lijkt schoon, direct verder met stap 3. Giet monster door de zeef (≤300 um maaswijdte) en verwijder alle natuurlijke of kunstmatige nest objecten van een grootte> 5 mm (macro en mezzo nest) uit het monster, met behulp van visuele identificatie en pincet. Wees voorzichtig met elkaar verwijderd object zorgvuldig te spoelen met gedestilleerd water om eventuele microplastic zwerfafval gehandeld om het te verwijderen. Bewaar alle natuurlijke en kunstmatige nest objecten in aparte containers. Droog alle natuurlijke en kunstmatige nest objecten in een exsiccator (of in de open lucht, maar in een gesloten gerecht) en wegen. Identificeer al het strooisel voorwerpen> 25 mm (macro nest) op basis van de Master lijst van categorieën Litter Artikelen 16. Na het verwijderen van alle grotere objecten, concentreren alle overgebleven stukken in een gedeelte van de zeef met behulp spuit flessen of kraanwater. Breng het monster in een glazen fles met een minimale hoeveelheid 70% ethanol met behulp van een funnel. Opmerking: In deze stap wordt het gebruik van 70% ethanol is cruciaal om het monster te behouden. Ook in de stap van visuele inspectie van het monster, ethanol helpt de organismen en kleurrijke kunststof verkleuren daardoor gemakkelijker te vinden zijn. Neem een ​​kleine hoeveelheid van het monster (subgroep) en giet het in een glazen petrischaal. Analyseer het monster met behulp van een stereomicroscoop (20 – 80x zoom) en zoeken naar microplastische deeltjes. Microplastische elk deeltje worden ingedeeld in één van de in tabel 1 opgesomde categorieën en in een petrischaal of andere glazen flesjes, voorzien van een categorienaam gezet. De petrischaal dient te allen tijde gesloten. Opmerking: Bij het scheiden van microplastics uit je steekproef conservatief en selecteer meer in plaats van minder deeltjes voor de analyse. De echte chemische structuur van de deeltjes zal nog later worden bepaald. Zorg ervoor dat u grotere objecten te analyseren van alle kanten als microplastics kunnen worden geplakt en dus verborgen onder grotere objecten.Het kan ook nuttig zijn om reeds geanalyseerde objecten aan een kant van de petrischaal bewegen. Zet de petrischaal onder de microscoop met meetapparatuur (oculaire liniaal gekalibreerd door de micrometerverdeling of beeldanalyse software) en meet de grootte van elk deeltje (meet het grootste diagonaal), behalve filamenten, en noteer de kleur. Elk deelmonster moet worden beoordeeld door een andere persoon. Wees voorzichtig om de glazen flacon met het monster, zodat alle deeltjes vast te houden aan de glazen wanden worden gewassen in de petrischaal te spoelen. Weeg de microplastische deeltjes van elke categorie afzonderlijk met behulp van analytische schaal. Microplastische deeltjes moeten voorafgaand aan het wegen te drogen. De gesloten petrischaal kan in een exsiccator geplaatst worden of kunnen de monsters gedroogd worden in een gesloten schaal deeltjes tot droog werd (het gewicht van gesloten petrischaaltje met deeltjes constant). Identificeer micro nest. Bij het analyseren van een monster op zoek microplastics, kunt u overwegen datsommige deeltjes zal gemakkelijk toegankelijk (kleur, vorm, grootte) terwijl anderen moeilijker te vinden zijn. Hieronder zijn een paar functies die microplastic deeltjes te identificeren in de steekproef: bijvoorbeeld geen mobiele structuur, oneffen, scherp, scheve randen, uniforme dikte, opvallende kleuren (blauw, groen, geel, enz.). 3. Chemische identificatie van microplastics ATR-FTIR spectroscopie Voorafgaand aan de analyse van het reinigen van de detectie systeem met alcohol en een pluisvrije doek. Neem een ​​achtergrondspectrum. Plaats het monster op het monster houder en het verzamelen van de spectra. Identificeer de verkregen Atr- FTIR spectra onder toepassing van een geautomatiseerde vergelijking van het verkregen spectrum met spectra in een database. Micro ATR-FTIR spectroscopie Voorafgaand aan de analyse van het reinigen van de detectie systeem met alcohol en een pluisvrije doek. Plaats het monster op een glazen filter. Opmerking: andere filters kunnen onsed maar hun polymeer natuur kan interfereren met de karakterisering. Plaats het filter met het monster op het automatisch scannen tafel en gebruik de joystick om het monster te vinden. Neem een ​​optisch beeld en markeer een gebied (bijvoorbeeld 20 bij 20 micrometer) waar het monster zal worden gekarakteriseerd. Neem een ​​achtergrondspectrum. Plaats het monster op het monster houder en het verzamelen van de spectra op de van tevoren vastgestelde locatie. Identificeer de verkregen micro ATR-FTIR-spectra onder toepassing van een geautomatiseerde vergelijking van het verkregen spectrum met spectra in een database.

