Measurement of Particle Size Distribution in Turbid Solutions by Dynamic Light Scattering Microscopy

Takashi Hiroi; Mitsuhiro Shibayama

doi:10.3791/54885

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Chemistry

Misura della dimensione delle particelle di distribuzione in torbidi soluzioni da Dynamic Light Scattering Microscopia

Published: January 09, 2017

doi:

10.3791/54885

Takashi Hiroi¹, Mitsuhiro Shibayama²

¹Department of Chemistry, School of Science,University of Tokyo, ²Institute for Solid State Physics,University of Tokyo

Summary

Un protocollo per la misura diretta della distribuzione granulometrica in soluzioni concentrate utilizzando dinamica microscopia ottica di scattering viene presentato.

Abstract

A protocol for measuring polydispersity of concentrated polymer solutions using dynamic light scattering is described. Dynamic light scattering is a technique used to measure the size distribution of polymer solutions or colloidal particles. Although this technique is widely used for the assessment of polymer solutions, it is difficult to measure the particle size in concentrated solutions due to the multiple scattering effect or strong light absorption. Therefore, the concentrated solutions should be diluted before measurement. Implementation of the confocal optical component in a dynamic light scattering microscope¹ helps to overcome this barrier. Using such a microscopic system, both transparent and turbid systems can be analyzed under the same experimental setup without a dilution. As a representative example, a size distribution measurement of a temperature-responsive polymer solution was performed. The sizes of the polymer chains in an aqueous solution were several tens of nanometers at a temperature below the lower critical solution temperature (LCST). In contrast, the sizes increased to more than 1.0 µm when above the LCST. This result is consistent with the observation that the solution turned turbid above the LCST.

Introduction

Particle size is one of the most fundamental properties of colloidal and polymer solutions. Numerous techniques are used to measure the particle size. Particle sizes of 1.0 µm or larger can be measured directly using an optical microscope. For smaller particles, alternative techniques, such as laser diffraction, electron microscopy, or atomic force microscopy, are used^2,3. Dynamic light scattering is a commonly-used technique for the measurement of particle size distributions in solutions⁴. The results obtained using this technique are not derived from images of the particles but from the characteristic time of the fluctuations in scattered light intensity. These fluctuations originate from Brownian motion, which is characterized by a diffusion constant. The size distribution is obtained from the distribution of diffusion constants using the Einstein-Stokes equation. Due to its simplicity, dynamic light scattering is widely used for the routine assessment of solutions, such as paints and food colloids.

Pretreatment is required for most of the techniques used for the particle size measurement of solution samples. In the case of electron microscopy and atomic force microscopy, the sample must be analyzed under vacuum conditions. Therefore, it is difficult to observe the samples in their native forms. Furthermore, for laser diffraction and dynamic light scattering, only diluted samples that are free from multiple scattering and light absorption can be measured. To overcome this difficulty, several new techniques have been proposed for the measurement of dynamic light scattering from undiluted, concentrated solutions, such as cross-correlation spectroscopy^5,6, low-coherence dynamic light scattering^7,8, diffusing-wave spectroscopy^9,10, and differential dynamic microscopy^11,12.

We have developed a new apparatus called a dynamic light scattering microscope¹. This apparatus enables us to measure turbid samples without dilution by means of a confocal optical system in which multiple scattering is eliminated using a pinhole. However, the measurement procedure and data analysis are slightly more complicated than those of commercially-available instruments. This video explains the measurement procedure and data analysis in detail using the analysis of the temperature-responsive polymer, poly(N-isopropylacrylamide), as an example.

