Summary

Методологии для изучения<em> B. Сенная</em> биопленки в качестве модели для Характеризуя Molecule биопленки Small ИНГИБИТОРЫ

Published: October 09, 2016
doi:

Summary

This study presents the development of reproducible methodologies to study biofilm inhibitors and their effects on Bacillus subtilis multicellularity.

Abstract

This work assesses different methodologies to study the impact of small molecule biofilm inhibitors, such as D-amino acids, on the development and resilience of Bacillus subtilis biofilms. First, methods are presented that select for small molecule inhibitors with biofilm-specific targets in order to separate the effect of the small molecule inhibitors on planktonic growth from their effect on biofilm formation. Next, we focus on how inoculation conditions affect the sensitivity of multicellular, floating B. subtilis cultures to small molecule inhibitors. The results suggest that discrepancies in the reported effects of such inhibitors such as D-amino acids are due to inconsistent pre-culture conditions. Furthermore, a recently developed protocol is described for evaluating the contribution of small molecule treatments towards biofilm resistance to antibacterial substances. Lastly, scanning electron microscopy (SEM) techniques are presented to analyze the three-dimensional spatial arrangement of cells and their surrounding extracellular matrix in a B. subtilis biofilm. SEM facilitates insight into the three-dimensional biofilm architecture and the matrix texture. A combination of the methods described here can greatly assist the study of biofilm development in the presence and absence of biofilm inhibitors, and shed light on the mechanism of action of these inhibitors.

Introduction

Многоклеточные бактериальные сообщества играют важную роль в природных и техногенных средах, а также может быть полезным или очень вредным. Эти многоклеточные колонии известны как биопленки, в которых отдельные клетки погруженных в матрицу собственного производства внеклеточных полимерных веществ (EPS). САЭ сильно слипание клеток к поверхности они колонизировать. Они служат в качестве защиты от механических и химических сил и создать тесный контакт между соседними клетками, что способствует сотовой связи 1. Биопленка можно рассматривать как дифференцированное сообщество, где клетки используют высоко регулируемом оркестровке процессы для координации их деятельности в рамках сообщества, а также разных видов 2-5. Переход от планктонных, свободно живущих режиме роста до состояния биопленки часто ассоциируется с процессами развития. Хорошим примером может служить грамположительных почвы бактерии Bacillus Сенная, и , следовательно, undomesticated штамм служит надежной модельного организма для изучения стадии развития, приводящие к образованию биопленки. В этой бактерии, подвижных клеток самоорганизуются в заметных многоклеточных структур , которые выполняют специализированные задачи 4. Одна группа клеток, матрично-производители секретируют экзополисахариды 6, амилоидный белок Tasa 7,8, а поверхность гидрофобность белка BslA 9,10; все из которых участвуют в сборке EPS 11-13.

Учитывая обилие биопленок в природных и техногенных нишах и предполагаемый фатальной ущерб, который они могут вызвать, существует настоятельная необходимость поиска путей предотвращения их образования. Малые молекулы ингибиторов могут помочь в обнаружении новых регуляторных путей, ферментов и структурных белков, участвующих в формировании биопленки, и тем самым способствовать понимание в сложных процессах сборки многоклеточного сообщества. Как B. Сенная является хорошо изученным модель для биоформирование пленки 14,15, он может быть использован для оценки влияния различных ингибиторов биопленки. Это исследование решает четыре основные методы, которые являются ключевыми для оценки реакции биопленок на низкомолекулярные ингибиторы. Во-первых, чтобы гарантировать, что эти ингибиторы имеют биопленки конкретной цели, разделение эффекта на планктонных роста от влияния на формирование биопленок имеет решающее значение. Большинство антибактериальных агентов в клетки-мишени в их планктонных фазе роста, но молекулы, которые нацелены на биопленки образ жизни встречаются редко. Кроме того, как молекулы , которые не влияют на рост планктона не являются токсичными, они могут уменьшить селективное давление , благоприятствующую устойчивых к антибиотикам мутантов 16. Например, когда биопленки обрабатывают D-аминокислот или некоторых других клеточных стенок, мешая молекул, они либо нарушены или в разобранном виде , но эти ингибиторы лишь слегка влияют на планктонные 12,17 роста. В противоположность этому, многие антибиотики резко ухудшает планктонный рост, с лittle или не оказывает влияния на формирование биопленок 17.