Representative Results

Het eerste resultaat van de beschreven protocol zijn microplastic deeltjes onderverdeeld in zes categorieën op basis van hun visuele kenmerken (tabel 1). De eerste categorie, en meestal de meest voorkomende is, zijn fragmenten (Figuur 1). Ze zijn stijf, dik, met scherpe kromme randen en een onregelmatige vorm. Ze kunnen in een verscheidenheid van verschillende kleuren. De tweede categorie zijn films (figuur 2). Zij verschijnen ook in onregelmatige vormen, maar in vergelijking met fragmenten, ze zijn dun en flexibel en meestal transparant. De derde categorie zijn pellets (figuur 3), gewoonlijk afkomstig uit de kunststofindustrie. Ze zijn onregelmatige, ronde vormen, gewoonlijk groter in omvang, ongeveer 5 mm in diameter. Ze zijn meestal vlak enerzijds en kan verschillende kleuren hebben. De vierde categorie zijn korrels (figuur 4). In vergelijking met pellets, ze hebben een regelmatige ronde vorm en meestal een kleiner formaat, ongeveer 1 mm in diameter. Ze verschijnen in natuurlijke kleuren(Wit, beige, bruin). De vijfde categorie zijn filamenten (Figuur 5). Ze zijn naast fragmenten, het meest voorkomende type microplastische deeltjes. Ze kunnen kort of lang, met verschillende dikten en kleuren zijn. De laatste categorie zijn schuimen (figuur 6). Ze meestal komen uit grote deeltjes van piepschuim. Ze zijn een zachte, onregelmatige vorm en wit tot geel van kleur. Het belangrijkste resultaat van microplastics bemonstering en analyse is het aantal microplastic deeltjes per monster. Deze gegevens kunnen verder genormaliseerd per km 2 zijn. De formule gebruikt voor normalisatie is: microplastic deeltjes per monster / sampling area, Indien het monster wordt berekend door vermenigvuldiging bemonstering afstand door de breedte van de opening van de manta net (tabellen 2, 3, figuur 7). Bovendien kunnen deeltjes worden geanalyseerd imleeftijd analyse software. De resultaten omvatten maximale lengte en oppervlak van elk deeltje (Tabel 4). Figuur 8a toont deeltjes voor beeldanalyse en figuur 8b is na beeldanalyse, waarbij elk deeltje wordt gemeten en genummerd. Tenslotte wordt een chemische analyse van de gehele of hoogste aantal deeltjes per monster aanbevolen. Via Fourier transformatie infraroodspectroscopie een spectrum van het geselecteerde deeltje wordt verkregen, zoals getoond in Figuur 9. Dit spectrum wordt vervolgens vergeleken met de spectra van de softwarebibliotheek (figuur 10). Het uiteindelijke resultaat zal laten zien of een bepaald deeltje plastic of niet en geven het type van plastic uit de chemische structuur. 1 fragmenten 2 films 3 pellets 4 korrels 5 filamenten 6 Schuim s Tabel 1: Categorieën van microplastic deeltjes. Figuur 1: Voorbeeld van deeltjes uit de categorie: Fragmenten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 2: Voorbeeld van deeltjes uit de categorie: Films. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. /55161fig3.jpg "/> Figuur 3: Voorbeeld van deeltjes uit de categorie: Pellets. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 4: Voorbeeld van deeltjes uit de categorie: Granulaat. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 5: Voorbeeld van deeltjes uit de categorie: filamenten. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. <p class = "jove_content" fo: keep-together.within-page = "1"> Figuur 6: Voorbeeld van deeltjes uit de categorie: Schuim. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Sampling afstand [km] 2 Manta breedte [km] 0,0006 Sampling gebied [km 2] 0,0012 Tabel 2: Voorbeeld van gegevens uit onderzoek, voor de berekening van microplastic deeltjes per km 2. Nee No / km 2 fragmenten 301 250.833 films 45 37500 pellets 15 12500 korrels 8 6667 schuimen 33 27500 filamenten 223 185.833 Tabel 3: Voorbeeld van de resultaten van onderzoek, waar de gegevens gecategoriseerd in 6 groepen worden geteld en genormaliseerd per km 2 (Nee – aantal deeltjes). Figuur 7: Voorbeeld van een representatieve resultaten na visuele categorisatie van partikels (No – aantal deeltjes). Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. index Region Ruimte [mm²] Maximale lengte [mm] 1 8.010 5,506 2 10,517 5,628 3 12,185 5,429 4 3,367 3,367 5 2,475 2,155 6 1,809 2,943 7 6,604 5,238 8 5,779 4,037 9 4,472 3,791 10 16,907 5,355 11 7,246 3,733 12 7,867 4,622 13 6,411 5,056 14 3,281 3,070 15 12,937 5,554 16 6,709 3,716 Tabel 4: Voorbeeld van analyseresultaten, waar ruimte [mm 2] en maximale lengte [mm] van elk deeltje worden gemeten. Figuur 8: Voorbeeld van verworven a) voor en b) na beeldanalyse van deeltjes met beeldanalyse software.ecsource.jove.com/files/ftp_upload/55161/55161fig8large.jpg "target =" _ blank "> Klik hier om een ​​grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 9: Voorbeeld van een spectra gemeten op een geselecteerd deeltje met gemarkeerde pieken en hun golflengten [cm -1]. Klik hier om een grotere versie van deze figuur te bekijken. Figuur 10: Voorbeeld van een vergelijking van de verkregen spectra van geselecteerde deeltje beste match van de ATR-FTIR spectra bibliotheek. Klik hier om een grotere versie van deze f bekijkenIGUUR.

