Summary

心筋パフォーマンスと酸素消費量の研究のための齧歯類のワーキングハートモデル

Published: August 16, 2016
doi:

Summary

Isolated working heart models can be used to measure the effect of loading conditions, heart rate, and medications on myocardial performance and oxygen consumption. We describe methods for preparation of a rodent left heart working model that permits study of systolic and diastolic performance and oxygen consumption under various conditions.

Abstract

Isolated working heart models have been used to understand the effects of loading conditions, heart rate and medications on myocardial performance in ways that cannot be accomplished in vivo. For example, inotropic medications commonly also affect preload and afterload, precluding load-independent assessments of their myocardial effects in vivo. Additionally, this model allows for sampling of coronary sinus effluent without contamination from systemic venous return, permitting assessment of myocardial oxygen consumption. Further, the advent of miniaturized pressure-volume catheters has allowed for the precise quantification of markers of both systolic and diastolic performance. We describe a model in which the left ventricle can be studied while performing both volume and pressure work under controlled conditions.

In this technique, the heart and lungs of a Sprague-Dawley rat (weight 300-500 g) are removed en bloc under general anesthesia. The aorta is dissected free and cannulated for retrograde perfusion with oxygenated Krebs buffer. The pulmonary arteries and veins are ligated and the lungs removed from the preparation. The left atrium is then incised and cannulated using a separate venous cannula, attached to a preload block. Once this is determined to be leak-free, the left heart is loaded and retrograde perfusion stopped, creating the working heart model. The pulmonary artery is incised and cannulated for collection of coronary effluent and determination of myocardial oxygen consumption. A pressure-volume catheter is placed into the left ventricle either retrograde or through apical puncture. If desired, atrial pacing wires can be placed for more precise control of heart rate. This model allows for precise control of preload (using a left atrial pressure block), afterload (using an afterload block), heart rate (using pacing wires) and oxygen tension (using oxygen mixtures within the perfusate).

Introduction

分離された臓器の研究は、 生体内で可能であるものを超えた生理学的条件の制御を可能にする。 エクスビボ心臓製剤は、最初の逆行性灌流で分離されたモデルを説明したオットー・ランゲンドルフ、1によって説明されました。その後、他の人が心筋が両方の圧力と体積の作業を実行するには「働く心」モデルを、説明した。2そのような調製物は、心筋の作用メカニズム、3心筋代謝、4-6と強心薬の効果を解明に尽力してきています。7- 9

心筋の収縮性を高める薬物の使用は、重症患者では一般的です。しかし、いくつかのデータは、術後の設定での心不全の臨床徴候を有する患者のケアに有用である可能性が収縮し、心筋酸素消費量、データに対するこれらの薬剤の相対的効果を比較ご利用いただけます。10しかし、ほとんどの強心薬だけでなく、心筋だけでなく、動脈抵抗、静脈容量11、および患者の代謝率、12 ex vivoで単離された心臓モデルは上のような薬剤の効果を研究することにより、最適な手段のままに影響を与えるので、心筋適切。

私たちは、心筋機能と酸素消費量に強心薬の負荷に依存しない研究のためのex vivoモデルの使用を記載しています。 SDラットから心臓を心臓モデルを作業左心室を使用してカニューレを挿入し、変更されたクレブスヘンゼライト灌流液を用いて灌流しました。大動脈と左心房の圧力を制御しました。圧 – 容積インピーダンスカテーテルは、収縮期および拡張期機能を連続的に監視するための頂端穿刺を介して左心室に入れました。酸素消費量を連続的に左心房perfus間の酸素含有量でインデックス付きの差として測定しました。食べたと肺動脈流出液。試験される薬物は、左心房のブロックに注入し、心臓の性能および酸素代謝の変化を測定し、直前のベースラインと比較しました。

