This study compares two different methods of human monocyte isolation for obtaining in vitro dendritic cells (DCs). Monocytes are selected by adherence or negatively enriched by magnetic separation. Monocyte yield and viability along with MDDC viability, proliferation and CD11c/CD14 surface marker expression will be compared between both methods.
Dendritic cells (DCs) are antigen presenting cells of the immune system that play a crucial role in lymphocyte responses, host defense mechanisms, and pathogenesis of inflammation. Isolation and study of DCs have been important in biological research because of their distinctive features. Although they are essential key mediators of the immune system, DCs are very rare in blood, accounting for approximately 0.1 – 1% of total blood mononuclear cells. Therefore, alternatives for isolation methods rely on the differentiation of DCs from monocytes isolated from peripheral blood mononuclear cells (PBMCs). The utilization of proper isolation techniques that combine simplicity, affordability, high purity, and high yield of cells is imperative to consider. In the current study, two distinct methods for the generation of DCs will be compared. Monocytes were selected by adherence or negatively enriched using magnetic separation procedure followed by differentiation into DCs with IL-4 and GM-CSF. Monocyte and MDDC viability, proliferation, and phenotype were assessed using viability dyes, MTT assay, and CD11c/ CD14 surface marker analysis by imaging flow cytometry. Although the magnetic separation method yielded a significant higher percentage of monocytes with higher proliferative capacity when compared to the adhesion method, the findings have demonstrated the ability of both techniques to simultaneously generate monocytes that are capable of proliferating and differentiating into viable CD11c+ MDDCs after seven days in culture. Both methods yielded > 70% CD11c+ MDDCs. Therefore, our results provide insights that contribute to the development of reliable methods for isolation and characterization of human DCs.
Дендритные клетки (ДК) являются важными медиаторами врожденной и адаптивной системы иммунитета. Они действуют, чтобы вызвать первичные иммунные реакции и способствуют развитию иммунологической памяти. Эти клетки в первую очередь ответственны за захват антигена, миграции и стимуляции Т – клеток и, следовательно , называют профессиональных антиген – представляющих клеток (АРС) 1 .Manipulation ДК могут быть использованы в самых различных областях исследований и в клинических условиях для лечения различных воспалительных заболеваний , таких как ВИЧ , 6,7, рак 8, аутоиммунные заболевания 9, а также аллергические реакции 10. Контроллеры домена также используются для исследования злоупотреблением вещества для того , чтобы решить неизвестные механизмы и пути , такие как те , которые связаны с алкогольной зависимостью 11-14 наркотической зависимости 13,15, и сочетание инфекции и наркомании ВИЧ 16-19. Эти текущие исследования и будущие научные исследования Iп области иммунологии делают в пробирке поколения РС чрезвычайно важны для исследования. Тем не менее, существуют некоторые трудности , связанные с выделением контроллеров домена из крови человека , поскольку они составляют лишь 0,1 – 1% от общего количества мононуклеарных клеток крови 20.
На сегодняшний день некоторые из хорошо известных методов для генерации РС экстракорпорального состоит из пластика или стекла адгезии моноцитов 21,22, центрифугирования в градиенте плотности 23, удельная разделения на основе маркеров , таких как магнитная активированной сортировки клеток 22, флуоресцентная сортировка клеток 24, положительный выбор CD14 + моноцитов с использованием декстрана покрытием магнитных наночастиц 25 и быстрое выделение высокоочищенных моноцитов с использованием полностью автоматизированной негативной селекции 26 клеток. Тем не менее, лучшим методом выбора остается спорным. Таким образом, для улучшения методов генерации постоянного тока, несколько методов были разработаны, в которыхЧистота этих клеток может быть значительно увеличена путем дифференцировки из очищенных CD34 + клеток – предшественников и моноцитов , выделенных из мононуклеарных клеток периферической крови (МКПК) 27. Как упоминалось до, широко используемый и популярный метод для генерации моноцитов дендритных клеток (MDDCs) заключается в изучении способности моноцитов придерживаться стекла или пластика (метод спаек) 21,22,27. Метод прилипание является быстрым и простым способом, который не требует использования сложного оборудования. Тем не менее, некоторые недостатки этого процесса включают загрязнение лимфоцит, низкую гибкость и моноцитов переходную манипуляцию 28. Альтернативный метод метода прилипание магнитная изоляция моноцитов от общего МНПК, в частности , с использованием человеческого набора обогащения моноцитов, который предназначен для выделения моноцитов МНПК путем негативного отбора 26. Во время этой процедуры нежелательные клетки предназначены для удаления с тетрамернойантитело и магнитные частицы, покрытой декстраном. Преимущество этого способа выделения является то, что нежелательные меченые клетки отделяются с помощью магнита в то время как клетки-мишени могут быть свободно слили в новую пробирку без необходимости колонн. На сегодняшний день, при наличии специфических моноклональных антител, которые могут маркируют уникальные клеточные популяции, метод магнитной сепарации становится не просто дополнительный метод, а необходимость для выделения редких клеток в области иммунологии. Например, методы , такие как магнитно сортировки клеток с коммерчески доступными парамагнитных MACS-наночастиц способствовали разработке новых подходов для проведения исследований и клинических применений 22,29. Кроме того, последние научные исследования , сравнивающие поколение постоянного тока от прилипания моноцитов и технологии MACS методы продемонстрировали более высокую чистоту и жизнеспособность DC с использованием MACS разделенных моноциты 22,30.
