Summary

リンパ腺や血球中を調べるための方法<em>ショウジョウバエ</em>幼虫

Published: November 28, 2016
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Summary

ショウジョウバエおよび哺乳動物の造血系は、 ショウジョウバエの造血を研究するための魅力的な遺伝モデル作り、多くの共通の特徴を共有します。ここでは、免疫組織化学のための主要な幼虫の造血器官の解剖と取り付けを示しています。また、循環血球と固着液晶セルを含む様々な幼虫の造血コンパートメントをアッセイする方法を記載しています。

Abstract

多くの類似点は、 ショウジョウバエ、哺乳動物の適応免疫を特徴付けるリンパ系統を欠いていても、 ショウジョウバエおよび哺乳動物の造血系の間に存在し、ショウジョウバエおよび哺乳動物の造血は、いくつかの血液細胞系統を生成するために空間的および時間的に異なる段階で起こります。両方のシステムが成熟した系統を展開したり交換すると、血液前駆細胞の貯水池を維持します。造血系は、 ショウジョウバエや哺乳類が応答すると免疫の課題に適応することができます。重要なのは、生成、保守、および造血系の機能を制御する転写調節因子およびシグナル伝達経路は、哺乳動物へのハエから保存されています。これらの類似性は、 ショウジョウバエは遺伝的モデル造血開発および疾患に使用することができます。

ここでは詳細なアッセイは、 ショウジョウバエの幼虫の造血系を検討しました。に特に、我々は、血液細胞数および濃度を測定生体内で特定の成熟した系統を視覚化し、循環中および造血器官に血液細胞の免疫組織化学法を実行するための方法を概説します。これらのアッセイは、遺伝子発現の変化及びシグナリング、生存、増殖、および分化を含む細胞プロセスを明らかにすることができるし、造血に関する質問の様々な調査するために使用することができます。 ショウジョウバエで利用可能な遺伝子ツールと組み合わせて、これらのアッセイは、定義された遺伝的改変の際に造血系を評価するために使用することができます。具体的にここで説明されていないが、これらのアッセイは、造血系の、そのような感染症や食事などの環境変化の影響を調べるために使用できます。

Introduction

血液疾患における造血系の開発とその誤動作の座標転写因子およびシグナル伝達経路を調節する複雑なメカニズムはよくわかっていないままです。これらの転写因子およびシグナル伝達経路、ならびにそれらの調節は、非常にショウジョウバエおよび哺乳動物の造血1~5の間で保存されています。したがってショウジョウバエ造血系は、造血及び下地血液疾患を制御する分子機構を定義するための優れた遺伝的モデルを表します。

哺乳類と同様に、 ショウジョウバエは、造血の空間的および時間的に別個の相では、血球と呼ばれる、血液細胞を生成します。伝統的に、 ショウジョウバエの造血は、胚中胚葉にし、幼虫のリンパ腺に段階に限定されると考えられていました。最近の研究は、造血はまた、幼虫の無茎性のCLUで発生するという証拠を提供しますstersと6-8腹部大人インチplasmatocytesと液晶セル:すべての造血相は、成熟血球の2種類を生成します。 Plasmatocytesは食作用、先天性免疫、および創傷治癒に関与するマクロファージ様細胞です。クリスタル細胞がメラニン化のために必要なプロphenoloxidases、昆虫の免疫応答および創傷治癒に使用される反応が含まれています。幼虫の造血は、このような寄生蜂感染9,10などの特定の免疫の課題に応じて、lamellocyteと呼ばれる第三の成熟した血球タイプを、生成することができます。 Lamellocytesは、 ショウジョウバエの幼虫に敷設されたスズメバチの卵をカプセル化し、中和するために、plasmatocytesと液晶セルと組み合わせて、機能大、接着細胞です。寄生虫感染の非存在下で、lamellocytes野生型幼虫では見られません。メラニン質量はメラニン、カプセル化されたスズメバチの卵に似ています。多くの変異体ショウジョウバエ株は、寄生虫感染の非存在下での黒色腫瘤を開発します。 lamelloの存在球および/またはメラニンの塊は、造血異常を示すことができます。実際には、黒色質量表現型は、造血11-14に関与する遺伝子および経路を同定するために使用されています。