Discussion

Microplastics bemonstering op het zeeoppervlak door manta net is een veel gebruikte methode voor de bemonstering van microplastics op het zeeoppervlak, maar tot op heden is er geen uniforme methodiek geweest. Een grote hoeveelheid water kan worden gefilterd door de manta net, waardoor de kans op het vangen van een relevant aantal microplastics is hoog en de resultaten worden waargenomen betrouwbaar. Vergelijkbaarheid van de resultaten tussen verschillende monsters waargenomen door normalisatie. In ons geval werden de concentraties van het het monstergebied te vermenigvuldigen sleepnet afstand langs de horizontale breedte van het net opening. Een andere optie is om een ​​stroommeter, de netopening vaste gebruiken. Het gebruik van een debietmeter is mogelijk aangezien de manta net met zijvleugels zeer stabiel op het zeeoppervlak en derhalve hoppen op de golven minimaal. Een debietmeter registreert de hoeveelheid gefilterd water en dus kan de normalisatie van de resultaten per volume van bemonsterde water 16.

<p class="jove_content"> De meest gebruikte manta netten hebben ongeveer 300 pm maaswijdte en zijn 3-4,5 m lang. Deze afmetingen zijn geoptimaliseerd om verstopping van het net wordt vermeden en dat het bemonsteren van een hoeveelheid water zo groot mogelijk. Trawlvisserij snelheid wordt aanbevolen om tussen de 2-3 knopen, maar het is afhankelijk van de golfhoogte, windsnelheid en zeestromingen. Het is zeer belangrijk dat de manta net is onder toezicht van de hele tijd tijdens de bemonstering en als het begint hoppen, moet de trawlsnelheid verlaagd. De trawlvisserij tijd wordt aanbevolen om ongeveer 30 minuten, maar is afhankelijk van seston concentraties. Het kan gebeuren dat seston klompen soms de manta net. In dit geval heeft de trawlvisserij onmiddellijk worden gestopt, anders kan de microplastics deeltjes kunnen verloren gaan en het net kan beschadigd raken. Manta net is het meestal bevestigd aan de zijkant van het vaartuig. Dit is ook de meest geschikte optie, terwijl de manta net is zeker buiten het kielzog zone. In sommige onderzoeken werd manta netto vaste van de achtersteven van het schip17, 18, maar in dat geval moet je er zeker van zijn dat het net buiten het kielzog zone. De afstand, waarop het netwerk wordt ingesteld voor bemonstering, moet individueel worden bepaald, aangezien de zone van turbulentie veroorzaakt door het vaartuig verschilt van de grootte van het vat en van de snelheid van de boot 19, 20.