Protocol

Preparazione 1. Esempio Purificazione di monomeri temperatura-sensibile Sciogliere 20 g di N -isopropylacrylamide (NIPA) in 100 mL di toluene. Filtrare la soluzione sotto vuoto per eliminare la polvere. Mescolare il filtrato con 500 ml di etere di petrolio. Posizionare il recipiente di reazione in un bagno di ghiaccio-acqua. Agitare la soluzione fino a quando i monomeri vengono precipitati (tipicamente 30 min). Filtrare la soluzione sotto aspirazione per ottenere i monomeri precipitati. Asciugare i monomeri a pressione ridotta (100 Pa) durante la notte. Preparazione della soluzione di polimero sensibile alla temperatura Degas 20 mL di acqua deionizzata per 1,0 minuti usando una pompa a membrana. Sciogliere 780.8 mg di NIPA purificato in 9,5 ml di acqua degasata e deionizzata. Posizionare il recipiente di reazione in un bagno di ghiaccio-acqua. Proteggere la reazioneluce coprendo l'apparecchiatura con un foglio di alluminio. Mescolare delicatamente la soluzione per 10 minuti, mentre l'introduzione di un moderato flusso di gas Ar delicatamente attraverso un puntale collegato alla bombola del gas con un tubo. Aggiungere 11,9 ml di N, N, N ', N' -tetramethylethylenediamine alla soluzione tramite una micropipetta. Agitare la soluzione per 1.0 minuti, mentre l'introduzione di gas Ar, come indicato nel punto 1.2.5. Agitando il campione, sciogliere 4,0 mg di persolfato di ammonio in 0,5 mL di acqua degasata e deionizzata. Mescolare la soluzione del campione (dal punto 1.2.7) e la soluzione di ammonio persolfato (dal punto 1.2.8). Agitare la soluzione per 30 s, mentre l'introduzione di gas Ar, come indicato nel punto 1.2.5. Coprire la soluzione con un foglio di alluminio e conservarlo in frigorifero (4 ° C) per una notte. Preparazione di fissaggio degli esemplari Mettere 60 ml di soluzione del campione (dapasso 1.2.11) in una diapositiva cavità. Coprire la soluzione con un vetro di copertura circolare. Non essere attenti a bolle d'aria trappola. Rimuovere la soluzione in eccesso utilizzando una micropipetta e di laboratorio salviette. Sigillare il campione con la colla. Lasciare asciugare la colla a temperatura ambiente (tipicamente 6 h). Preparare un altro vetrino pieno di lattice 0,1% in peso di polistirene (diametro delle particelle da 100 nm) sospensione seguendo i punti 1.3.1-1.3.4. Questa diapositiva viene utilizzato come standard. Misura Size 2. particella con Dynamic Light Scattering microscopio Ottimizzazione dello strumento Posizionare il vetrino sospensione di polistirene (dal punto 1.3.5) sul palco del microscopio invertito. Il lato vetro di copertura deve essere rivolto verso il basso. Inserire un ammortizzatore fascio davanti al rivelatore (un fotodiodo a valanga e un autocorrelatore). Applicare un raggio laser (laser a stato solido, λ = 488 nm, 30 mW, continuaonda) per il campione attraverso una lente obiettivo (10 ×). Una parte della luce riflessa attraversa uno specchio lancio del microscopio ed è osservato da una telecamera CCD montata al porto lato del microscopio (Figura 1). Regolare l'altezza della lente obiettivo per impostare il punto focale per la sospensione di esempio spostando l'altezza della lente obiettivo dalla posizione bassa a alta. Durante questa procedura, l'immagine riflessa è focalizzata tre volte: alla superficie del vetro di copertura, all'interfaccia tra il vetro di copertura e il campione, e