Во-вторых, создание последовательной и надежной экспериментальной базы для изучения влияния малых молекул имеет решающее значение. Мы наблюдали, что активный диапазон концентраций ингибиторов молекулы малых была чувствительна к условиям предварительной культуры и экспериментальной установки для изучения влияния этих низкомолекулярные ингибиторы. Различные отчеты, в частности , тех , кто изучает B. Сенная, выявлены различия в диапазоне концентраций , при которых D-аминокислоты ингибируют образование Плёночные – плавучие бактериальных биопленок 12,17-19. Результаты , представленные здесь , предполагают , что внимание следующие факторы различия в активном диапазоне концентраций: условия предварительной культуры (логарифмическая 12,17 по сравнению с поздней стационарной фазе роста 20), среда роста , использованный в состоянии предварительной культуры (богатых, не определено [Лурия Бульон, LB] по сравнению с определен [глутамат натрия-глицерол, MSgg]), отношение прививка и особенно удаление предварительно культуральной среде перед инокуляцией. Температура статического роста зубного налета показал менее важную роль в области деятельности малых молекулу ингибитора D-лейцина, репрезентативный D-аминокислоты, используемые в данном исследовании.

Наконец, когда биопленки обрабатывают специфическими ингибиторами биопленки, надежные и информативные методы необходимы, чтобы охарактеризовать влияние этих ингибиторов на биопленки пригодности. Здесь два способа независимо друг от друга характеризуют влияние малых молекулы ингибиторов подробно описаны: (1) Воздействие на отдельные клетки в биопленки колонии и их устойчивость к антимикробным агентам. Клетки в биопленки , как правило , более устойчивы к антибиотикам по сравнению с свободно живущих бактерий 21-23. В то время как это явление является многофакторной, способность САЭ , чтобы уменьшить проникновение антибиотика часто рассматривается в качестве привлекательной объяснения 24 </suр>. Этот метод оценивает выживание заранее установленных биопленки клеток после воздействия антибактериальных веществ. (2) Эффект от архитектуры биопленки колонии, от большого до малого масштаба. Биопленка колонии характеризуются их трехмерной структурой и наличием ЭПС. Использование сканирующей электронной микроскопии, изменения в морфологии клеток, структуру биопленки колонии и архитектуры и обилие САЭ могут быть визуализированы с большим (мм) до малого масштаба (мкм).

Protocol

1. Оценка воздействия малых Молекулы ингибиторов на пелликулой и биопленки колонии Формирование Приготовьте раствор 2x определенной биопленки индуцирующего среды MSgg 25 без хлористого кальция и железа (III) гексагидрата хлорида. После стерилизации фильтров, добавляют хлорид к…

Representative Results

Анализ плева является одним из методов изучения сильно отрегулированной и динамических процессов В. Сенная многоклеточность. Кроме этого, анализ пелликула подходит для тестирования диапазона либо условий предварительного стартера или небольших концентрациях молекул в одной кл…

Discussion

Сенная палочка образует прочные и хорошо структурированный биопленки как в жидком (Плёночные) и на твердой среде (колонии). Таким образом, он служит в качестве идеальной модели организма, чтобы охарактеризовать способ действия специфических ингибиторов биопленки. На твердых сред?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Electron microscope imaging was conducted at the Electron Microscopy Unit of the Weizmann Institute of Science, supported in part by the Irving and Cherna Moskowitz Center for Nano and Bio-Nano Imaging. This research was also supported by the ISF I-CORE grant 152/1, Mr. and Mrs. Dan Kane, Ms. Lois Rosen, by a Yeda-Sela research grant, by the Larson Charitable Foundation, by Ruth and Herman Albert Scholars Program for New Scientists, by the Ilse Katz Institute for Materials Sciences and Magnetic Resonance Research grant, by the Ministry of Health grant for alternative research methods, and by the France-Israel Cooperation – Maimonide-Israel Research Program. IKG is a recipient of the Rowland and Sylvia Career Development Chair.

