Summary

Techniques de calcul empirique et métagénomique éclairent les mécanismes de fongicides compromis Bee santé

Published: October 09, 2017
doi:

Summary

Les consortiums microbiens dans les ruches de bourdons enrichissent et conserver le pollen pour les larves d’abeilles. Prochaine génération séquençage, ainsi que le laboratoire et les expériences sur le terrain, ce manuscrit décrit les protocoles utilisés pour vérifier l’hypothèse que des résidus de fongicide modifient le microbiome du pollen et la démographie de colonie, conduisant finalement à la colonie perte.

Abstract

Les producteurs utilisent souvent les pulvérisations pendant la floraison pour protéger les cultures contre les maladies, qui expose les abeilles à des résidus de fongicide. Bien que considéré comme « abeille-safe », il y a des preuves grandissantes que des résidus de fongicide dans le pollen sont associés à des déclins d’abeille (pour les espèces d’abeilles de miel et de bourdons). Alors que les mécanismes restent relativement peu connus, les chercheurs ont émis l’hypothèse que symbioses abeille-microbe sont impliqués. Microbes jouent un rôle essentiel dans la conservation et/ou de transformation de pollen, qui sert de nutrition pour les abeilles larvaires. En altérant la communauté microbienne, il est probable que les fongicides perturbent ces services induite par le microbe et ainsi compromettent la santé des abeilles. Ce manuscrit décrit les protocoles utilisés pour étudier les mécanismes indirects par lequel fongicides peuvent être responsables de déclin de la colonie. Expériences de cage exposition des abeilles aux fleurs traitées par des fongicides ont déjà fourni la première preuve que fongicides causent des pertes de colonies profonde dans un natif bourdon (Bombus impatiens). À l’aide de champ les doses de fongicides, une série d’expériences ont été développés afin de fournir une description plus fine de la dynamique des communautés microbiennes de pollen exposés au fongicide. Changements dans la composition structurelle des assemblages fongiques et bactériennes dans le microbiome du pollen sont étudiés par séquençage de prochaine génération et analyse métagénomique. Expériences élaborées dans cet article ont été conçues pour fournir une interprétation mécaniste de l’incidence des fongicides sur le microbiome du pollen-dispositions. En fin de compte, ces résultats devraient faire la lumière sur la voie indirecte, à travers lequel fongicides peuvent être responsables de déclin de la colonie.

Introduction

Géré et espèces d’abeilles sauvages connaissent des baisses généralisées, avec des implications majeures pour les deux systèmes naturels et agricoles1. Malgré les efforts concertés pour comprendre les causes de ce problème, les facteurs à l’origine de miel abeille baisses ne sont pas encore bien compris2,3,4. Pour certaines espèces d’abeilles sauvages, indigènes, la situation est devenue grave5,6. Si les populations d’abeilles ne saurait être maintenues lorsqu’elles se croisent avec l’agriculture industrielle, leurs populations continuent de baisser et les cultures nécessitant des pollinisateurs (35 % de la production mondiale7) durera réduit les récoltes.

Alors que de nombreux facteurs potentiels tels que l’exposition aux pesticides, maladies et habitat perte1,4,8,9,10 ont été impliqués en déclin d’abeille miel, On connaît assez l’effet interactif de ces facteurs de stress sur la santé des abeilles indigènes, au sein ou à proximité des systèmes agricoles. De nombreux efforts de recherche actuels continuent de se concentrer sur les insecticides, (p. ex., néonicotinoïdes11,12), bien que des recherches antérieures indiquent que fongicides peuvent également jouer un rôle dans le déclin de l’abeille en altérant la formation de la mémoire, réception olfactive13, nid reconnaissance14, l’activité enzymatique et fonctions métaboliques15,16,17. Dans le monde, fongicides continuent de s’appliquer aux cultures de floraison pendant la floraison. Des études récentes démontrent que les abeilles ramener couramment des résidus de fongicide à la ruche18, en effet, des études ont montré une forte proportion des ruches testés contenaient des résidus fongicide19,20. Poursuite des travaux a révélé que les résidus fongicide sont associée à des taux élevés de miel abeille la mortalité larvaire21,22,23 et la présence de « pollen enseveli » au sein de colonies, qui bien que non toxique, est dépourvu d’activité microbienne et nutritionnellement compromis24. Malgré le fait que fongicides ont longtemps été considérés comme « abeille-safe », il est désormais établi que l’exposition aux fongicides seul peut causer des pertes sévères colonie dans une espèces de bourdons native, Bombus impatiens25.