幼虫の造血系は、最も広く今日までに研究されています。それは、血リンパ中を循環血球、キューティクルの下にパターン化さ固着血球クラスター、およびリンパ腺に存在する血球から構成されています。リンパ腺は背容器に取り付けられた二国間のローブのシリーズです。リンパ腺の各一次ローブは、3つの主要な領域に分割されます。最も外側のゾーンは、皮質ゾーンとして知られており、成熟血球が含まれます。最も内側のゾーンは、髄質ゾーンと呼ばれ、静止血球前駆体から構成されています。第三ゾーン、後部のシグナリングセンターでは、幹細胞様ニッチとして機能リンパ腺の基部にある細胞の小グループです。初期の研究は、Notch 15-18のための重要な機能を確立しました</suP>、ヘッジホッグ19,20、JAK-STAT 18、および無翅21の活動は、幼虫のリンパ腺の開発を規制します。より最近の研究は、BMP 22、FGF-RAS 23、およびカバ24,25シグナリングはまた幼虫のリンパ腺内で機能することを実証しました。

ここで説明四幼虫造血アッセイ1を説明する)3) インビボでの液晶セルを可視化する、2)免疫組織化学のために循環血球を単離し、固定し、単位体積あたりの細胞数として定義血球濃度が、循環、及び4)、解剖固定、実装測定免疫組織化学のための腺リンパ。これらのアッセイは、幼虫の造血系内シグナル伝達経路の機能および規則を評価するために、造血読み出しとして使用することができます。これらのメソッドは、フィールドで以前に使用されてきたが、これらのアッセイの視覚的なドキュメントは、ごく最近8,26-30を開始ました。ここで引用したいくつかの刊行物は、ヘルプです同様の方法および造血マーカー26,31-33を説明FUL資源。さらに、TROLとバイキングは、リンパ腺の基底膜の有用なマーカーです。

Protocol

1.循環血球濃度 6時間 – このアッセイのために、ほぼ同じ発達段階の幼虫を得るためには、女性は2の一定期間のための卵を産むようにすることによって卵のコレクションを制限します。 1×リン酸緩衝生理食塩水(PBS、 表1)を充填した皿のウェルの解剖に幼虫を集めます。 各幼虫のために、氷と10μlの上にマイクロチューブに10μlの1×PBSを置くクリーンな解?…

Representative Results

循環血球濃度血球数は、幼虫の発育35全体で増加します。この方法は、血球数と濃度の違いを検出することを説明するために、関係なく、生物学的原因の、私たちは、遅延および非遅延幼虫の血球濃度を測定しました。 PTTH-産生ニューロン(PTTH>厳しい)の遺伝的アブレーションによる前胸腺刺激ホルモン(PTTH)?…

Discussion

遺伝的または環境の変化に応じ、ここで説明した4つの方法は、シグナル伝達、生存、増殖、および分化のような造血中に別個のプロセスを分析するために、個別に、または組み合わせて使用することができるショウジョウバエ造血は、動的なプロセスです。動物あたりの血球数が35増加し、リンパ腺の構造と遺伝子発現は、開発中に32を変更します 。これらの?…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

We thank Matthew O’Connell, Maryam Jahanshahi, and Andreas Jenny for assistance. We thank István Andó for plasmatocyte-specific antibodies, Utpal Banerjee for dome-meso-EBFP2 flies, Julian Martinez-Agosto for antp>GFP flies, and Michael O’Connor for ptth and ptth>grim flies. These methods were developed with support by the Kimmel Foundation, the Leukemia & Lymphoma Society, NIH/NCI R01CA140451, NSF 1257939, DOD/NFRP W81XWH-14-1-0059, and NIH/NCI T32CA078207.

Materials

PBS tablets MP Biomedicals 2810305
dissecting dish Corning 7220-85
microcentrifuge tube Denville C2170
silicone dissecting pad, made from Sylgard 184 kit Krayden (distributed through Fisher) NC9644388 (Fisher catalog number) Made in petri dish by mixing components of Sylgard elastomer kit according to manufacturer instructions.
stereomicroscope Morrell Instruments (Nikon distributor) mna42000, mma36300 Nikon models SMZ1000 and SMZ645
tissue wipe VWR 82003-820
forceps Electron Microscopy Sciences 72700-DZ
p200 pipette Eppendorf 3120000054
Countess Automated Cell Counter Invitrogen C10227
Countess cell counting chamber slides Invitrogen C10283
hemocytometer Hausser Scientific 3200
trypan blue stain Life Technologies T10282
formaldehyde Fisher BP531-500
Triton Fisher BP151-500
Tween 20 Fisher BP337-500
bovine serum albumin Rocky Mountain Biologicals BSA-BSH-01K
normal goat serum Sigma G9023-10ML
normal donkey serum Sigma D9663-10ML
200 proof ethanol VWR V1001
N-propyl gallate MP Biomedicals 102747
glycerol VWR EM-4750
DAPI (4’,6-diamidino-2-phenylindole) Fisher 62248
6-well plate Corning 351146
12-well plate Corning 351143
microscope cover glass, 22 mm square Fisher 12-544-10
microscope cover glass, 18mm circular Fisher 12-545-100
glass microscope slides Fisher 22-034-980
thermal cycler Eppendorf E950010037 Mastercycler EP Gradient S
PCR tubes USA Scientific 1402-2700
24-well plate Corning 351147
disposable transfer pipet Fisher 13-711-9AM
fluorescence microscope Zeiss Axio Imager.Z1