Materials

Luria Broth, Lennox Difco 240230
Bacto Agar Difco 214010
potassium phosphate monobasic  Sigma, 136.09 g/mol P0662-500G
potassium phosphate dibasic  Fisher Scientific, 174.18 g/mol BP363-1
3-(N-morpholino)propanesulfonic acid Fisher Scientific, 209.27 g/mol BP308-500
magnesium chloride hexahydrate  Merck, 203.30 g/mol  1.05833.0250
calcium chloride anhydrous J.T. Baker, 110.98 g/mol 1311-01
manganese(II) chloride tetrahydrate Sigma, 197.91 g/mol 31422-250G-R
iron(III) chloride hexahydrate  Sigma, 270.30 g/mo) F2877-500G
zinc chloride anhydrous  Acros Organics, 136.29 g/mol 424592500
thiamine hydrochloride Sigma, 337.27 g/mol T1270-100G
L-tryptophan Fisher Scientific, 204.1 g/mol BP395-100
L-phenylalanine Sigma, 165.19 g/mol P5482-100G
L-threonine Sigma, 119.12 g/mol T8625-100G
glycerol anhydrous Bio-Lab Itd 712022300
L-glutamic acid monosodium salts hydrate  Sigma, 169.11 g/mol G1626-1KG
D-leucine Sigma, 169.11 g/mol 855448-10G
ethanol anhydrous Gadot 830000054
razor blade Eddison NA
circular cellulose filter papers Whatman, 90 mm 1001-090
glutaraldehyde EMS (Electron Micoscopy Science), 25% in water 16220
paraformaldehyde  EMS, 16% in water 15710
sodium cacodylate Merck, 214.05 g/mol  8.2067
calcium chloride 2-hydrate Merck, 147.02 g/mol  1172113
stub-aluminium mount EMS, sloted head 75230
carbon adhesive tape EMS 77825-12
Shaker 37°C New Brunswick Scientific Innowa42 NA
Centrifuge Eppendorf table top centrifuge 5424 NA
Digital Sonifier, Model 250, used with Double Step Microtip Branson NA
Incubator 30 °C Binder NA
Incubator 23 °C Binder NA
Filter System, 500 ml, polystyrene Cornig Incorporated NA
Rotary Shaker – Orbitron Rotatory II Boekel NA
S150 Sputter Coater  Edwards NA
CPD 030 Critical Point Dryer BAL-TEC NA
Environmental Scanning Electron Microscope XL30 ESEM FEG Philips (FEI) NA