Pour établir le lien de causalité entre l’exposition de fongicide et colonie de mortalité, modus operandi de ces produits chimiques doivent être déterminées. Comme en témoigne les sols26, sédiments27et28de milieux aquatiques, en ciblant les champignons, fongicides probables modifient fongique abondance et la diversité au sein de pollen-dispositions, invoquant ainsi une très importante communauté shift qui peut fortement favoriser les bactéries. Sans concurrents fongiques ou antagonistes, certaines bactéries pathogènes peuvent proliférer relativement non coché, facilitant la détérioration des dispositions en matière de pollen. Recherches antérieures a démontré que les microorganismes, en particulier les levures et les champignons, servent de symbiotes nutritionnels pour abeilles29,30,31, protéger contre les parasites et agents pathogènes32 ,33et prévoir la conservation à long terme du pollen magasins. Fongicides, par conséquent, peuvent nuire indirectement abeilles immatures en perturbant la communauté microbienne qui est nécessaire pour fournir ces services, et/ou en augmentant la sensibilité aux agents pathogènes et parasites opportunistes12. Avec l’augmentation des demandes sur la production alimentaire, les cultures dans le monde entier sont à peindre chaque année avec des fongicides pendant la floraison, soulignant la nécessité de comprendre l’ampleur de ces effets induits par le fongicide.

À ce jour, les lacunes de connaissances primaires relatives aux abeilles indigènes microbienne écologie peut être représenté par les questions suivantes : dans quelle mesure le fongicide modifie-t-elle la communauté microbienne au pollen d’abeille-dispositions ? Quels sont les impacts en aval de la consommation de pollen avec une communauté microbienne profondément altérée ? En gardant ces questions pertinentes sur le plan écologique, des expériences ont été élaborés avec les principaux objectifs de révéler 1) que seuls les résidus fongicide peuvent causer la colonie grave déclin dans une espèce d’abeilles indigènes ; 2) le degré auquel des communautés microbiennes dans les dispositions en matière de pollen sont altérées par fongicides et 3) Comment la santé des abeilles est affectée par une communauté microbienne gravement altérée. Les objectifs expérimentaux ont été définies pour répondre aux questions ci-dessus en utilisant une combinaison d’expériences de laboratoire – et sur le terrain. À l’aide d’état-of-the-art métagénomique et techniques moléculaires avec les méthodes traditionnelles d’observation sur le terrain, cette recherche vise à reconstituer les effets potentiels des fongicides sur la santé des abeilles.

Le premier objectif de cette étude est de démontrer que l’exposition fongicide seule peut entraîner des pertes de colonie importante parmi les espèces d’abeilles indigènes. Une étude portant sur les cages de grand champ a été utilisée pour étudier les effets de l’exposition de fongicide sur la croissance de la colonie Bombus impatiens, une abeille indigène omniprésente et abondante aux États-Unis (Figure 1, Figure 2, Figure 3). L’hypothèse a été que les ruches traitées par des fongicides présentera une aptitude inférieure et démographie atypique par rapport aux ruches non exposés. Données tirées de cette expérience appuient cette hypothèse, en démontrant que des résidus de fongicide dans le pollen peuvent être la seule cause des pertes de colonie profonde dans un natif bumble bee espèces25. Le deuxième objectif de cette étude est d’étudier la réponse du microbiome du pollen à l’exposition de fongicide. Il est possible que la composition de la communauté des microbes dans pollen-dispositions exposées aux fongicides sera différente de celle du pollen non traitée. Alors que la diversité et l’abondance de champignon devraient diminuer considérablement, bactéries ou une seule espèce fongique dominante augmentera probablement incontrôlée en l’absence d’autres champignons concurrentes. Grâce à une série d’essais in vivo , ces changements dans la composition des communautés microbiennes seront analysées à l’aide de métagénomique.