all'interfaccia tra il campione e il vetro hole-scivolo. Impostare il punto focale tra il secondo e il terzo punto. Attenuare l'intensità della luce dispersa cambiando la potenza del laser. Introdurre la luce diffusa nel rivelatore rimuovendo la serranda fascio davanti al rivelatore. Questa unità misura la correlazione temporale delle intensità luminosa. Impostare un foro stenopeico (φ = 50 micron) between il microscopio ed il rivelatore per ottenere l'effetto confocale. Regolare la posizione del foro di spillo per massimizzare l'intensità luminosa al rivelatore. Misurare la funzione di correlazione tempo dell'intensità della luce diffusa per 30 s avviando il funzionamento del correlatore tramite un computer. La funzione di correlazione misurata è spesso espressa come g (2) (t) – 1, dove t è il tempo di correlazione 4 e . Qui, I (t) è l'intensità della luce diffusa al tempo t e (•••) T è il tempo di media. Il tempo di decadimento sarà di circa 0,1 ms. Regolare il punto focale di ottenere una vasta gamma per l'ampiezza iniziale della funzione di correlazione tempo (g (2) (t = 0) – 1). NOTA: L'ampiezza iniziale è fortemente influenzata dalla quantità di luce riflessa. Spostando il punto focale trainoard l'interfaccia tra il vetro di copertura e il campione, aumenta la quantità di luce riflessa. Per forti scatterers leggeri, come polistirene, l'ampiezza iniziale può essere modificato da 0 a 1. Tuttavia, è difficile impostare l'ampiezza iniziale vicino a 1 per soluzioni più comuni polimeri perché l'intensità della luce riflessa è molto superiore quella della luce diffusa. Applicare l'inverso di Laplace trasformazione (utilizzando il programma di regolarizzazione vincolata CONTIN 13,14) per la funzione di correlazione tempo ottenuto per l'acquisizione della funzione di distribuzione delle dimensioni. Nei casi in cui l'ampiezza iniziale è impostato a meno di 0,2, la funzione di distribuzione del raggio idrodinamico mostrerà un forte picco di circa 100 nm, che è due volte il raggio effettivo (si veda la discussione per i dettagli). misurazione del campione Impostare la temperatura fase a 25 ° C. Posizionare un vetrino preparato con poli-NIPA (PNIPA) solutione (fase 1.3.4) sul palco del microscopio. Misurare la funzione di correlazione temporale delle intensità della luce diffusa seguendo i punti 2.1.4-2.1.8. Se l'ampiezza iniziale è maggiore di 0,2, regolare il punto focale di rendere l'ampiezza iniziale della funzione di correlazione volta meno di 0,2 seguendo passo 2.1.9. Una piccola ampiezza iniziale semplifica l'analisi. Impostare la temperatura fase a 35 ° C e attendere fino a quando la soluzione diventa torbida. La temperatura più bassa soluzione critica (LCST) di soluzione PNIPA è di 32 ° C 15. Misurare la funzione di correlazione momento seguenti operazioni 2.1.4-2.1.8. Se possibile, regolare la posizione del punto focale per rendere l'ampiezza iniziale della funzione di correlazione tempo inferiore a 0,2. Per soluzioni torbide, le loro ampiezze iniziali tendono ad aumentare, poiché l'intensità della luce aumenta sparsi mentre quella della luce riflessa rimane costante. Applicare l'inverso Laplace transformatia funzioni di correlazione temporali ottenuti per ottenere le funzioni di distribuzione dimensioni. Si noti che la dimensione effettiva è la metà del valore ottenuto nei casi in cui l'ampiezza iniziale è inferiore a 0,2.