References

  1. Branda, S. S., Vik, S., Friedman, L., Kolter, R. Biofilms: the matrix revisited. Trends Microbiol. 13, 20-26 (2005).
  2. Stoodley, P., Sauer, K., Davies, D. G., Costerton, J. W. Biofilms as complex differentiated communities. Annu Rev Microbiol. 56, 187-209 (2002).
  3. Miller, M. B., Bassler, B. L. Quorum sensing in bacteria. Annu Rev Microbiol. 55, 165-199 (2001).
  4. Aguilar, C., Vlamakis, H., Losick, R., Kolter, R. Thinking about Bacillus subtilis as a multicellular organism. Curr Opin Microbiol. 10, 638-643 (2007).
  5. Kolter, R., Greenberg, E. P. Microbial sciences: the superficial life of microbes. Nature. 441, 300-302 (2006).
  6. Kearns, D. B., Chu, F., Branda, S. S., Kolter, R., Losick, R. A master regulator for biofilm formation by Bacillus subtilis. Mol Microbiol. 55, 739-749 (2005).
  7. Branda, S. S., Chu, F., Kearns, D. B., Losick, R., Kolter, R. A major protein component of the Bacillus subtilis biofilm matrix. Mol Microbiol. 59, 1229-1238 (2006).
  8. Romero, D., Aguilar, C., Losick, R., Kolter, R. Amyloid fibers provide structural integrity to Bacillus subtilis biofilms. Proc Natl Acad Sci USA. 107, 2230-2234 (2010).
  9. Kobayashi, K., Iwano, M. BslA(YuaB) forms a hydrophobic layer on the surface of Bacillus subtilis biofilms. Mol Microbiol. 85, 51-66 (2012).
  10. Hobley, L., et al. BslA is a self-assembling bacterial hydrophobin that coats the Bacillus subtilis biofilm. Proc Natl Acad Sci USA. 110, 13600-13605 (2013).
  11. Romero, D., Vlamakis, H., Losick, R., Kolter, R. An accessory protein required for anchoring and assembly of amyloid fibres in B. subtilis biofilms. Mol Microbiol. 80, 1155-1168 (2011).
  12. Kolodkin-Gal, I., et al. D-amino acids trigger biofilm disassembly. Science. 328, 627-629 (2010).
  13. Chan, Y. G., Kim, H. K., Schneewind, O., Missiakas, D. The capsular polysaccharide of Staphylococcus aureus is attached to peptidoglycan by the LytR-CpsA-Psr (LCP) family of enzymes. J Biol Chem. 289, 15680-15690 (2014).
  14. Mielich-Suss, B., Lopez, D. Molecular mechanisms involved in Bacillus subtilis biofilm formation. Environ Microbiol. 17, 555-565 (2014).
  15. Cairns, L. S., Hobley, L., Stanley-Wall, N. R. Biofilm formation by Bacillus subtilis: new insights into regulatory strategies and assembly mechanisms. Mol Microbiol. 93, 587-598 (2014).
  16. Chen, M., Yu, Q., Sun, H. Novel strategies for the prevention and treatment of biofilm related infections. Int J Mol Sci. 14, 18488-18501 (2013).
  17. Bucher, T., Oppenheimer-Shaanan, Y., Savidor, A., Bloom-Ackermann, Z., Kolodkin-Gal, I. Disturbance of the bacterial cell wall specifically interferes with biofilm formation. Environ Microbiol Rep. 7, 990-1004 (2015).
  18. Sarkar, S., Pires, M. M. D-Amino acids do not inhibit biofilm formation in Staphylococcus aureus. PLoS One. 10, e0117613 (2015).
  19. Wei, W., Bing, W., Ren, J., Qu, X. Near infrared-caged D-amino acids multifunctional assembly for simultaneously eradicating biofilms and bacteria. Chem Commun (Camb). 51, 12677-12679 (2015).
  20. Leiman, S. A., et al. D-amino acids indirectly inhibit biofilm formation in Bacillus subtilis by interfering with protein synthesis. J Bacteriol. 195, 5391-5395 (2013).
  21. Costerton, J. W., Stewart, P. S., Greenberg, E. P. Bacterial biofilms: a common cause of persistent infections. Science. 284, 1318-1322 (1999).
  22. Davies, D. Understanding biofilm resistance to antibacterial agents. Nat Rev Drug Discov. 2, 114-122 (2003).
  23. Olsen, I. Biofilm-specific antibiotic tolerance and resistance. Eur J Clin Microbiol Infect Dis. 34, 877-886 (2015).
  24. Tseng, B. S., et al. The extracellular matrix protects Pseudomonas aeruginosa biofilms by limiting the penetration of tobramycin. Environ Microbiol. 15, 2865-2878 (2013).
  25. Branda, S. S., Gonzalez-Pastor, J. E., Ben-Yehuda, S., Losick, R., Kolter, R. Fruiting body formation by Bacillus subtilis. Proc Natl Acad Sci USA. 98, 11621-11626 (2001).
  26. Holscher, T., et al. Motility, Chemotaxis and Aerotaxis Contribute to Competitiveness during Bacterial Pellicle Biofilm Development. J Mol Biol. 427, 3695-3708 (2015).
  27. Bray, D. . Methods in Biotechnology. 13, 235-243 (2000).
  28. Ensikat, H. J., Ditsche-Kuru, P., Barthlott, W. . Scanning electron microscopy of plant surfaces: simple but sophisticated methods for preparation and examination. 1, 248-255 (2010).