Protocol

このプロトコルは、金融機関の動物のケアと使用委員会の下に現在のプロトコルの下で行われます。 研究のための1.準備 (42°Cに設定)クレブス – ヘンゼライト緩衝液(KHB)貯水池を加熱するために水浴をオンにします。 (mM単位)128のNaCl、5.7のKCl、1.3 硫酸マグネシウム、25を含むKHBの16 LのNaHCO 3、2.7のCaCl 2、0.53 EDTA、0.54 NAC 3 H 3 O 3、および10.8ブドウ糖を準備します。13次のように基板の質量があります:27.584グラムのNaCl、1.58グラムのKCl、0.578グラムのMgSO 4、8.401グラムのNaHCO 3、1.47グラムののCaCl 2、0.744グラムのEDTA、0.22グラムのNAC 3 H 3 O 3、および7.208グラムのブドウ糖。 注:これらのコンポーネントは、実験の日に構成するための粉末形態でコニカルチューブに格納されてもよいです。 0.22ミクロンのフィルターを通して脱イオン水4リットルをフィルタリングします。 4 Lに、この水の3.7 Lを追加します。ビーカー。水へのCaCl 2を除いてすべてのコンポーネントを追加します。 別のビーカーを用いて水の残りの300ミリリットル中のCaCl 2を溶解させます。 5分間、1リットル/分(LPM)で、95%O 2/5%CO 2を含む溶液に酸素。これは、7.40のpHを修正し、 塩化カルシウムの溶解性を高めます。 KHBの残りの部分とのCaCl 2を追加します。 リザーバに完成したKHBを追加し、30分間、すべての管を通して循環します。システムは、巨視的に気泡がないことを確認してください。 0.5 LPMで95%O 2/5%CO 2と酸素化物。 注:KHBはわずか1冷蔵庫に一晩保存することができる – 2日間、室温に戻して、使用、再濾過しました。実験間でKHBを再利用しないでください。 2×50ミリリットルを氷冷KHBできれいにビーカーを用意し、解剖駅周辺の氷のバケツに配置します。元前KHBは氷冷(というよりもチルド)であることを確認してください心を植えます。 製造者の指示に従って、校正前の30分間、フィルタリングKHBで満たされた10ミリリットルの注射器にマイクロ圧力 – 容積(PV)カテーテルを配置します。 注:KHBの温度がPVカテーテルを浸すために使用可能な限り37°Cの近くに配置してください。 動物用の麻酔と解剖ステーションを準備します。 リザーバ内の適切なイソフルランを確認してください。 1mlシリンジ中のヘパリンの500 Uを描きます。この注射器の26ゲージ(1/2 ")の針を置く。動物を麻酔するためのマスクを準備します。 10 mmHgのに灌流圧をブロック80 mmHgのに大動脈ブロック灌流圧と左心房(LA)を設定します。暖かいKHBが出て滴下できるようにするために、大動脈ブロックとLAのブロックの両方を開きます。とき動物を解剖する準備ができて、KHBの着実遅い点滴を可能にするために、大動脈ブロックを開きます。 製造者の指示に従って、PVカテーテルを校正。 "> 2。動物の準備および解剖注:最良の結果を得るために、確実に動物は300〜500グラムです。我々は、425〜450グラムの間の動物の体重は、私たちのシステムのための理想的であることを見出しました。 動物が意識不明になるまで – (2%1)イソフルランを用いて、チャンバー内に動物を麻酔。解剖ステーションに動物を移し、動物にイソフルランと酸素と麻酔マスクを配置します。鎮静のレベルを評価するためにつま先のピンチを実行します。麻酔下ながら乾燥を防ぐために、目に獣医軟膏を適用します。 ヘパリン、腹腔内の500台の腹腔内に注入します。ヘパリンのための10分を吸収することができます。胸部の可視化を強化するためにテープで動物の手足を固定します。 心臓の解剖。 いったんつま先のピンチに応答がないことを確認して、トンの曲線以下、腹膜腔を切開するはさみを使用して、次にピンセットで腹腔から肌を持ち上げ、彼は、リブの後部角に戻ってダイヤフラム。 