Representative Results

Funzioni tempo di correlazione di intensità della luce diffusa per una sospensione di polistirene (raggio delle particelle: 50 nm) sono stati misurati in diversi punti focali, come mostrato nella Figura 2 (a). Queste funzioni di correlazione sono stati convertiti in funzioni di distribuzione del raggio idrodinamico per l'inverso Laplace trasformazione (riferimento alla figura 2 (b) e (c)). Usando la stessa procedura, le funzioni di correlazione di tempo e funzioni di distribuzione del raggio idrodinamico della soluzione PNIPA stati ottenuti a 25 ° C e 35 ° C rispettivamente. Le figure 3 (a) e (b) mostrano le funzioni di correlazione temporale delle intensità della luce diffusa e le corrispondenti funzioni di distribuzione dimensioni della soluzione PNIPA sotto (25 ° C) e superiore (35 ° C) il LCST. Le funzioni di distribuzione di dimensione sono stati ottenuti dalla antitrasformata trasformazione seguita dalcorrezione del eterodina parziale. Il raggio medio idrodinamico sotto la LCST è diverse decine di nanometri, che è tipico per soluzioni polimeriche. Al contrario, il raggio idrodinamico sopra la LCST è di circa 1,0 micron. Questo risultato è coerente con il fatto che la soluzione è torbida sopra la LCST. Le linee rosse e blu in Figura 3 rappresentano la distribuzione delle dimensioni delle soluzioni PNIPA ottenuto immediatamente dopo e 20 minuti dopo che la soluzione divenne torbida, rispettivamente. Figura 3 (b) indica chiaramente la crescita della aggregazione. Figura 1. Schema del microscopio dispersione della luce dinamica. Pinhole (PH), fascio splitter (BS), polarizzatore (Pol), e fotodiodo a valanga (APD). Clicca qui per vedereuna versione più grande di questa figura. Figura 2. Risultati rappresentativi per una sospensione di polistirene. (A) funzioni di correlazione temporale delle intensità della luce diffusa per la sospensione di polistirene. Il raggio nominale è di 50 nm e la concentrazione è 0.1% in peso. Due insiemi di dati sono stati ottenuti da differenti punti di scattering. (B), (c) funzioni di distribuzione dimensioni corrispondenti per la sospensione polistirene lattice ottenuto dalla antitrasformata trasformazione di (a). La linea rossa corrisponde alla funzione di correlazione tempo la cui ampiezza iniziale è di circa 1,0, e la linea blu corrisponde a quella di ampiezza iniziale è circa 0,2. L'asse orizzontale è stato calcolato senza (b) e (c) esaminare l'effetto di eterodina parziale (PHD) quando A << ; 1. Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura. Figura 3. Risultati rappresentativi per una soluzione PNIPA. (A) le funzioni di correlazione Tempo di intensità della luce diffusa per la soluzione PNIPA. (B) le funzioni di distribuzione dimensioni corrispondenti per la soluzione PNIPA ottenuto dalla antitrasformata trasformazione di (a). L'asse orizzontale è stato calcolato considerando l'effetto di eterodina parziale per ciascun set di dati. La linea nera rappresenta i dati ottenuti a 25 ° C. La linea rossa rappresenta i dati ottenuti dopo la soluzione attivata torbida (35 ° C). La linea blu rappresenta i dati ottenuti dopo 20 min di misurazione della linea rossa./54885/54885fig3large.jpg "Target =" _ blank "> Clicca qui per vedere una versione più grande di questa figura.

Discussion

L'ampiezza iniziale della funzione di correlazione tempo dipende fortemente dal punto focale, come mostrato nella Figura 2 (a). Questo contraddice apparentemente il fatto che la soluzione risulti omogenea (tranne per il sottile strato all'interfaccia) ^8. Questa variazione di ampiezza iniziale è attribuita a una variazione della quantità di luce riflessa. Parziale teoria eterodina ¹⁶ prevede che l'ampiezza iniziale A, l'intensità della luce diffusa, I _s, e l'intensità della luce riflessa, I _r, soddisfano la seguente equazione ¹

Questa equazione mostra che la più grande I _R diventa il più piccolo A diventa. Pertanto, A viene ridotta impostando la posizione focale vicino all'interfaccia. L'apparente di diffusione costante D _A can essere ottenuto montando la funzione di correlazione tempo nel caso di soluzioni monodisperse:

dove . Qui, n è l'indice di rifrazione del solvente (acqua, 1,33), θ è l'angolo dispersa (180 °), e λ è la lunghezza d'onda della luce (514,5 nm). Poiché abbiamo applicato geometria backscattering, il valore di q è fisso. Tuttavia, questo punto è risolto utilizzando diverse lunghezze d'onda della luce. Si prega di notare che qualsiasi tipo di sorgente laser ad onda continua è disponibile per costruire il microscopio DLS. Grazie al piccolo volume irradiato, il fattore di coerenza ¹⁷ è stimato a più di 0,99 ed è trascurabile. Per soluzioni polidispersi, la funzione di ripartizione di D _A è ottenuta dalla trasformazione inversa di Laplace. esimo eterodina parzialiEory prevede anche che D _A non è la stessa come la costante reale diffusione D. Queste due costanti di diffusione soddisfano la seguente equazione:

La costante di diffusione D viene convertito nel idrodinamico raggio R _h usando l'equazione di Einstein-Stokes ^4. Quando A = 1, questo rapporto diventa D _A = D. In questo caso, il processo di conversione dei dati è la stessa che per la dispersione della luce dinamica comune. La linea rossa mostrata nella figura 2 (b) corrisponde a questo caso. Al contrario, questo rapporto diventa D _A = 0,5 D al limite di A → 0. Quindi, la dimensione è stimata essere due volte più grande della dimensione reale quando A è piccolo (praticamente, inferiore a 0,2), come mostrato dalla linea blu di figura 2 (b) </sTrong>. Se sappiamo che A è notevolmente piccolo, l'asse orizzontale può essere spostata, come mostrato nella Figura 2 (c). In linea di principio, possiamo convertire D _A in D per qualsiasi valore di A. In pratica, tuttavia, è preferibile impostare l'ampiezza iniziale inferiore a 0,2, poiché il semplice approssimazione D _A ~ 0,5 D vale.