Настоящее исследование представляетсравнение между двумя методами генерации человеческих моноцитов из ГЦ, выделенных из МНПК: 1) моноцитов изоляции путем присоединения и 2) моноцитов изоляции путем негативной селекции с использованием коммерческого набора обогащения моноцитов человека. Это исследование свидетельствует о том, чтобы показать, что отрицательная магнитная процедура разделения выбора для выделения моноцитов генерирует наибольший выход моноцитов без каких-либо существенных различий в жизнеспособности моноцитов по сравнению с моноцитами, выделенных методом прилипания. В свою очередь, через семь дней, моноциты, выделенные магнитной сепарации дифференцировались в MDDCs со значительно более высоким пролиферативным потенциалом и более высоким количеством клеток, экспрессирующих дважды положительных (CD11c + / CD14 +) фенотипа, не затрагивая жизнеспособность MDDC. В целом, данное исследование отличается от предыдущих исследований, упоминаемых выше, так как он демонстрирует способность обоих методов, чтобы одновременно генерировать моноциты, которые способны пролиферировать и дифференцироваться в CD11c +MDDCs (> 70%) после семи дней в культуре без ущерба для их жизнеспособности. Кроме того, в настоящее время подход предусматривает впервые характеристики различных популяций CD11c / CD14 MDDCs методом проточной цитометрии изображений.
Таким образом, так как контроллеры домена играют роль фокусного отношении проведения исследований в области иммунологии, различные параметры должны быть приняты во внимание при рассмотрении вопроса о том , как они получены , и какие методы используются для выделения и культуры их в пробирке. Таким образом, данное исследование направлено на дать представление о двух различных методов выделения моноцитов и как эти методы дифференцированно влияют на жизнеспособность моноцитов и выход в конечном счете, затрагивающего дендритных жизнеспособность клеток, пролиферации и фенотип. Эти результаты будут в значительной степени способствовать области иммунологии и предоставит подробный протокол постоянного выделения, очистки и характеристики.
На основании известных трудностей выделения и генерации MDDCs из человеческой крови, настоящее исследование с целью обеспечить всестороннее сравнение двух хорошо известных методов для генерации MDDCs. Первый способ по сравнению является хорошо установленный традиционный способ генерац?…
The authors have nothing to disclose.
This research is supported by the National Institute on Alcohol Abuse and Alcoholism, award K99/R00 AA021264. Additional lab support as part of startup package has been received from the Department of Immunology, Institute of NeuroImmune Pharmacology, Herbert Wertheim College of Medicine, and FIU- Office of Research and Economic Development. Gianna Casteleiro was supported by NIH/NIGMS R25 GM061347. The content is solely the responsibility of the authors and does not necessarily represent the official views of the National Institutes of Health.
Ficoll-Paque | GE Healthcare | 17-5442-03 | Must be used at room temperature |
Phosphate-buffered saline (PBS) | Life Technologies | 10010-023 | |
ACK Lysing buffer | Quality Biological | 118-156-101 | |
RPMI 1640 medium | Life Technologies | 22400-089 | |
Antibiotic-Antimycotic (100X) | Life Technologies | 15240-062 | |
Fetal Bovine Serum (FBS) | Life Technologies | 16000-044 | |
RoboSep buffer | StemCell | 20104 | |
EasySep Human monocyte enrichment kit | StemCell | 19059 | |
TC20 Automated cell counter | Bio-Rad | 145-0101 | |
FITC-Dextran | Sigma Aldrich | FD4-100MG | |
Trypan blue stain (0.4%) | Life Technologies | 15250-061 | |
Synergy 2 multi-mode reader | Biotek | 7131000 | |
XTT Sodium salt bioreagent (XTT) | Sigma Aldrich | X4626-100MG | |
Dimethyl sulfoxide bioreagent (DMS) | Sigma Aldrich | D8418-500ML | |
Thiazolyl blue tetrazolium bromide (MTT) | Sigma Aldrich | m5655-500MG | |
Sodium Dodecyl Sulfate (SDS) | Bio-Rad | 161-0302 | |
Phenazine Methosulfate (DMSO) | Sigma Aldrich | P9626-1G | |
Inactivated (HI) Human Serum | Chemicon | S1-100ML | |
Accuri C6 Flow Cytometer | BD Accuri | 653119 | |
FlowSight Amnis Flow Cytometer | EMD Millipore | 100300 |