ダイアフラムたら胸部への参入を可能にするために、前カットの方向以下の振動板の前面に沿って切断し、小さなハサミを使用して、表示​​されています。腋窩に、両側腋窩線に沿って各カットを拡張します。 注:ダイヤフラムが切開されると、換気が損なわれますので、次の手順を効率的に行うべきです。 鉗子を使用して、剣状突起から前方胸郭を撤回。心膜および胸膜を切開。 ちょうど横隔膜の上に下大静脈(IVC)と大動脈を特定し、前方鈍ピンセットを用いて一括して撤回。 大規模な、湾曲したハサミを使用して、急速にIVCと大動脈を横断切開を行い、 一括胸から心臓や肺を引っ張ります。胸部から心臓や肺を除去するために、食道、気管、腕頭動脈と静脈頭をカットします。なたを切り出します組織のこのブロックでマイク組織。上行大動脈の近位部をカットしないように注意してください。 すぐに氷のように冷たいKHBで心臓や肺を浸すと、ステップ1で説明したように、以前に設定しランゲンドルフ装置に移動します。 3.大動脈カニューレ挿入平らな皿に心肺複合体を置き、実験者とテーブルが直面している肺の後面に面した胸腺および大血管と心を向けます。胸腺の2つのローブを離れて引っ張り、大動脈から腕頭動脈の離陸を識別します。 皿の縁の上に大動脈を羽織ると、約5ミリメートルの大動脈弁上に小さなはさみ、右鎖骨下動脈の離陸のすぐ近位を使用して大動脈を横断。 注:切開がきれいな丸い円を得なければならない – 断面で大動脈を。それはオフ角度である場合( すなわち、ワイドオーバル)または不完全な、所望の結果を達成するために、カットを繰り返します。これは、効率的な大動脈挿管を容易にするであろう。 大動脈のいずれかの側に湾曲した鉗子の2ペアを使用して、(ゆっくりKHBで滴下する必要があります)、大動脈カニューレを介して大動脈を導きます。 2ミリメートルカニューレの先端の下に – 大動脈弁は1座る必要があります。 大動脈カニューレ挿入した後、所定の位置に大動脈を保持するために、大動脈を横切って垂直に鉗子の位置を変更します。また、このモデルを完成するために、単一の実験を可能にする、所定の位置に心臓肺複合体を保持するために大動脈の両端に小さなクランプを配置します。 アシスタントはちょうど鉗子の下に絹4-0縫合糸を渡すとカニューレの周りにループして目の前にし、心臓の後ろの両方を複数回同点、所定の位置に結ぶ必要があります。完全な逆行性大動脈流を開始するために、完全にカニューレを開きます。積極的に心拍を確認します。 注:心は急速に(〜200 BPM)を打つために始めて、激しくていない場合は、ネクタイまたはカニューレは、冠状動脈の一方または両方を閉塞することができます。これが疑われる場合は、ネクタイを削除し、冠状動脈からそれを離れて再配置します。心臓が膨張するとビートしていない場合、カニューレは、大動脈弁を横断することができます。冠動脈漏れ(大動脈根からKHBスプレー)した場合、(腕頭動脈が上行大動脈の代わりにカニューレを挿入する場合、この現象が発生する可能性があります)大動脈弁に近いカニューレを進めます。 4.肺静脈閉塞症およびカニューレ挿入のための肺動脈の調製注:このステップの目的は、左心房のブロックからのすべてのボリュームと圧力が左心構造に伝達されることを確実にするために、閉じた左心房のシステムを作成することです。完全に肺静脈を閉塞しないと、プリロードの欠乏につながる可能性があり、その結果を改ざんまたは不安定な作業の心の準備を作成することができます。 目の露出を改善するために胸腺を削除します電子肺動​​脈(PA)。 心臓の後面がオペレータを向くように手動で大動脈カニューレを回転させます。右肺につながる血管を解剖。さらにこれらの血管を描写するために鉗子を使用して、右肺組織を一時停止します。中・大規模な外科用クリップ(または縫合糸)を使用して、単一のクリップで右肺動脈と静脈と気管支を閉塞。クリップに右肺の先端を切除。 注:肺動脈が自由解剖の難しさのため、私たちの練習は、拍動する心臓モデルで近くの構造を傷つけることなく、切開することが容易になり、肺動脈を拡張させるために肺静脈を閉塞することです。 左肺上の手順を繰り返し4.2。 