Le caratteristiche di spicco della tecnica di diffusione microscopio ottico dinamica sono state dimostrate con una soluzione PNIPA. La conformazione del PNIPA qui sotto e al di sopra della LCST è stato ampiamente studiato con piccoli angoli di scattering di neutroni ^15,18. Al contrario, light scattering dinamico non è stato utilizzato per l'analisi PNIPA sopra la LCST causa della sua torbidità ^19. Questo problema viene risolto dal microscopio ottico dispersione dinamica, come mostrato nelle figure 3 (a) e (b). La dimensione di questi aggregati è parecchio &# 181; m, che non può essere ottenuta con uno piccolo angolo X-ray scattering di / neutroni o tecniche di scattering di luce convenzionali. Misure risolta in tempo che utilizzano questo sistema forniscono informazioni sul processo di aggregazione durante il cambio di temperatura.

Lo svantaggio del microscopio della diffusione della luce dinamica è anche illustrata in figura 3. Per il risultato al di sotto del LCST, la funzione di correlazione temporale è fortemente influenzata dalla piccola quantità di polveri presenti (le linee nere in figura 3). Ad esempio, la funzione di correlazione tempo non decade completamente, anche con tempi di correlazione nell'ordine di 1,0 s. Questo perché il volume irradiato con questo apparato (circa 1,0 micron) è significativamente minore di quella irradiata con la consueta apparecchiatura dispersione della luce dinamica (circa 100 micron). Nei casi in cui l'intensità della luce diffusa è debole, il segnale viene oscurata dal rumore, come quella causata da squantità centro commerciale di polvere nella soluzione. Pertanto, i tre picchi mostrati in figura 3 (b) non possono avere importanza quantitativa, anche se l'ordine generale delle dimensioni è significativo. Si noti che un diffusore così debole può essere misurata con un apparecchio di dispersione della luce dinamica convenzionale.

Abbiamo dimostrato che il microscopio dispersione della luce dinamica consente di misurare i campioni sia trasparente e torbidi con la stessa configurazione. Poiché la lunghezza del percorso ottico nei campioni è breve, questa tecnica può essere applicata a forti campioni che assorbono la luce, quali sospensioni di nanotubi di carbonio ^20. Inoltre, grazie alla sua elevata risoluzione spaziale, questa tecnica può essere applicata a cellule biologiche. Per la sua applicazione alla biologia, questo metodo può anche essere combinato con altre tecniche di imaging, come la fluorescenza e l'imaging Raman. Così, noi crediamo che il microscopio dispersione della luce dinamica è un potente strumento per una vasta gamma di campi di ricerca.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work has been financially supported by Grants-in-Aid for Scientific Research from the Ministry of Education, Culture, Sports, Science, and Technology (No. 25248027 to M.S.).

Materials

N-isopropylacrylamide, 98%	Tokyo Chemical Industry Co., Ltd.	I0401
toluene, 99%	Wako Pure Chemical Industries, Ltd.	201-01876
petroleum ether, distillation temperature 30 ~ 60 °C	Wako Pure Chemical Industries, Ltd.	169-22565
N,N,N',N'-tetramethylethylenediamine, 99%	Sigma	T9281
ammonium persulfate, 98%	Sigma	248614
polystyrene latex suspension, 1 wt%	Duke Scientific Corporation	3500A
argon	Koike Sanso Kogyo Co., Ltd.		purity > 99.999 vol.%

cavity slide	Matsunami Glass Ind.,Ltd.	83-0336
inverted microscope	Nikon Instech Co., Ltd.	ECLIPSE Ti-U
Thermo Plate	Tokai Hit CO.,Ltd	TP-108R-C
Ar-Kr ion laser	Spectra-Physics	Stabilite 2018
avalanche photodiode	ALV-GmbH	ALV-High Q.E. Avalanche Photo Diode
correlator	ALV-GmbH	ALV-5000/EPP