Scheiding van microplastic deeltjes uit het zeeoppervlak monsters wordt meestal alleen gedaan door visuele identificatie 21. Deeltjes groter dan 1 mm kan gemakkelijk worden geïdentificeerd door het blote oog, terwijl deeltjes kleiner dan 1 mm is het gebruik van een stereomicroscoop nodig. Om de kans op verwarring de niet-plastic deeltjes met kunststof exemplaren, met behulp van de polarisatie licht op stereomicroscopen te verminderen wordt aanbevolen. De mogelijkheid van een verkeerde identificatie van plastic deeltjes wordt hoger met kleinere deeltjes. Aldus deeltjes> 0,5 mm is uitsluitend visueel geïdentificeerd 21 door het gebruik van stereomicroscoop. Voor deeltjes kleiner dan 0,5 mmeen extra, meer nauwkeurige methode vereist is, bijvoorbeeld micro ATR-FTIR spectroscopie 21.

Tijdens het microplastics scheiding van het monster de mogelijkheid monsterverontreiniging de lucht filamenten is zeer hoog. Om deze reden, de controle petrischaaltjes opengelaten op de werktafel wordt ten zeerste aanbevolen voor de identificatie van potentiële verontreinigende deeltjes in de lucht. Namelijk de kwaliteit van de gegevens sterk afhankelijk van: 1) de nauwkeurigheid van de persoon die met het monster, 2) de kwaliteit en vergroting van de stereomicroscoop en 3) de hoeveelheid organisch materiaal in het monster 16. Na visuele identificatie het sterk aanbeveling de gesorteerde deeltjes analyseren één van de beschikbare technieken voor chemische identificatie van het materiaal 8.

Er bestaan ​​verscheidene werkwijzen voor de polymere identificatie, waaronder de FTIR spectroscopie en Raman spectroscopie de frequenTLY gebruikt 22. FTIR en Raman-spectroscopie zijn complementaire technieken en de nauwkeurigheid is vergelijkbaar. In ons protocol, de FTIR en micro-FTIR spectroscopie met "verzwakte totale reflectie" (ATR) worden gepresenteerd. Ze zijn eenvoudig te gebruiken en ze maken een snelle en nauwkeurige resultaten. Kunststofpolymeren bezitten zeer specifieke infrarood (IR) spectra met verschillende bandenpatronen, waardoor IR spectroscopie optimale techniek voor de identificatie van microplastics 21. De energie van IR straling wekt een specifieke moleculaire trillingen tijdens interactie met een monster, waarbij de meting van de karakteristieke IR spectra 22 mogelijk maakt. FTIR spectroscopie kan ook aanvullende informatie over deeltjes, zoals de intensiteit van de oxidatie 23 en het niveau van degradatie 24. ATR-FTIR is geschikt voor chemische identificatie van grotere deeltjes (> 0,5 mm), kan micro ATR-FTIR spectroscopie informatie over de chemische structuur van deeltjes & # verschaffen60, 0,5 mm, omdat het combineert de functie van een microscoop en een infrarood spectrometer.