注:潜在的な落とし穴と問題解決:両方の肺動脈が閉塞されると、右心房は目に見えて膨張され、心は徐脈になることがあります。右心室が加圧になるためです。これが発生しない場合、それはpulm可能性がありますonary静脈が完全に閉塞されていない、とその予圧は、心臓の作業モードには不十分になります。心臓が(下記参照)、左心房(LA)挿管し、心臓を作業しようとしたの移行後に心拍出量を維持することができない場合には、追加のクリップまたは任意の残留リークを閉塞するために肺静脈の切り株の周りにネクタイを配置することを検討。 PAが閉塞されると、ただし、ステップ5は、心筋虚血を最小限に抑えるために、すぐに行うべきです。一部の研究者は、右心室の加圧を回避するために、前に肺静脈の結紮に肺動脈を切開することに注意してください。 肺動脈切開心の前部側面は、オペレータを向くように大動脈カニューレを回転させます。肺動脈を識別します。再び、この動脈が膨張してもよいです。小さなはさみを使用すると、約3ミリメートル肺動脈弁の上に横切開を行います。 注:これは、すぐに圧力を開放し、心拍数を増加させることができます。ありますこのカニューレは、追い出し左心房のカニューレ挿入が完了した後に肺動脈にカニューレを挿入することは容易である引き起こします。 5.左心房カニューレ挿入左心房は、オペレータを向くように大動脈カニューレを回転させます。約3ミリメートル房室溝の上に、左心房の上半身に3ミリメートルの切開 – 小さなはさみを使用して、2を作ります。 僧帽弁の面に垂直な左心房のカニューレを置き、心房中隔に向かって指摘しました。 KHBが流れ出るまでLAカニューレを開きます。作業モードへの移行以下の低体温症に起因する心筋機能障害を避けるために(任意の非ジャケット付きのチューブに座ったとき、それはすぐに寒くなる)KHBに触れたときに熱くなっていることを確認してください。挿管時の滴下速度への移行。 excessiを使用しないように注意しながら、左心房の体内に心房カニューレを挿入し、カウンタートラクションを保持するために鉗子を使用してアトリウムを引き裂くことができる力を、VEの。 注:それは心房壁上の任意の緊張せずに心房の真ん中に座っているように、LAカニューレが配置されるべきです。 左心房の体の周りに4-0絹縫合糸をパスし、カニューレの周囲の心房のシールを作成するための結び目を作ります。左心房の後面は、縫合糸に含まれていることを確認するように注意してください。必要に応じて追加の縫合糸を追加します。それはむしろ心房中隔に対するよりも心房の真ん中に座っているように、2ミリメートル – 密封された後、バック1をカニューレを引きます。 注:心臓は心臓の作業モードへの移行時にmalperfusedになることが最も一般的な理由は、LAカニューレが左心房の流入を閉塞心房中隔を、当接していることです。 LAは、多くの場合、トレース( 図2Eを参照)カニューレが適切な位置にあるときに、適切な波とV波を実証するために変更されます。 左心房への完全なプリロードを管理するために完全にLAカニューレバルブを開きます。モニター(冠状動脈流出物から来る)は、心臓からの滴下速度。 LAカニューレが開いているときに点滴速度が変化しないことを確認してください。それがない場合は、ステップ6.4で説明したように、これは、システム内の漏れを表しているように、カニューレの周りのアトリウムを結び直します。 6.肺動脈カニューレ挿入およびワーキングハートモードへの移行心筋酸素消費量(またはそのような薬剤レベルまたはサイトカインなどの冠状動脈流出液中の他の物質を、)を測定する場合には、肺動脈内の前切開部に1/32 "フレキシブルチューブを挿入します。 注:酸素消費量は、左心房灌流液および肺動脈流出物の間の酸素含有量の差として測定される2。 心筋酸素消費量を連続的に測定するために、左心房および冠状静脈洞の流出物を比較するためのインライン酸素電極を使用しています。 卒業CYLに(心臓から肺動脈と滴下両方から)冠状静脈洞の流出液を収集冠血流の時限定量化のためインダー。 前述のように、心筋酸素消費量を算出する。