Systèmes hématopoïétiques de mammifères Drosophila et partagent de nombreuses caractéristiques communes, ce qui rend la drosophile un modèle génétique attrayant pour étudier l' hématopoïèse. Ici, nous démontrons la dissection et montage du principal organe hématopoïétique larvaire pour l'immunohistochimie. Nous décrivons également des méthodes pour analyser différents compartiments hématopoïétiques larvaires dont hémocytes circulants et des cellules à cristaux sessiles.
De nombreux parallèles existent entre les systèmes hématopoïétiques de mammifères Drosophila et, même si la drosophile manque la lignée lymphoïde qui caractérisent l' immunité adaptative des mammifères. Drosophila et hématopoïèse mammifères se produisent dans spatialement et temporellement phases distinctes pour produire plusieurs lignées de cellules sanguines. Les deux systèmes maintiennent des réservoirs de progéniteurs des cellules de sang avec lequel se dilatent ou remplacent les lignées matures. Le système hématopoïétique permet la drosophile et les mammifères à réagir et à s'adapter aux défis immunitaires. Fait important, les régulateurs de la transcription et les voies de signalisation qui contrôlent la production, la maintenance et le fonctionnement du système hématopoïétique sont conservées des mouches à des mammifères. Ces similitudes permettent drosophile à être utilisé pour le développement hématopoïétique génétiquement modèle et la maladie.
Ici , nous analyses de détail d'examiner le système hématopoïétique des larves de drosophile. Dansparticulier, nous décrivons des méthodes pour mesurer le nombre de cellules sanguines et de la concentration, de visualiser une lignée mûre spécifique in vivo, et d' effectuer des immunohistochimie sur les cellules sanguines en circulation et dans l'organe hématopoïétique. Ces tests peuvent révéler des changements dans l'expression des gènes et des processus cellulaires, y compris la signalisation, la survie, la prolifération et la différenciation et peuvent être utilisés pour enquêter sur une variété de questions relatives à l'hématopoïèse. Combinée avec les outils génétiques disponibles chez la drosophile, ces essais peuvent être utilisés pour évaluer le système hématopoïétique à des altérations génétiques définies. Bien que non spécifiquement décrite ici, ces tests peuvent également être utilisés pour examiner l'effet des modifications de l'environnement, telles que l'infection ou l'alimentation, sur le système hématopoïétique.
Les mécanismes complexes qui régissent les facteurs de transcription et les voies de signalisation qui coordonnent le développement du système hématopoïétique et un dysfonctionnement dans les maladies hématologiques restent mal compris. Ces facteurs de transcription et les voies de signalisation, ainsi que leur régulation, sont hautement conservées entre la drosophile et l' hématopoïèse mammifère 1-5. Ainsi , le système hématopoïétique Drosophila représente un excellent modèle génétique pour définir les mécanismes moléculaires contrôlant l' hématopoïèse et maladies hématologiques sous – jacentes.
Semblable à des mammifères, Drosophila générer des cellules sanguines, appelées hémocytes, dans spatialement et temporellement des phases distinctes de l' hématopoïèse. Traditionnellement, on pensait hématopoïèse chez la drosophile se limiter aux phases dans le mésoderme embryonnaire et dans les ganglions lymphatiques des larves. Des études récentes montrent que l'hématopoïèse se produit également dans des larves sessiles clustres et dans l'abdomen adulte 8/6. Toutes les phases hématopoïétiques produisent deux types d'hémocytes matures: plasmatocytes et les cellules de cristal. Plasmatocytes sont des cellules de type macrophage impliqués dans la phagocytose, l'immunité innée et la guérison des plaies. les cellules à cristaux contiennent des pro-phénoloxydases nécessaires à la mélanisation, une réaction utilisé dans les réponses immunitaires d'insectes et la cicatrisation des plaies. Hématopoïèse larvaire peut générer un troisième type hémocytaire mature, appelée lamellocyte, en réponse à certains problèmes immunitaires telles que l' infection par le parasite guêpe 9,10. Lamellocytes sont de grandes cellules adhérentes, qui fonctionnent en conjonction avec plasmatocytes et les cellules de cristal, afin d' encapsuler et de neutraliser les oeufs de guêpes définies dans les larves de Drosophila. En l'absence de parasitisme, lamellocytes ne sont pas trouvés dans de type sauvage larves. masses mélaniques ressemblent mélanisées, des œufs de guêpes encapsulées; de nombreuses souches mutantes de Drosophila développent des masses mélaniques en l'absence de parasitisme. La présence de lamellogamétocytes et / ou des masses mélaniques peuvent indiquer des anomalies hématopoiétiques. En effet, le phénotype de masse mélanique a été utilisé pour identifier les gènes et les voies impliquées dans l' hématopoïèse 11-14.