Protocol

1. examiner l’effet de l’exposition au fongicide sur Bumble Bee Colony succès à l’aide de Cage expériences sur le terrain Set up dix cages en treillis dans un domaine planté d’avoine. Creuser une tranchée autour de chaque cage et creusez tous les quatre bords de la cage de maille dans le sol pour s’assurer que les abeilles ne peuvent pas s’échapper. Les cages avec des plantes à fleurs en pot, qui sont connus pour être attractive pour les abeilles (p. ex. sarrasin, bourrache, alyssu…

Representative Results

Étude de terrain de cage : Données obtenues à partir des expériences de cage a montré que les colonies d’abeilles de bourdon avaient une réponse significative à l’exposition de fongicide. Les ruches traitées par des fongicides produit beaucoup moins de travailleurs (12,2 ± 3.8, moyenne ± et) que les ruches de contrôle (43,2 ± 11.2, F1,9= 6,8, p = 0,03) (Fig…

Discussion

Recherches sur les effets des fongicides sur la santé des abeilles sont restées un aspect peu étudiée de stratégies de lutte antiparasitaire. Notre étude vise à combler cette lacune à l’aide d’un ensemble de techniques complémentaires qui isolent explicitement les facteurs possibles baisses de l’abeille. La planification, la justification et le rendu de ces expériences sont détaillées ci-dessous.

Il est important de s’assurer qu’aucune abeille n’est autorisés à s’é…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

L’auteur remercie l’installation de séquençage ADN Université du Wisconsin Biotechnology Center permettant l’amplification et installations de séquençage et de services, Caitlin Carlson, Jennifer Knack, Jake Otto et Max Haase pour fournir une assistance technique avec analyse moléculaire. Ce travail a été soutenu par les fonds de l’USDA-Agricultural Research Service ouvert (Current Research Information System #3655-21220-001). A été confortée par la National Science Foundation (sous le Grant No. DEB-1442148), le centre de recherche de bioénergie DOE Great Lakes (DOE Bureau des sciences DE BER-FC02-07ER64494) et l’USDA National Institute of Food et Agriculture (Hatch projet 1003258). C.T.H. est un érudit de Pew en Sciences biomédicales et Alfred Toepfer Faculté Fellow, appuyé par le Pew Charitable Trusts et la Fondation Alexander von Humboldt, respectivement.

Materials

Natupol Beehive Koppert USRESM1 16 hives
Propiconazole 14.3 Quali-Ppro 60207-90-1 Propiconazole 14.3%
Abound Syngenta 4033540 Azoxystrobin 22.9%
Chlorothalonil Syngenta 3452 Fungicide used for trials
Pollen granules Bee rescued B004D5650C 3X 16oz bottles, pollen for trials
Bacterial strains for inoculation Currie Lab
Yeast strains for inoculation Hittinger lab
Primer pairs UW Biotech Center
DNA Isolation Kit Mo Bio 12830-50 Commercial DNA isolation kit
Qubit dsDNA HS Assay Kit Thermo Fisher Q32851 DNA quantification tool
Select Master Mix for CFX Thermo Fisher 4472952 Used to perform real-time PCR using SYBR GreenER dye.
Real-Time PCR Detection System Bio Rad 1855196 Instrument used for PCR amplification
PCR Clean-Up Kit, Axygen 10159-696 Used for efficient removal of unincorporated dNTPs, salts and enzymes
DNA 1000 Kit Agilent 5067-1504 Used for sizing and analysis of DNA fragments
MiSeq Sequencer Illumina Used for next-generation sequencing
Assorted glassware (beaker, flasks, pipettes, test tubes, repietters) VWR