References

Hiroi, T., Shibayama, M. Dynamic Light Scattering Microscope: Accessing Opaque Samples with High Spatial Resolution. Opt. Express. 21, 20260-20267 (2013).
Barth, H. G., Flippen, R. B. Particle Size Analysis. Anal. Chem. 67, 257-272 (1995).
Liu, Y., Wang, Z., Zhang, X. Characterization of supramolecular polymers. Chem. Soc. Rev. 41, 5922-5932 (2012).
Berne, B. J., Pecora, R. . Dynamic Light Scattering with Applications to Chemistry, Biology and Physics. , (2000).
Phillies, G. D. J. Experimental demonstration of ruultiple-scattering suppression in quasielastic-light-scattering spectroscopy by homodyne coincidence techniques. Phys. Rev. A. 24, 1939-1943 (1981).
Phillies, G. D. J. Suppression of multiple scattering effects in quasielastic light scattering by homodyne crosscorrelation techniques. J. Chem. Phys. 74, 260-262 (1981).
Ishii, K., Yoshida, R., Iwai, T. Single-scattering spectroscopy for extremely dense colloidal suspensions by use of a low-coherence interferometer. Opt. Lett. 30, 555-557 (2005).
Xia, H., Ishi, K., Iwai, T. Hydrodynamic Radius Sizing of Nanoparticles in Dense Polydisperse Media by Low-Coherence Dynamic Light Scattering. Jpn. J. Appl. Phys. 44, 6261-6264 (2005).
Maret, G., Wolf, P. E. Multiple light scattering from disordered media. The effect of brownian motion of scatterers. Z. Phys. B. 65, 409-413 (1987).
Pine, D. J., Weitz, D. A., Chaikin, P. M., Herbolzheimer, E. Diffusing wave spectroscopy. Phys. Rev. Lett. 60, 1134-1137 (1988).
Cerbino, R., Trappe, V. Differential Dynamic Microscopy: ProbingWave Vector Dependent Dynamics with a Microscope. Phys. Rev. Lett. 108, 188102 (2012).
Lu, P. J., et al. Characterizing Concentrated, Multiply Scattering, and Actively Driven Fluorescent Systems with Confocal Differential Dynamic Microscopy. Phys. Rev. Lett. 108, 218103 (2012).
Provencher, S. W. A constrained regularization method for investing data represented by linear algebraic or integral equations. Comp. Phys. Comm. 27, 213-227 (1982).
Provencher, S. W., Stepanek, P. Global analysis of dynamic light scattering autocorrelation functions. Part. Part. Syst. Charact. 13, 291 (1996).
Takata, S., Norisuye, T., Shibayama, M. Small-angle Neutron Scattering Study on Preparation Temperature Dependence of Thermosensitive Gels. Macromolecules. 35, 4779-4784 (2002).
Pusey, P. N., van Megen, W. Dynamic Light Scattering by Non-Ergodic Media. Physica A. 157, 705-741 (1989).
Chu, B. . Laser Light Scattering. 2nd Ed. , (1991).
Shibayama, M., Tanaka, T., Han, C. C. Small-Angle Neutron-Scattering Study on Poly(N-Isopropyl Acrylamide) Gels near Their Volume-Phase Transition-Temperature. J. Chem. Phys. 97, 6829-6841 (1992).
Tanaka, T., Sato, E., Hirokawa, Y., Hirotsu, S., Peetermans, J. Critical Kinetics of Volume Phase Transition of Gels. Phys. Rev. Lett. 55, 2455-2458 (1985).
Hiroi, T., Ata, S., Shibayama, M. Transitions of Aggregation States for Concentrated Carbon Nanotube Dispersion. J. Phys. Chem. C. 120, 5776-5782 (2016).

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Hiroi, T., Shibayama, M. Measurement of Particle Size Distribution in Turbid Solutions by Dynamic Light Scattering Microscopy. J. Vis. Exp. (119), e54885, doi:10.3791/54885 (2017).

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