References

  1. Evans, C. J., Hartenstein, V., Banerjee, U. Thicker than blood: conserved mechanisms in Drosophila and vertebrate hematopoiesis. Dev Cell. 5 (5), 673-690 (2003).
  2. Crozatier, M., Meister, M. Drosophila haematopoiesis. Cell Microbiol. 9 (5), 1117-1126 (2007).
  3. Crozatier, M., Vincent, A. Drosophila: a model for studying genetic and molecular aspects of haematopoiesis and associated leukaemias. Dis Model Mech. 4 (4), 439-445 (2011).
  4. Gold, K. S., Bruckner, K. Drosophila as a model for the two myeloid blood cell systems in vertebrates. Exp Hematol. 42 (8), 717-727 (2014).
  5. Hartenstein, V. Blood cells and blood cell development in the animal kingdom. Annu Rev Cell Dev Biol. 22, 677-712 (2006).
  6. Ghosh, S., Singh, A., Mandal, S., Mandal, L. Active hematopoietic hubs in Drosophila adults generate hemocytes and contribute to immune response. Dev Cell. 33 (4), 478-488 (2015).
  7. Leitao, A. B., Sucena, E. Drosophila sessile hemocyte clusters are true hematopoietic tissues that regulate larval blood cell differentiation. Elife. 4, (2015).
  8. Makhijani, K., Alexander, B., Tanaka, T., Rulifson, E., Bruckner, K. The peripheral nervous system supports blood cell homing and survival in the Drosophila larva. Development. 138 (24), 5379-5391 (2011).
  9. Crozatier, M., Ubeda, J. M., Vincent, A., Meister, M. Cellular immune response to parasitization in Drosophila requires the EBF orthologue collier. PLoS Biol. 2 (8), 196 (2004).
  10. Markus, R., et al. Sessile hemocytes as a hematopoietic compartment in Drosophila melanogaster. Proc Natl Acad Sci U S A. 106 (12), 4805-4809 (2009).
  11. Minakhina, S., Steward, R. Melanotic mutants in Drosophila: pathways and phenotypes. Genetics. 174 (1), 253-263 (2006).
  12. Bina, S., Wright, V. M., Fisher, K. H., Milo, M., Zeidler, M. P. Transcriptional targets of Drosophila JAK/STAT pathway signalling as effectors of haematopoietic tumour formation. EMBO Rep. 11 (3), 201-207 (2010).
  13. Avet-Rochex, A., et al. An in vivo RNA interference screen identifies gene networks controlling Drosophila melanogaster blood cell homeostasis. BMC Dev Biol. 10, 65 (2010).
  14. Rodriguez, A., et al. Identification of immune system and response genes, and novel mutations causing melanotic tumor formation in Drosophila melanogaster. Genetics. 143 (2), 929-940 (1996).
  15. Mandal, L., Banerjee, U., Hartenstein, V. Evidence for a fruit fly hemangioblast and similarities between lymph-gland hematopoiesis in fruit fly and mammal aorta-gonadal-mesonephros mesoderm. Nat Genet. 36 (9), 1019-1023 (2004).
  16. Grigorian, M., Mandal, L., Hakimi, M., Ortiz, I., Hartenstein, V. The convergence of Notch and MAPK signaling specifies the blood progenitor fate in the Drosophila mesoderm. Dev Biol. 353 (1), 105-118 (2011).
  17. Lebestky, T., Jung, S. H., Banerjee, U. A Serrate-expressing signaling center controls Drosophila hematopoiesis. Genes Dev. 17 (3), 348-353 (2003).
  18. Krzemien, J., et al. Control of blood cell homeostasis in Drosophila larvae by the posterior signalling centre. Nature. 446 (7133), 325-328 (2007).
  19. Mandal, L., Martinez-Agosto, J. A., Evans, C. J., Hartenstein, V., Banerjee, U. A Hedgehog- and Antennapedia-dependent niche maintains Drosophila haematopoietic precursors. Nature. 446 (7133), 320-324 (2007).
