The recellularized extracellular matrix of a decellularized rat liver can be used as a humanized, three-dimensional ex vivo model to study the distribution and transgene expression of a virus or viral vector.
Dit protocol beschrijft de vorming van een driedimensionaal (3D) ex vivo model lever en de toepassing ervan op het onderzoek en de ontwikkeling van virale vectorsystemen. Het model wordt verkregen door herbevolking de extracellulaire matrix van een gedecellulariseerde rattenlever met humane hepatocyten cellijn. Het model maakt studies in een gevasculariseerde 3D celsysteem vervangen potentieel schadelijke experimenten met levende dieren. Een ander voordeel is het gehumaniseerde aard van het model, dat dichter bij de menselijke fysiologie dan diermodellen.
In deze studie demonstreren we de transductie van de lever model met een virale vector afkomstig van adeno-geassocieerde virussen (AAV vector). De perfusie circuit dat de 3D-lever-model levert met media biedt een eenvoudige manier om de vector toe te passen. Het systeem maakt controle van de belangrijkste metabolische parameters van de lever. Voor de uiteindelijke analyse, kunnen weefselmonsters worden genomen om de omvang van recellularizatie door histologische technieken. Verdeling van de virus vector en expressie van het transgen kan geleverd worden geanalyseerd door kwantitatieve PCR (qPCR), Western blotting en immunohistochemie. Talrijke toepassingen van de vector model in fundamenteel onderzoek en de ontwikkeling van gen-therapeutische toepassingen kunnen worden beoogd, inclusief de ontwikkeling van nieuwe antivirale therapieën, kankeronderzoek, en het onderzoek van virale vectoren en hun mogelijke bijwerkingen.
Most current biomedical research relies on one of two approaches, either two-dimensional (2D) cell culture experiments or animal models, which are three-dimensional (3D) by their very nature. However, these approaches have some severe drawbacks. Cells grown in 2D culture have been shown to differ in gene expression patterns and cell physiology from those cultivated under 3D conditions.1 Animal models, in addition to being associated with ethical concerns, often do not model human physiology well. Although the lack of obvious toxic effects of a compound must be confirmed in animal models prior to the first dosing in humans, multiple cases have been documented in which severe, sometimes fatal, adverse effects have occurred in clinical trials.2
To overcome these shortcomings, humanized 3D ex vivo organ models have become important research tools. When cultivated under suitable conditions, cells self-assemble into 3D structures known as spheroids. However, these spheroids lack a vascular system, which limits the distribution of small molecular compounds, large biologics and viral vectors alike. For example, adenoviral vectors only transduced the outer cell layers of spheroids prepared from human glioblastomas.3 A solution to this problem is the use of an organ model containing a vascular system. To this end, the organ of interest can be explanted from an animal, and the animal cells can be replaced by human cells. Various methods for decellularization of animal livers by treatment with detergents or sodium cholate have been described.4-6 The resulting extracellular matrix (ECM) harbors cytokines and growth factors which regulate various cellular processes.7 It can be used as a scaffold for recellularization with human cells to obtain a functional organ model.
In a recent study, we used a humanized 3D liver model to study distribution and transgene expression of an adeno-associated virus (AAV) vector.8 AAV vectors belong to the most promising viral vectors for gene therapeutic applications.9 The first, and to date only, approved gene therapeutic intervention in the Western world uses an AAV vector for the transfer of lipoprotein lipase.10
De gereconstitueerde 3D levers hier omschreven een model om virale vectoren bestuderen in een gehumaniseerd systeem. Herbevolking van de ECM van een rattenlever met een menselijke hepatocellulaire carcinoma cellijn genereert een gevasculariseerde systeem dat de studie van grote biologische toelaat. Deze resultaten vormen een proof-of-concept dat het bereide lever model efficiënt kan worden getransduceerd met een virale vector.
Voor de hier getoonde experimenten, elk leverkwab werd getransduceerd door de AAV vector. In sommige voorlopige experimenten, één lobben niet herbevolkt met cellen. Het is daarom belangrijk om te voorkomen dat celresten of andere componenten van het afsluitorgaan vaatstelsel. Om te testen of alle lobben kan worden geperfundeerd, kan een niet-toxische kleurstof zoals fenol rood worden doorgespoeld lever model.
Een andere cruciale kwestie is het bijhouden van de lever steiger steriel. Terwijl de behandeling met ethanol of antibiotica is disadvantageous het vasculaire systeem, bestraling van de extracellulaire matrix met γ-straling houdt de vaten en gesteriliseerd het monster.
Bovendien zal de omvang van geëxplanteerde lever verschillen, zodat het aantal cellen voor de hercellularisatie procedure en de herbevolking tijd mogelijk moeten worden aangepast om reproduceerbare resultaten te verkrijgen.
De rat levers gebruikt in deze studie zijn relatief groot en vereisen grote hoeveelheden cellen en testreagentia (bijvoorbeeld AAV vectoren). Bovendien, de herbevolking procedure duurde meer dan twee weken. Dit beperkt het aantal herhalingen die kan met redelijke inspanning. We zetten momenteel het model muizenlevers, die slechts ongeveer een vijfde van het volume van rat lever zijn, die het gebruik van minder cellen en minder testreagentia. Hoewel proportionele afbouw van het aantal cellen lijkt redelijk, moet de exacte bedragen die moeten worden bepaald in furtproefjes.