Alvorens FTIR en micro FTIR spectroscopie, microplastische deeltjes eerst moeten worden gedroogd, aangezien sterk water absorbeert infraroodstraling 22 en gezuiverd, indien zij zijn bedekt met biofilms en / of andere organische en anorganische aanhangers, waarbij de IR spectra beïnvloeden. De meeste niet-invasieve manier om monsters te zuiveren is door roeren en spoelen met vers water 25. Als dit niet genoeg is, dan is het gebruik van 30% waterstofperoxide aanbevolen. Alle andere methoden kunnen negatieve effecten op het microplastic deeltjes (bv ultrasoon reinigen kan verder breken deeltjes, kan sterk zure of alkalische oplossingen meerdere plastic polymeren, enz. Beschadigen) en daarom het gebruik ervan wordt niet aanbevolen hebben. Veelbelovender is het gebruik van een sequentiële enzymatische digestie als plastic vriendelijke zuiveringsstap. Zuivering door verschillende technische enzymen (bv lipase, eenmylase, protease, chitinase, cellulase, proteïnase-K) is met succes toegepast voor het reduceren van een biologische matrix van plankton en derhalve bleek een waardevolle techniek matrix artefacten tijdens FTIR spectroscopie metingen 22 minimaliseren.

Scheiding van microplastics door visuele identificatie en chemische karakteristieken van bepaalde deeltjes zijn beiden zeer tijdrovend proces. Dit werk moet worden gedaan door een nauwkeurige en patiënt persoon die ervaring hebben met stereomicroscopen, niet alleen in het herkennen van de plastic deeltjes, maar ook in het herkennen van biologisch materiaal heeft. Zelfs een ervaren persoon kan niet eenduidig discrimineren alle potentiële microplastic deeltjes uit chitine of diatomeeën fragmenten 22. Daarom is de foutenmarge van visuele sortering varieert van 20% 26 70% 21 en toeneemt met afnemende deeltjesgrootte.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

De ontwikkeling van dit protocol werd opgericht door IPA Adriatische Grensoverschrijdend Samenwerkingsprogramma 2007-2013, binnen de DeFishGear project (1 ° str / 00010).