References

  1. Potts, S. G., Biesmeijer, J. C., Kremen, C., Neumann, P., Schweiger, O., Kunin, W. E. Global pollinator declines: Trends, impacts and drivers. Trends Ecol Evolut. 25 (6), 345-353 (2010).
  2. Vanengelsdorp, D., Meixner, M. D. A historical review of managed honey bee populations in Europe and the United States and the factors that may affect them. J Invertebr Pathol. 103, S80-S95 (2010).
  3. Ellis, J. D., Evans, J. D., Pettis, J. Colony losses, managed colony population decline, and Colony Collapse Disorder in the United States. J. Apic. Res. 49 (1), 134-136 (2010).
  4. Vanbergen, A. J. Threats to an ecosystem service: pressures on pollinators. Front Ecol Environ. 11 (5), 251-259 (2013).
  5. Cameron, S. A., et al. Patterns of widespread decline in North American bumble bees. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (2), 662-667 (2011).
  6. Szabo, N. D., Colla, S. R., Wagner, D. L., Gall, L. F., Kerr, J. T. Do pathogen spillover, pesticide use, or habitat loss explain recent North American bumblebee declines?. Conser Lett. 5 (3), 232-239 (2012).
  7. Klein, A. -. M., et al. Importance of pollinators in changing landscapes for world crops. Proc R Soc Lond [Biol]. 274 (1608), 303-313 (2007).
  8. Sánchez-Bayo, F., Goulson, D., Pennacchio, F., Nazzi, F., Goka, K., Desneux, N. Are bee diseases linked to pesticides? – A brief review. Environ Int. 89, 7-11 (2016).
  9. Kwong, W. K., Moran, N. A. Gut microbial communities of social bees. Nature Rev. Microbiol. 14 (6), 374-384 (2016).
  10. Engel, P., et al. The Bee Microbiome: Impact on Bee Health and Model for Evolution and Ecology of Host-Microbe Interactions. mBio. 7 (2), e02164-e02115 (2016).
  11. Henry, M., et al. A common pesticide decreases foraging success and survival in honey bees. Science. 336 (6079), 348-350 (2012).
  12. Pettis, J. S., vanEngelsdorp, D., Johnson, J., Dively, G. Pesticide exposure in honey bees results in increased levels of the gut pathogen Nosema. Die Naturwissenschaften. 99 (2), 153-158 (2012).
  13. Williamson, S. M., Wright, G. A. Exposure to multiple cholinergic pesticides impairs olfactory learning and memory in honeybees. J. Exp. Biol. 216 (10), 1799-1807 (2013).
  14. Artz, D. R., Pitts-Singer, T. L. Effects of fungicide and adjuvant sprays on nesting behavior in two managed solitary bees, Osmia lignaria and Megachile rotundata. PLoS ONE. 10 (8), (2015).
  15. Johnson, R. M., Wen, Z., Schuler, M. A., Berenbaum, M. R. Mediation of Pyrethroid Insecticide Toxicity to Honey Bees (Hymenoptera: Apidae) by Cytochrome P450 Monooxygenases. J. Econ. Entomol. 99 (994), 1046-1050 (2006).
  16. Pilling, E. D., Bromleychallenor, K. A. C., Walker, C. H., Jepson, P. C. Mechanism of synergism between the pyrethroid insecticide lambda-cyhalothrin and the imidazole fungicide prochloraz, in the honeybee (Apis mellifera L). Pest Biochem Physiol. 51 (1), 1-11 (1995).
  17. Iwasa, T., Motoyama, N., Ambrose, J. T., Roe, R. M. Mechanism for the Differential Toxicity of Neonicotinoid Insecticides in the Honey Bee Mechanism for the differential toxicity of neonicotinoid insecticides in the honey bee, Apis mellifera. Crop Protection. , (2016).
  18. Mullin, C. A., et al. High levels of miticides and agrochemicals in North American apiaries: implications for honey bee health. PLoS One. 5 (3), e9754 (2010).
  19. Pettis, J. S., Lichtenberg, E. M., Andree, M., Stitzinger, J., Rose, R., Vanengelsdorp, D. Crop pollination exposes honey bees to pesticides which alters their susceptibility to the gut pathogen Nosema ceranae. PLoS One. 8 (7), e70182 (2013).