2 逆行性大動脈ポンプをオフにすることによって、心臓の作業モードへの移行。 注:これが行われると、LA圧が予めランゲンドルフ・モードで逆行ポンプに対する耐性を提供した前負荷圧と抵抗が現在平均動脈圧を作り出す、心拍出量に対する耐性を与えるなります。 〜80 mmHgの下の平均動脈圧が低下した場合、原因はおそらくプリロードまたは心筋機能のいずれかに関連しています。最も可能性の高い問題は逆行ポンプを再起動した後に調整する必要があり、左心房カニューレ、です。 左心室圧力ボリュームカテーテルの7.挿入注:PVカテーテルは逆行(大動脈弁を介して)または頂端穿刺を介してのいずれかで配置されてもよいです。逆行性の利点は、pとしますositionは、より一貫性があり、それは、頂端穿刺および冠動脈損傷または予圧の損失の付随リスクを不要にします。しかし、逆行配置は、時には非常に挑戦することができますので、私たちは、ここで両方のテクニックを説明します。 圧力ボリュームループシステムに1.4フレンチ圧 – 容積カテーテルを取り付けます。製造元の指示に従って温かいKHBでシステムを調整します。波形がリアルタイムで表示されていることを確認します。配置後、それを除去しないようにカテーテルおよびLVの表面に近いケーブルを持参してください。 逆行配置するために、調整可能なバルブを開放し、安定した圧力と体積の波形が特定されるまで大動脈弁をそっとPVカテーテルを養います。大動脈弁を損傷または心室尖部を穿刺することができる力の過度の使用は避けてください。 注:我々は、チューブとPVカテーテルはAVに近づくように移動しなければならないターン数の長さを最小限にすることが重要であることを見出しました。それシステムに付属のチューブを削減することが有益であり得ます。 頂端に配置するため、LVで頂端穿刺を作成するために、24のGアンギオカテーテルを使用しています。左冠動脈前下行枝を避けるようにしてください。心室頂部から大動脈弁に向かって針を目指します。 LVの体内に圧 – 容積カテーテルを進めます。すぐにLV圧力と体積の波形が識別されるようにカテーテルを前進停止します。 圧 – 容積カテーテルが適所に配置されると、心臓の周りの位置にウォータージャケットを移動します。テープの小片でウォータージャケットの壁にカテーテルを固定します。 前の任意の測定または介入を開始する安定性の少なくとも30分の期間を確認してください。 薬の8.注入 (オプション)標準投薬ポンプを使用して、左心房ブロックに薬( 例えば、ドーパミン)をインフューズ。 注:私たちはwholに従って薬を投与しています電子動物の体重全体の心拍出量に相当する流れは、心房ブロックを通過するからです。それは生体内で行うようにこれだけの小さな部分は、冠循環を通過します。また、灌流液の第2のセットは、薬物の設定濃度で作成し、心臓を灌流するために使用することができます。 注:我々のプロトコルでは、各注入の最後の10分の間に生理学的データを収集し、直前の10分間のベースラインに比較して、12分間にわたって薬物を注入します。 9.生理的マニピュレーション心拍数右心房壁にワイヤをペーシング(オプション)縫合糸2と、一時的ペーシングデバイスに接続します。 注:これは、(天然の洞レート上)心拍数と心拍数及び強心薬の収縮独立の関係の理解の正確な制御を可能にします。 プレロード変わります左心房のブロックに供給された列の高さを変えることにより予圧(左心室拡張末期容積と定義されます)。 血圧 IH-51の圧力バルブを使用して、血圧(このモデルでは後負荷の主要な決定因子)を操作します。 冠状動脈酸素含有量種々のガス混合物に飽和KHBで心臓を灌流することにより、心筋の低酸素症の様々な程度を達成。ガスとKHB間の平衡を確保するために、別々のジャケット付き貯水池(独自のガス混合物と各)を使用して行います。 遠位冠状動脈を結紮縫合することにより冠動脈虚血を達成。 注:作業心臓モードの近位冠状動脈の結紮は、致命的な心筋機能障害をもたらすことができます。 定義された期間のための逆行性灌流を中断または遅延させることにより、グローバルな冠動脈虚血を誘導します。