Een andere tekortkoming van dit model is het gebruik van de hepatocellulaire HepG2 cellijn. Experimenten zijn gaande om het gebruik van hepatocyten opzichte van geïnduceerde pluripotente stamcellen, die een fysiologisch relevanter voorbeeld kan dienen ontwikkelen. Bovendien is de lever uit meerdere celtypen naast de hepatocyten, bijvoorbeeld, Kupffer cellen en sinosoids. We nemen aan dat de verschillende celtypes hun natuurlijke omgevingen bevolken wanneer een ECM recellularized meerdere celtypen.
De 3D-lever model combineert een aantal voordelen. Een groot nadeel van de conventionele in vivo modellen is dat dierlijke fysiologie verschilt wezenlijk van de menselijke fysiologie. Toxische bijwerkingen van de behandeling van een menselijke patiënt kan dus onopgemerkt blijven. Deze tekortkoming kan worden overwonnen door het reconstitueren van het 3D-model met menselijke lever cellen die nauwer bij de biologie van human patiënten.
Het tweede voordeel van de lever model is haar bijdrage aan het welzijn van dieren. Hoewel dierlijke componenten vereist voor de reconstitutie experimenten, de benadering volgt nog steeds de doelstellingen van de 3R principe (vervanging, vermindering, verfijning) als overtollig dieren kunnen worden gebruikt die werden opgeofferd andere dierproeven, dwz dat geen extra dieren nodig en aanpak vermijdt volledig lijden van dieren die vaak gepaard gaat met in vivo experimenten. Sferoïden zijn een alternatief middel om cellulaire processen in 3D te bestuderen. Echter, sferoïden niet gevasculariseerd zodat grote en biologische stoffen niet diep in het binnenste van de structuur. Deze problemen zijn overwonnen met de gevasculariseerde lever 3D-model.
In de hier beschreven experimenten werden AAV vectoren onderzocht, omdat ze behoren tot de meest veelbelovende kandidaten voor gentherapietoepassingen. Talrijke gen therapeutische benaderingen gericht op de lever te richten, bijvoorbeeld voor de behandeling van infecties met hepatitis virussen of alfa-1-antitrypsine-deficiëntie, kan de 3D lever worden gebruikt bij de werkwijze volgens deze AAV vector ontwikkeling. Het is natuurlijk ook geschikt voor de studie van andere hepatotrope virale vectoren, zoals adenovirale vectoren. Bovendien kan het worden gebruikt om infectieuze hepatitis virussen zoals hepatitis B of C virus bestuderen. Het kan bijvoorbeeld worden toegepast om nieuwe antivirale strategieën te ontwikkelen. Bovendien, 3D-orgel modellen vertegenwoordigen veelbelovende instrumenten om nieuwe cytostaticum therapieën voor de behandeling van kanker en toxicologisch onderzoek uit te voeren te ontwikkelen. Op de lange termijn, kan kunstmatige levers worden gebruikt in de regeneratieve geneeskunde als transplantaties. Bij elkaar genomen, het 3D-lever model biedt een breed scala aan toepassingen in infectie biologie en andere gebieden van het biomedisch onderzoek.
The authors have nothing to disclose.
The authors thank Bernd Krostitz for technical assistance, Radoslaw Kedzierski for initial contributions to the project, Erik Wade for proofreading and giving helpful comments, and Prof. Heike Walles for providing the bioreactor and sharing her valuable experience with organ decellularization. We are also thankful for funding of the project and publication by the Berlin University of Technology.
Incubator | Fraunhofer | / | |
Peristaltic Pump | Fraunhofer | / | |
Flange with groove | Duran | 2439454 | modified by gaffer |
O-Ring Transparent | Duran | 2922551 | |
Quick Release Clamp | Duran | 2907151 | |
Flat Flange Lid | Duran | 2429857 | modified by gaffer |
Screw thread Tube | Duran | 2483802 | modified by gaffer |
Screw thread Tube | Duran | 2483602 | modified by gaffer |
Silicone sealing Ring | Duran | 2862012 | |
Screw Cap | Duran | 2924013 | |
Screw Cap | Duran | 2924008 | |
Screw Cap with aperture | Duran | 2922709 | |
Screw Cap with aperture | Duran | 2922705 | |
Filter | Sarstedt | 831,826,001 | |
Silicone Tubing | VWR | 228-1500 | |
Tube connector | Ismatec | ISM556A | |
Biocompatible Tubing | Ismatec | SC0736 | |
T175 culture flasks | Greiner bio-one | 660 160 | |
RPMI 1640 | BioWest SAS (Th. Geyer) | L0501-500 | |
glutamine | BioWest SAS (Th. Geyer) | X0551-100 | |
Trypsin | BioWest SAS (Th. Geyer) | L0940-100 | |
penicillin/ streptomycin | BioWest SAS (Th. Geyer) | L0022-100 | |
fetal calf serum | cc pro | S-10-M | |
Tissue-Tek O.C.T. | Weckert-Labortechnik | 600001 | |
HepG2 | DSMZ | ACC 180 | |
Cryomold 15x15x5mm | Sakura | 4566 | |
Biopsy punch 4mm | pfm medical | 48401 | |
Nucleospin miRNA | Macherey & Nagel | 740971.10 | |
Nucleospin RNA/DNA Buffer Set | Macherey & Nagel | 740944 |