  20. David, A., et al. Widespread contamination of wildflower and bee-collected pollen with complex mixtures of neonicotinoids and fungicides commonly applied to crops. Environ Int. 88, 169-178 (2016).
  21. Zhu, W., Schmehl, D. R., Mullin, C. A., Frazier, J. L. Four common pesticides, their mixtures and a formulation solvent in the hive environment have high oral toxicity to honey bee larvae. PLoS One. 9 (1), e77547 (2014).
  22. Simon-Delso, N., Martin, G. S., Bruneau, E., Minsart, L. A., Mouret, C., Hautier, L. Honeybee colony disorder in crop areas: The role of pesticides and viruses. PLoS ONE. 9 (7), (2014).
  23. Park, M. G., Blitzer, E. J., Gibbs, J., Losey, J. E., Danforth, B. N. Negative effects of pesticides on wild bee communities can be buffered by landscape context. Proc R Soc Lond [Biol]. 282 (1809), (2015).
  24. van Engelsdorp, D., et al. “Entombed Pollen”: A new condition in honey bee colonies associated with increased risk of colony mortality. J Invertebr Pathol. 101 (2), 147-149 (2009).
  25. Bernauer, O. M., Gaines-Day, H. R., Steffan, S. A. Colonies of bumble bees (Bombus impatiens) produce fewer workers, less bee biomass, and have smaller mother queens following fungicide exposure. Insects. 6 (2), 478-488 (2015).
  26. Tu, C. M. Effect of fungicides, captafol and chlorothalonil, on microbial and enzymatic activities in mineral soil. J Environ Sci Health B. 28 (B28), 67-80 (1993).
  27. Huang, C. -. Y., Ho, C. -. H., Lin, C. -. J., Lo, C. -. C. Exposure effect of fungicide kasugamycin on bacterial community in natural river sediment. J Environ Sci Health B. 45 (5), 485-491 (2010).
  28. Artigas, J., et al. Effects of the fungicide tebuconazole on microbial capacities for litter breakdown in streams. Aquat. Toxicol. 122, 197-205 (2012).
  29. Goerzen, D. W. Microflora associated with the alfalfa leafcutting bee, Megachile rotundata (Fab) (Hymenoptera: Megachilidae) in Saskatchewan, Canada. Apidologie. 22 (5), 553-561 (1991).
  30. Anderson, K. E., Sheehan, T. H., Eckholm, B. J., Mott, B. M., DeGrandi-Hoffman, G. An emerging paradigm of colony health: Microbial balance of the honey bee and hive (Apis mellifera). Insectes Sociaux. 58 (4), 431-444 (2011).
  31. Crotti, E., et al. Microbial symbionts of honeybees: a promising tool to improve honeybee health. N. Biotechnol. 30 (6), 716-722 (2013).
  32. Koch, H., Schmid-Hempel, P. Socially transmitted gut microbiota protect bumble bees against an intestinal parasite. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108 (48), 19288-19292 (2011).
  33. Anderson, K. E., et al. Microbial ecology of the hive and pollination landscape: bacterial associates from floral nectar, the alimentary tract and stored food of honey bees (Apis mellifera). PloS One. 8 (12), e83125 (2013).
  34. Evans, E. C., Spivak, M. Effects of Honey Bee (Hymenoptera: Apidae) and Bumble Bee (Hymenoptera: Apidae) Presence on Cranberry (Ericales: Ericaceae) Pollination. J Econ Entomol. 99 (3), 614-620 (2006).
  35. Goulson, D., et al. Can alloethism in workers of the bumblebee, Bombus terrestris, be explained in terms of foraging efficiency?. Anim. Behav. 64 (1), 123-130 (2002).
  36. User Guide: Qubit dsDNA HS Assay Kits. Available from: https://tools.thermofisher.com/content/sfs/manuals/Qubit_dsDNA_HS_Assay_UG.pdf (2010)
  37. Khadempour, L., LeMay, V., Jack, D., Bohlmann, J., Breuil, C. The Relative Abundance of Mountain Pine Beetle Fungal Associates Through the Beetle Life Cycle in Pine Trees. Microbial Ecol. 64 (4), 909-917 (2012).