Representative Results

逆行性灌流( 図1A)で、左心室の作業心臓( 図1B)で完全に計装心の概略図。典型的な拡張末期圧は約3であるD – – 。典型的な大動脈、左心房と左心室圧と容積トレーシングは 、 図2Aに示されているこのモデルでは5 mmHgで、ピーク収縮期圧は約100 mmHgである。図2Eは、変化を示しています。 LAカニューレは、カニューレの配置および位置決め中に離れて心房中隔から移動したときに、左心房でトレース。これらの実験では、大動脈圧が90 mmHgのに設定し、LA圧が10 mmHgのに設定しました。 カテコールアミンの効果をテストするには、(圧力 – 容積カテーテルおよび関連ソフトウェアから主に由来する)各生理学的パラメータは、直前と比較しましたベースライン期間。図示の例では、ドーパミンは、左心房のブロックには15μg/ kg /分で注入しました。拡張末期圧(このモデルでは、固定心房圧与えられた)二つの条件が同一であるが、左心室拡張末期容積は2.5%減少し、左心室収縮末期容積が増加し、ストローク量を得、4.9%減少します( 図3A)。プラセボ点滴、左心室ストロークワーク、圧力-容積曲線内の領域として同定され、ドーパミンでの処理中に32%増加した( 図3B、P <0.001、t検定、群当たりn = 10)と比較。これは、プラセボ注入に対する心筋酸素消費量( 図3C)において大きな増加と関連していました。このようにして、別の強心薬や用量の相対的な効力およびエネルギーコストが負荷条件に対するそれらの効果を互いに独立に比較することができます。 コンテンツ "FO:キープtogether.withinページ=" 1 "> 図1: 逆行性灌流およびワーキングハートモードで完全計装心臓内の流れの図 ( パネルA:ランゲンドルフモード; パネルB:。。作業心臓モード逆行モードでは、KHBは大動脈ルートに設定された灌流圧で注入されます。このモードは、虚血時間や計測中に次の心筋を回復するために利用される。心臓の作業モードでは、灌流液は、冠循環を灌流する前に、左心を通って流れる。このモードでは、心筋が独自の灌流圧を生成する必要があります。 ご覧になるにはこちらをクリックしてください。この図の拡大版。 Figure 2: ベースライン測定時に得られた代表的な圧力とボリュームトレーシング。 (A)大動脈根圧力、(B)左心房圧、(C)、左心室の圧力及び(D)は、ベースライン測定時心室容積の追跡を左に表示されています。一回拍出量、脳卒中作業、心拍出量、タウ、および他のパラメータを自動的に計算し、ソフトウェアによりリアルタイムで表示することができます。ワーキング心モードの貧しい心臓出力に関連鈍化左心房トレース(E)は、カニューレが左心房に位置異常されていることを手がかりとすることができます。うまく配置された左心房圧トレースの著名なV波が原因で完全にインストルメント動物で減少した左心房のコンプライアンスに、共通の可能性があることに注意してください。 この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 <p class=キープtogether.withinページ= "1">:FO "jove_content」 図 3: 圧力-容積曲線に対するドパミンの効果が増加行程容積を含むPV曲線(A)中左シフト、内ドーパミン輸液結果は、ベースライン測定と比較して、収縮期容積を終了減少しました。これらのPV曲線のいくつかの構成要素の形状が原因で動脈と静脈のエラスタンスの不在に( 図4を参照)は、典型的には、 生体内で測定されたものとは異なること。(B)直前のベースラインと比較して、ストロークの作業は注入の間に有意に多くの増加に注意してくださいプラセボよりもドーパミンの(**、P = 0.0017、t検定)、心筋酸素消費をしたとして(*、P = 0.013、t検定、C)。このモデルを使用して、ベースラインでの平均心筋酸素消費量は、推定dissolvを用いて、0.22±0.02ミリモルO 2 /グラム組織/分40℃の生理食塩水で165マイクロモル/ LのEDの酸素含有量このような測定は、様々な薬の心筋酸素消費量を比較するために使用することができます。 この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。 図4: 圧力ボリュームループの解析。示さ理論的圧-容積ループは、正常な心臓サイクルを記述し (1)、isovolemic収縮が発生した大動脈弁(AV)の閉鎖(1から2)に続いて。心室圧として心房圧未満に減少します。この段階の持続時間は、タウによって表されます。僧帽弁(MV)を心室( – 2,3)を充填し、心房収縮と同時に開きます。収縮期はその後isovolemic contracti始まります(3 – 4)に心室圧までAVが開く時の拡張期動脈圧を超えます。 2と3 – -ストロークボリュームはライン1との間の差である。2 – – 3 – 4ストローク作業が1内の領域である。4、曲線、この図の拡大版をご覧になるにはこちらをクリックしてください。