Le système hématopoïétique larvaire est le plus largement étudié à ce jour. Il est composé d'hémocytes circulant dans l'hémolymphe, les clusters de hémocytes sessiles modelées sous la cuticule et les hémocytes résidant dans le ganglion lymphatique. Le ganglion lymphatique est une série de lobes bilatéraux attachés au vaisseau dorsal. Chaque lobe primaire du ganglion lymphatique est divisée en trois zones principales. La zone la plus extérieure est connue comme la zone corticale et contient maturation hémocytes. La zone la plus interne est appelée la zone médullaire et comprend des précurseurs d'hémocytes de quiescence. La troisième zone, le centre de signalisation postérieure, est un petit groupe de cellules à la base de la glande lymphatique qui agissent comme une niche de cellules ressemblant à la tige. Les premiers travaux mis en place des fonctions critiques pour Notch 15-18 </sup>, Hedgehog 19,20, JAK-STAT 18 et aptère 21 activité pour réguler le développement des glandes lymphatiques larvaire. Des études plus récentes ont démontré que la BMP 22, FGF-23 Ras et Hippo 24,25 signalisation fonctionnent également dans le ganglion lymphatique des larves.
Quatre essais de hématopoiétiques larves présentées ici décrivent 1) à mesurer circulant concentration hémocytes, défini comme le nombre de cellules par unité de volume, 2) l' isolement et la fixation de circulation hémocytes pour l' immunohistochimie, 3) visualisant des cellules à cristaux in vivo et 4) disséquant, la fixation et le montage glandes lymphatiques pour l'immunohistochimie. Ces dosages peuvent être utilisés pour évaluer les lectures hématopoiétiques les fonctions et les règlements des voies de signalisation dans le système hématopoïétique des larves. Bien que ces méthodes ont été utilisées précédemment dans le domaine, la documentation visuelle de ces essais a commencé que récemment 8,26-30. Plusieurs publications citées ici sont l'aideressources ful décrivant des méthodes similaires et les marqueurs hématopoïétiques 26,31-33. En outre, Trol et Viking sont des marqueurs utiles de la membrane glande lymphatique du sous-sol.
Lors de la modification génétique ou environnementale, les quatre méthodes décrites ici peuvent être utilisés individuellement ou conjointement pour analyser les processus distincts au cours de l' hématopoïèse tels que la signalisation, la survie, la prolifération et la différenciation Drosophila hématopoïèse est un processus dynamique. le nombre d'hémocytes par animal et augmente 35 l'expression de la structure et le gène de la glande lymphatique change 32 pend…
The authors have nothing to disclose.
We thank Matthew O’Connell, Maryam Jahanshahi, and Andreas Jenny for assistance. We thank István Andó for plasmatocyte-specific antibodies, Utpal Banerjee for dome-meso-EBFP2 flies, Julian Martinez-Agosto for antp>GFP flies, and Michael O’Connor for ptth and ptth>grim flies. These methods were developed with support by the Kimmel Foundation, the Leukemia & Lymphoma Society, NIH/NCI R01CA140451, NSF 1257939, DOD/NFRP W81XWH-14-1-0059, and NIH/NCI T32CA078207.
PBS tablets | MP Biomedicals | 2810305 | |
dissecting dish | Corning | 7220-85 | |
microcentrifuge tube | Denville | C2170 | |
silicone dissecting pad, made from Sylgard 184 kit | Krayden (distributed through Fisher) | NC9644388 (Fisher catalog number) | Made in petri dish by mixing components of Sylgard elastomer kit according to manufacturer instructions. |
stereomicroscope | Morrell Instruments (Nikon distributor) | mna42000, mma36300 | Nikon models SMZ1000 and SMZ645 |
tissue wipe | VWR | 82003-820 | |
forceps | Electron Microscopy Sciences | 72700-DZ | |
p200 pipette | Eppendorf | 3120000054 | |
Countess Automated Cell Counter | Invitrogen | C10227 | |
Countess cell counting chamber slides | Invitrogen | C10283 | |
hemocytometer | Hausser Scientific | 3200 | |
trypan blue stain | Life Technologies | T10282 | |
formaldehyde | Fisher | BP531-500 | |
Triton | Fisher | BP151-500 | |
Tween 20 | Fisher | BP337-500 | |
bovine serum albumin | Rocky Mountain Biologicals | BSA-BSH-01K | |
normal goat serum | Sigma | G9023-10ML | |
normal donkey serum | Sigma | D9663-10ML | |
200 proof ethanol | VWR | V1001 | |
N-propyl gallate | MP Biomedicals | 102747 | |
glycerol | VWR | EM-4750 | |
DAPI (4’,6-diamidino-2-phenylindole) | Fisher | 62248 | |
6-well plate | Corning | 351146 | |
12-well plate | Corning | 351143 | |
microscope cover glass, 22 mm square | Fisher | 12-544-10 | |
microscope cover glass, 18mm circular | Fisher | 12-545-100 | |
glass microscope slides | Fisher | 22-034-980 | |
thermal cycler | Eppendorf | E950010037 | Mastercycler EP Gradient S |
PCR tubes | USA Scientific | 1402-2700 | |
24-well plate | Corning | 351147 | |
disposable transfer pipet | Fisher | 13-711-9AM | |
fluorescence microscope | Zeiss | Axio Imager.Z1 |