  38. Dorn-In, S., Hölzel, C. S., Janke, T., Schwaiger, K., Balsliemke, J., Bauer, J. PCR-SSCP-based reconstruction of the original fungal flora of heat-processed meat products. Int J Food Microbiol. 162 (1), 71-81 (2013).
  39. Klindworth, A., et al. Evaluation of general 16S ribosomal RNA gene PCR primers for classical and next-generation sequencing-based diversity studies. Nucleic Acids Res. 41 (1), (2013).
  40. White, T., Bruns, T., Lee, S., Taylor, J. Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics. PCR protocols: a guide to methods and applications. 18 (1), 315-322 (1990).
  41. Kõljalg, U., et al. Towards a unified paradigm for sequence-based identification of fungi. Mol Ecol. 22 (21), 5271-5277 (2013).
  42. Wang, Q., Garrity, G. M., Tiedje, J. M., Cole, J. R. Naïve Bayesian Classifier for Rapid Assignment of rRNA Sequences into the New Bacterial Taxonomy. Appl. Environ. Microbiol. 73 (16), 5261-5267 (2007).
  43. Team, R. C. . R: A language and environment for statistical computing [Computer software]. , (2015).
  44. Kaltenpoth, M., Engl, T. Defensive microbial symbionts in Hymenoptera. Funct Ecol. 28 (2), 315-327 (2014).
  45. Gerth, M., Saeed, A., White, J. A., Bleidorn, C. Extensive screen for bacterial endosymbionts reveals taxon-specific distribution patterns among bees (Hymenoptera, Anthophila). FEMS Microbiol Ecol. 91 (6), (2015).
  46. Smith, C. J., Osborn, A. M. Advantages and limitations of quantitative PCR (Q-PCR)-based approaches in microbial ecology. FEMS Microbiol Ecol. 67 (1), 6-20 (2009).
  47. Kim, M., Morrison, M., Yu, Z. Evaluation of different partial 16S rRNA gene sequence regions for phylogenetic analysis of microbiomes. J Microbiol Methods. 84 (1), 81-87 (2011).
  48. DeSantis, T. Z., et al. Greengenes, a Chimera-Checked 16S rRNA Gene Database and Workbench Compatible with ARB. Appl. Environ. Microbiol. 72 (7), 5069-5072 (2006).
  49. Langille, M. G. I., et al. Predictive functional profiling of microbial communities using 16S rRNA marker gene sequences. Nature Biotechnol. 31 (9), 814-821 (2013).
  50. Malik, S., Beer, M., Megharaj, M., Naidu, R. The use of molecular techniques to characterize the microbial communities in contaminated soil and water. Environ Int. 34 (2), 265-276 (2008).
  51. Ladurner, E., Bosch, J., Kemp, W. P., Maini, S. Assessing delayed and acute toxicity of five formulated fungicides to Osmia lignaria and Apis mellifera. Apidologie. 36 (3), 449-460 (2005).
  52. Huntzinger, C. I., James, R. R., Bosch, J., Kemp, W. P. Fungicide Tests on Adult Alfalfa Leafcutting Bees (Hymenoptera: Megachilidae). J Econ Entomol. 101 (4), 1088-1094 (2008).
  53. Gradish, A. E., Scott-Dupree, C. D., Shipp, L., Harris, C. R., Ferguson, G. Effect of reduced risk pesticides for use in greenhouse vegetable production on Bombus impatiens (Hymenoptera: Apidae). Pest Manag. Sci. 66 (2), 142-146 (2010).
  54. Calderone, N. W. Insect pollinated crops, insect pollinators and US agriculture: trend analysis of aggregate data for the period 1992-2009. PloS One. 7 (5), e37235 (2012).
  55. Ollerton, J., Winfree, R., Tarrant, S. How many flowering plants are pollinated by animals?. Oikos. 120 (3), 321-326 (2011).

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Steffan, S. A., Dharampal, P. S., Diaz-Garcia, L., Currie, C. R., Zalapa, J., Hittinger, C. T. Empirical, Metagenomic, and Computational Techniques Illuminate the Mechanisms by which Fungicides Compromise Bee Health. J. Vis. Exp. (128), e54631, doi:10.3791/54631 (2017).

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