Discussion

この作業心臓モデルは、心室プリロードおよび後負荷、灌流液の酸素張力、ならびに心拍数の完全な制御を持つ心室性能の評価を可能にします。他の要因の中でも、in vivoモデルを使用して可能ではない方法で後負荷と前負荷の独立変力薬の本質的な心筋の効果の評価を可能にします。このモデルは、晶質灌流液を利用するので、例えば、心筋のエネルギー状態の分光分析を単純化する、ヘモグロビンからの干渉なしに評価心筋を許可ことが可能であるが、このモデルでは、図14に示すように 、右心房は、我々の器具の一部としてカニューレを挿入されていませんそうするために。我々は意図的に心筋酸素消費量の評価のための冠状静脈洞の流れのサンプリングを容易にするためにそうしないことを選びました。それは共同ポンプとして重要なことは、しかし、右心はまだこのモデルでは、圧力と体積の作業を行い、ronary洞は、肺動脈カニューレに流れ込みます。いくつかの右心室プリロードを提供することは、心室中隔のポジショニングを改善し、左心室のパフォーマンスを向上させ、そしてこのモデルの重要な要素である。15

言及するには、いくつかの実験的な落とし穴があります。最初は、虚血の期間を最小にするために(2分未満で、 すなわち )好都合に実行されるべき最初の逆行カニュレーションです。マスターへの最も重要なスキルは、上行大動脈の効率的な単離、調製及​​び取扱いです。大動脈断端が大動脈弁上記のカニュレーションのための不十分な余地を残して、過度に短くカットされないことが重要です。しかし、大動脈断端がカニューレの周りの大動脈のトルク締めが発生する可能性があり、長すぎるではないことも重要です。大動脈カニューレと大動脈根が適切にサイズを一致させたことも重要です。小さなカニューレ上の過大​​な大動脈こともできますカニューレ上の大動脈基部のトルク締めにつながります。右鎖骨下動脈は、典型的には、約7ミリメートル大動脈弁上に上行大動脈から離陸します。解剖時に腕頭容器(直径約1ミリメートル)を識別し、大動脈のトリミングは、横方向の大動脈切開用として重要なランドマークを果たします。ちょうど最初の腕頭動脈の離陸の下に大動脈をトリミングすることをお勧めします。トリミングされた大動脈基部で、この容器を含めることは、一般的に取り組んで心臓モードに移行する際に、大動脈根圧力のKHBの漏洩、損失につながります。

挿管のもう一つの技術的に困難な側面は、左心房のカニューレ挿入です。それは左心耳にカニューレを挿入することが可能であるが、我々は、カニューレが頻繁に心耳内で立ち往生し、左心房の体内に容易に通過しないことがわかりました。したがって、我々は、ほぼ、左心房の身体に切開を作ることを好みます房室溝に優れた2ミリメートル。カニューレを固定するとき薄肉アトリウムを引き裂く回避するために挿入する前に、適切な平面内の左心房のカニューレを配置することが重要です。

私たちは、左心房切開の理想的な大きさは約3mmであることがわかりました。切開の小さすぎ作成すると、左心房のカニューレの配置がより困難になる場合があり、および左心房の裂けにつながる可能性があります。私たちは、左心房ブロック上の酸素不透過性チューブ(内径2.9ミリメートル)のストレート、8ミリメートル、面取り部分を使用してください。我々は、傾斜エッジでこれではなく、カニューレを使用して、最も安定した心房カニューレ挿入を導き、左心房ブロックを確保する処理を容易にすることを見出しました。かかわらず使用するチューブの、上に示したように、チューブの端が(心房中隔または僧帽弁によって閉塞されていないことを確認することが重要である、我々は左心房圧のトレースがこのREGAに役立つことがわかりました心房カニューレのようであっても微妙な動きRD)は、大幅に左心室プリロードし、得られた血行動態測定値を変更することができます。同じ理由から、左心房、左心房ブロックを開いた後、次漏れないことを確実にするために重要です。それは関係なく、このシステム内のチューブは心臓への十分な酸素供給を確保するために、酸素不透過性であることを確実にするために使用されるチューブの種類の重要です。