Materials

In this protocol no specific equipment or reagents were used.
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Law, K. L., et al. Plastic accumulation in the North Atlantic subtropical gyre. Science. 329 (5996), 1185-1188 (2010).
  2. Thompson, R. C. Microplastics in the marine environment: Sources, consequences and solutions. Marine anthropogenic litter. , 185-200 (2015).
  3. Lusher, A. Microplastics in the marine environment: distribution, interactions and effects. Marine anthropogenic litter. , 245-307 (2015).
  4. Arthur, C., Baker, J., Bamford, H. . Proceedings of the International Research Workshop on the Occurrence, Effects, and Fate of Microplastic Marine Debris, September 9-11. , (2008).
  5. Andrady, A. L. Microplastics in the marine environment. Marine pollution bulletin. 62 (8), 1596-1605 (2011).
  6. Browne, M. A. Sources and pathways of microplastics to habitats. Marine anthropogenic litter. , 229-244 (2015).
  7. . Marine litter: an analytical overview. UNEP’s REGIONAL SEAS PROGRAMME. , (2005).
  8. van der Wal, M., et al. . SFRA0025: Identification and Assessment of Riverine Input of (Marine) Litter, Final Report for the European Commission DG Environment under Framework Contract No ENV.D.2/FRA/2012/0025. , (2015).
  9. Setälä, O., Fleming-Lehtinen, V., Lehtiniemi, M. Ingestion and transfer of microplastics in the planktonic food web. Environmental pollution. 185, 77-83 (2014).
  10. Farrell, P., Nelson, K. Trophic level transfer of microplastic: Mytilus edulis. (L.) to Carcinus maenas (L). Environmental Pollution. 177, 1-3 (2013).
  11. Wright, S. L., Thompson, R. C., Galloway, T. S. The physical impacts of microplastics on marine organisms: a review. Environmental Pollution. 178, 483-492 (2013).
  12. Bakir, A., Rowland, S. J., Thompson, R. C. Transport of persistent organic pollutants by microplastics in estuarine conditions. Estuarine, Coastal and Shelf Science. 140, 14-21 (2014).
  13. Cole, M., Lindeque, P., Halsband, C., Galloway, T. S. Microplastics as contaminants in the marine environment: a review. Marine pollution bulletin. 62 (12), 2588-2597 (2011).
  14. Zarfl, C., et al. Microplastics in oceans. Marine Pollution Bulletin. 62, 1589-1591 (2011).
  15. Hanke, G., et al. . MSFD GES technical subgroup on marine litter. Guidance on monitoring of marine litter in European Seas. , (2013).
  16. Löder, M. G. J., Gerdts, G. Methodology used for the detection and indentification of microplastics – A critical appraisal. Marine anthropogenic litter. , 201-227 (2015).
  17. Kang, J. H., Kwon, O. Y., Lee, K. W., Song, Y. K., Shim, W. J. Marine neustonic microplastics around the southeastern coast of Korea. Marine pollution bulletin. 96 (1), 304-312 (2015).
  18. Lusher, A. L., Tirelli, V., O’Connor, I., Officer, R. Microplastics in Arctic polar waters: the first reported values of particles in surface and sub-surface samples. Scientific reports. 5, (2015).
  19. Shu, J. -. J. Transient Marangoni waves due to impulsive motion of a submerged body. International Applied Mechanics. 40 (6), 709-714 (2004).
  20. Rabaud, M., Moisy, F. Ship wakes: Kelvin or Mach angle. Physical Review Letters. 110 (21), 214503 (2013).
  21. Hidalgo-Ruz, V., Gutow, L., Thompson, R. C., Thiel, M. Microplastics in the marine environment: a review of the methods used for identification and quantification. Environmental science & technology. 46 (6), 3060-3075 (2012).
  22. Löder, M. G. J., Kuczera, M., Mintenig, S., Lorenz, C., Gerdts, G. Focal plane array detector-based micro-Fourier-transform infrared imaging for the analysis of microplastics in environmental samples. Environmental Chemistry. 12 (5), 563-581 (2009).
  23. Ioakeimidis, C., et al. The degradation potential of PET bottles in the marine environment: An ATR-FTIR based approach. Scientific reports. 6, 23501 (2016).
  24. McDermid, K. J., McMullen, T. L. Quantitative analysis of small-plastic debris on beaches in the Hawaiian archipelago. Marine pollution bulletin. 48 (7), 790-794 (2004).
  25. Eriksen, M., et al. Microplastic pollution in the surface waters of the Laurentian Great Lakes. Marine pollution bulletin. 77 (1-2), 177-182 (2013).

Tags

Microplastic SamplingSea SurfaceManta NetGPS CoordinatesBoat SpeedSieve300 MicrometerEthanolMicroplastic SeparationNatural LitterArtificial LitterVisual IdentificationTweezersDesiccatorWeighing

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Kovač Viršek, M., Palatinus, A., Koren, Š., Peterlin, M., Horvat, P., Kržan, A. Protocol for Microplastics Sampling on the Sea Surface and Sample Analysis. J. Vis. Exp. (118), e55161, doi:10.3791/55161 (2016).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image