  29. Hayat, M. A. . Principles and techniques of scanning electron microscopy: Biological applications. 2, (1976).
  30. Schatten, H. . Scanning Electron Microscopy for the Life Sciences. , (2013).
  31. Bridier, A., Meylheuc, T., Briandet, R. Realistic representation of Bacillus subtilis biofilms architecture using combined microscopy (CLSM, ESEM and FESEM). Micron. 48, 65-69 (2013).
  32. Boyde, A., MacOnnachie, E. Volume changes during preparation of mouse embryonic tissue for scanning electron microscopy. SCANNING. 2, 149-163 (1979).
  33. Yao, Z., Kahne, D., Kishony, R. Distinct single-cell morphological dynamics under beta-lactam antibiotics. Mol Cell. 48, 705-712 (2012).
  34. Epstein, A. K., Pokroy, B., Seminara, A., Aizenberg, J. Bacterial biofilm shows persistent resistance to liquid wetting and gas penetration. Proc Natl Acad Sci USA. 108, 995-1000 (2011).
  35. Vlamakis, H., Chai, Y., Beauregard, P., Losick, R., Kolter, R. Sticking together: building a biofilm the Bacillus subtilis way. Nat Rev Microbiol. 11, 157-168 (2013).
  36. Shemesh, M., Chai, Y. A combination of glycerol and manganese promotes biofilm formation in Bacillus subtilis via histidine kinase KinD signaling. J Bacteriol. 195, 2747-2754 (2013).
  37. Kolodkin-Gal, I., et al. Respiration control of multicellularity in Bacillus subtilis by a complex of the cytochrome chain with a membrane-embedded histidine kinase. Genes Dev. 27, 887-899 (2013).
  38. Oppenheimer-Shaanan, Y., et al. Spatio-temporal assembly of functional mineral scaffolds within microbial biofilms. npj Biofilms and Microbiomes. 2, 15031 (2016).
  39. Garcia-Betancur, J. C., Yepes, A., Schneider, J., Lopez, D. Single-cell analysis of Bacillus subtilis biofilms using fluorescence microscopy and flow cytometry. J Vis Exp. , e3796 (2012).
  40. Bogino, P. C., Oliva Mde, L., Sorroche, F. G., Giordano, W. The role of bacterial biofilms and surface components in plant-bacterial associations. Int J Mol Sci. 14, 15838-15859 (2013).
  41. Fratamico, P. M., Annous, B. A., Guenther, N. W. . Biofilms in the Food and Beverage Industires. 1, (2009).
  42. Gao, G., et al. Effect of biocontrol agent Pseudomonas fluorescens 2P24 on soil fungal community in cucumber rhizosphere using T-RFLP and DGGE. PLoS One. 7, e31806 (2012).
  43. Chen, Y., et al. Biocontrol of tomato wilt disease by Bacillus subtilis isolates from natural environments depends on conserved genes mediating biofilm formation. Environ Microbiol. 15, 848-864 (2013).
  44. Bryers, J. D. Medical biofilms. Biotechnol Bioeng. 100, 1-18 (2008).
  45. Logan, B. E. Exoelectrogenic bacteria that power microbial fuel cells. Nat Rev Microbiol. 7, 375-381 (2009).
  46. Nevin, K. P., Woodard, T. L., Franks, A. E., Summers, Z. M., Lovley, D. R. Microbial electrosynthesis: feeding microbes electricity to convert carbon dioxide and water to multicarbon extracellular organic compounds. MBio. 1, (2010).
  47. Torres, C. I., et al. A kinetic perspective on extracellular electron transfer by anode-respiring bacteria. FEMS Microbiol Rev. 34, 3-17 (2010).
  48. Li, J., Wang, N. Foliar application of biofilm formation-inhibiting compounds enhances control of citrus canker caused by Xanthomonas citri subsp. citri. Phytopathology. 104, 134-142 (2014).
  49. Okegbe, C., Price-Whelan, A., Dietrich, L. E. Redox-driven regulation of microbial community morphogenesis. Curr Opin Microbiol. 18, 39-45 (2014).
  50. Mann, E. E., Wozniak, D. J. Pseudomonas biofilm matrix composition and niche biology. FEMS Microbiol Rev. 36, 893-916 (2012).
  51. Bouffartigues, E., et al. Sucrose favors Pseudomonas aeruginosa pellicle production through the extracytoplasmic function sigma factor SigX. FEMS Microbiol Lett. 356, 193-200 (2014).
  52. Wu, C., Lim, J. Y., Fuller, G. G., Cegelski, L. Quantitative analysis of amyloid-integrated biofilms formed by uropathogenic Escherichia coli at the air-liquid interface. Biophys J. 103, 464-471 (2012).
  53. Serra, D. O., Richter, A. M., Hengge, R. Cellulose as an Architectural Element in Spatially Structured Escherichia coli Biofilms. J Bacteriol. 195, 5540-5554 (2013).

Play Video

Cite This Article
Bucher, T., Kartvelishvily, E., Kolodkin-Gal, I. Methodologies for Studying B. subtilis Biofilms as a Model for Characterizing Small Molecule Biofilm Inhibitors. J. Vis. Exp. (116), e54612, doi:10.3791/54612 (2016).

View Video