  20. Benmimoun, B., Polesello, C., Haenlin, M., Waltzer, L. The EBF transcription factor Collier directly promotes Drosophila blood cell progenitor maintenance independently of the niche. Proc Natl Acad Sci U S A. 112 (29), 9052-9057 (2015).
  21. Sinenko, S. A., Mandal, L., Martinez-Agosto, J. A., Banerjee, U. Dual role of wingless signaling in stem-like hematopoietic precursor maintenance in Drosophila. Dev Cell. 16 (5), 756-763 (2009).
  22. Pennetier, D., et al. Size control of the Drosophila hematopoietic niche by bone morphogenetic protein signaling reveals parallels with mammals. Proc Natl Acad Sci U S A. 109 (9), 3389-3394 (2012).
  23. Dragojlovic-Munther, M., Martinez-Agosto, J. A. Extracellular matrix-modulated Heartless signaling in Drosophila blood progenitors regulates their differentiation via a Ras/ETS/FOG pathway and target of rapamycin function. Dev Biol. 384 (2), 313-330 (2013).
  24. Ferguson, G. B., Martinez-Agosto, J. A. Yorkie and Scalloped signaling regulates Notch-dependent lineage specification during Drosophila hematopoiesis. Curr Biol. 24 (22), 2665-2672 (2014).
  25. Milton, C. C., et al. The Hippo pathway regulates hematopoiesis in Drosophila melanogaster. Curr Biol. 24 (22), 2673-2680 (2014).
  26. Evans, C. J., Liu, T., Banerjee, U. Drosophila hematopoiesis: Markers and methods for molecular genetic analysis. Methods. 68 (1), 242-251 (2014).
  27. Neyen, C., Bretscher, A. J., Binggeli, O., Lemaitre, B. Methods to study Drosophila immunity. Methods. 68 (1), 116-128 (2014).
  28. Small, C., Paddibhatla, I., Rajwani, R., Govind, S. An introduction to parasitic wasps of Drosophila and the antiparasite immune response. J Vis Exp. (63), e3347 (2012).
  29. Petraki, S., Alexander, B., Bruckner, K. Assaying Blood Cell Populations of the Drosophila melanogaster Larva. J Vis Exp. (105), (2015).
  30. Rizki, M. T. M., Rizki, R. M. Functional significance of the crystal cells in the larva of Drosophila mekmogaster. Journal of Biophysical and Biochemical Cytology. 5, 235-240 (1959).
  31. Kurucz, E., et al. Definition of Drosophila hemocyte subsets by cell-type specific antigens. Acta Biol Hung. 58, 95-111 (2007).
  32. Jung, S. H., Evans, C. J., Uemura, C., Banerjee, U. The Drosophila lymph gland as a developmental model of hematopoiesis. Development. 132 (11), 2521-2533 (2005).
  33. Krzemien, J., Crozatier, M., Vincent, A. Ontogeny of the Drosophila larval hematopoietic organ, hemocyte homeostasis and the dedicated cellular immune response to parasitism. Int J Dev Biol. 54 (6-7), 1117-1125 (2010).
  34. Rizki, T. M., Rizki, R. M. Properties of the Larval Hemocytes of Drosophila-Melanogaster. Experientia. 36 (10), 1223-1226 (1980).
  35. Lanot, R., Zachary, D., Holder, F., Meister, M. Postembryonic hematopoiesis in Drosophila. Dev Biol. 230 (2), 243-257 (2001).
  36. McBrayer, Z., et al. Prothoracicotropic hormone regulates developmental timing and body size in Drosophila. Dev Cell. 13 (6), 857-871 (2007).
  37. Reimels, T. A., Pfleger, C. M. Drosophila Rabex-5 restricts Notch activity in hematopoietic cells and maintains hematopoietic homeostasis. J Cell Sci. 128 (24), 4512-4525 (2015).

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Cite This Article
Reimels, T. A., Pfleger, C. M. Methods to Examine the Lymph Gland and Hemocytes in Drosophila Larvae. J. Vis. Exp. (117), e54544, doi:10.3791/54544 (2016).

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