手順の他の技術的に困難な側面は、圧力 – 容積(PV)カテーテルの配置でした。私たちは、最初は大動脈ブロックを通してカテーテルの逆行配置を支持しました。技術的に可能なものの、我々は尖穿刺を介してPVカテーテルを配置するためにはるかに簡単であり、好都合であることが判明しました。時間にカテーテル内または左心室の外に移動することができるようにケアは、実験期間を通してカテーテルの位置を監視するために注意しなければなりません。これはpressuを監視することによって行うことができます時間をかけて再とボリューム追跡。

最後に、注意がKHB溶液を各実験のために新鮮に作成されることを保証するために注意すべきです。 KHBの成分を秤量し、前もって粉末形態でコニカルチューブに保存することが可能です。実験の日に、これらは、滅菌濾過し、水、二酸化炭素/酸素との混合物に添加し、カルシウムと混合することができます。このようなTergazyme(または類似)などの酵素アクティブ粉末洗剤を使用してシステムを洗浄し、定期的に灌流液フィルタを交換することも重要です。

この実験準備のいくつかの制限が注意すべきです。まず、すべて晶質灌流ランゲンドルフ調製物と同様に、KHBおよびその他のasanguinous灌流液は血液に、容量の相対を運ぶ大幅に減少した酸素を持っています。これは部分的冠動脈血管拡張および超生理学的冠動脈の流れを介して補償されるが、準備が完全にphysiologiではありませんこのような理由のために、C。この機器で使用されるウインドケッセル室のほぼ無限のコンプライアンス、収縮期および拡張期の圧力が最小限にしか分離されているため、2番目、( 図2Aを参照)、したがって、冠動脈灌流圧は、非生理的です。これは、後負荷ブロックにエラスタンス成分を組み込むことにより、将来のモデルで克服することができます。心筋傷害または機能不全を作成する可能性がある温虚血の – (3分2)第三に、すべての単離心臓標本のように、心が定義された期間を受けます。技術の実践を通して、この損傷を最小化することは代表的な結果に最も重要です。心がKHBで再灌流されるように、この効果はすぐに廃止されることが期待されるが、さらに、動物福祉のために必要なものの、吸入麻酔薬は、早期の再灌流過程における心筋抑制剤として機能することができます。

説明ワーキングハートシステムはphysiolの多種多様なことができます患者ケア、研究と教育に関連するogic調査。いくつかの付加的な変更を加えて、システムは、肺高血圧症および単心室生理機能を含む先天性心疾患に関連する重要な生理機能をシミュレートするために使用することができます。制限は、心臓の代わりに、より高い酸素含有血液のバッファによって灌流されていることをエクスビボ製剤であることが挙げられます。

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

ここに記載された装置および実験は、循環器科、ボストン小児病院によっておよびHaseotesファミリーからの慈善寄付によって賄われました。我々は、博士に感謝しています。フランク・マッゴーワンと華美彼のアートワークの支援のために、このモデルでは、とリンゼイ・トムソンに早期の経験を私たちに提供します。

Materials

Sodium bicarbonate Sigma-Aldrich S5761 8.401 g/4 L
Ethylenediaminetetraacetic acid Sigma-Aldrich E6758 0.744 g/4 L
Potassium chloride Sigma-Aldrich P9333 1.580 g/4 L
Magnesium sulfate Sigma-Aldrich M7506 0.578 g/4 L
Sodium pyruvate Sigma-Aldrich P2256 0.220 g/ 4 L
Sodium chloride Sigma-Aldrich S3014 27.584 g/4 L
Dextrose Sigma-Aldrich D9434 7.208 g/4 L
Calcium chloride dihydrate Sigma-Aldrich C7902 1.470 g/4 L
Biventricular working heart model Harvard Apparatus IH-51
Pressure volume catheter Millar, Inc SPR-944-1 6 mm spacing catheter used
LabChart Pro 8 AD Instruments Version 8.1

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Cite This Article
DeWitt, E. S., Black, K. J., Kheir, J. N. Rodent Working Heart Model for the Study of Myocardial Performance and Oxygen Consumption. J. Vis. Exp. (114), e54149, doi:10.3791/54149 (2016).

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