JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
עברית

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

צעד אחר פרוטוקול שלב לכירורגיה subretinal בארנבונים

Published: September 13, 2016
doi:
10.3791/53927
, , , , , , , , ,
1Department of Ophthalmology,University of Bonn, 2Department of Ophthalmology,National University of Singapore, 3Geuder AG, 4Department of Ophthalmology,University of Münster, 5Section on Epithelial and Retinal Physiology and Disease,National Eye Institute/National Institutes of Health, 6Surgical Retina Department,Singapore National Eye Centre

Summary

אפיתל הפיגמנט ברשתית (RPE) אסטרטגיות החלפה וטיפול מבוססי גנים נחשבים במשך כמה תנאים ניווניות ברשתית. לתרגום קליני, במודלים של בעלי חי עין גדולים נדרשים ללמוד טכניקות ניתוחיות בחולים ישימות. כאן אנו מציגים מודל ארנב לניתוח subretinal המיועד השתלת רשתית, אשר היא תכליתי וחסכוני.

Abstract

גיל ניוון מקולרי (AMD), רטיניטיס פיגמנטוזה, ומחלות הקשורות הרשתית אחרים הם הגורמים השכיחים ביותר עבור אובדן בלתי הפיך של חזון במבוגרים בארצות המפותחות ביצור המוני. השתלת רשתית שנראית טיפול מבטיח, כפי שהוא עשוי להחליף רשתית מתפקדת, לשחזר את תפקידיו, ובכך החזון.

כאן אנו מתארים שיטת השתלה בשכבת רשתית תרבותית על פיגום לחלל subretinal (SRS) של ארנבים. לאחר xenotransplants vitrectomy נמסר לתוך SRS באמצעות יורה בהתאמה אישית מורכבת זרבובית מתכת 20-מד עם בוכנה צופה polytetrafluoroethylene (PTFE). הטכניקה הנוכחית התפתחה ביותר מ -150 ניתוחי ארנב מעל 6 שנים. שלאחר הניתוח מעקב ניתן להשיג באמצעות פולשני חוזרות בתחום ההדמיה vivo כגון טומוגרפיה קוהרנטיות אופטית תחום ספקטרלי (SD-OCT) ואחריו היסטולוגיה קבועה זלוף.

thשיטת דואר יש שלבים מוגדרים היטב ללמידה קלה שיעור הצלחה גבוה. ארנבים נחשבים במודל חית עין גדול שימושי במחקרים פרה לתרגום קליני. בהקשר זה ארנבים הם וחסכונית ואולי נוחה אלטרנטיבה במודלים של בעלי חי עין גדולים אחרים.

Introduction

גיל ניוון מקולרי הקשור (AMD) היא הסיבה הנפוצה ביותר של לקות ראייה אצל מבוגרים בני 50 ומעלה במדינות המפותחות תעשייתי, כפי שהוא גורם לאובדן הראייה המרכזית. כ -15% מהחולים הללו סובלים בצורה "הרטובה" של המחלה, שבו נאווסקולריזציה מקורו דמה ומשבש פונקצית 1 רשתית. גרסה זו ניתן לטפל על ידי טיפול יעיל מאוד עם זריקות תוך vitreal חוזרות ונשנות של תרופות antiangiogenic 2. עם זאת, הרוב המכריע של חולים (~ 85%) סובל מן הסוג היבש, אשר מאופיין על ידי הפקדות תאיות (למשל, דרוזן) תחת אפיתל הפיגמנט ברשתית (RPE). הפקדות אלה לגרום לבעיות רשתית מובילות ניוון רשתית במקולה. לאור העדר כל אפשרויות טיפוליות מרפאות, AMD התפתח שדה מחקר ופיתוח אינטנסיבי, שבו רבי גישות טיפוליות מרפאות שונות נבדקות. החלפת רשתית כירורגי היאאחד אפשרות עתידית אטרקטיבי כדי לנצח את המחלה המתיש הזה 3.

השתלת רשתית subretinal עצמית מחליף רשתית מתפקדת או אבדה המקולה, ויש לו הפוטנציאל לשחזר תפקודו הפיזיולוגי 4-9. טכניקה כירורגית זו הייתה פריצת דרך עם פיתוח פרוטוקולי בידול רשתית מתאי גזע עובריים אנושיים (hESC) ותאי גזע מושרים (iPSC), נותנת המדען מקור תא בלתי מוגבל של רשתית להשתלה 10. השתלת רשתית מוכרת כיום כיישום ראשון-in-אדם אטרקטיבי עבור הרפוי נגזר בתאי גזע. העין מציעה גישה כירורגית מעולה ומשוכללות כלי ניטור vivo 11-13.

כדי להשתיל את הרשתית, דרך אחת היא עם משלוח פולשנית באמצעות השעית תא, לחלופין, לשמר טוב יותר מאפייני רשתית ותפקוד השתלה, fi Arti המוביל חברתי substrאטס (פיגומים) להחלפת רשתית נבחן 4,14,15. במודלים של בעלי חיים גדולים נדרשים למתן תוקף פרה-קליני, עדיין מידע טכני מפורט על טיפול בבעלי חיים וטכניקה כירורגית חסרה עד כה 16-23.

אנחנו ואחרים 11,24 למרות כמה עדויות להיפך 25, מציעים את שימוש מצע מוביל נוקשה עדיין אלסטי כפי שהוא מספק טיפול בטוח יותר, משמר שלם ופונקציונליות בשכבה. במשך הזמן בדקנו כמה מכשירים אישיים מעוצב וטכניקות נלוות להשתלה של השתלות רשתית נתמכות תא המוביל לחלל subretinal (SRS). ניצלנו הקלטות וידאו תוך ניתוחית, ב אופטלמוסקופיה לייזר סריקה vivo בשילוב עם טומוגרפיה קוהרנטיות אופטית תחום ספקטרלי (SLO / SD-OCT), היסטולוגיה כדי להעריך את ההצלחה ההשתלה 14,26,27. כאן אנו מספקים ההמלצה הנוכחית שלנו עבור שתלי רשתית subretinal בארנבות,אשר נבחנו 5 זנים ארנב שונים, חומרים המוביל תא 7 ו -4 מקורות תא הרשתית ביותר מ -150 הליכים.

Protocol

אתיקה של טיפול בבעלי חיים במחקר עיניים: השגנו אישור ועדת האתיקה של הפקולטה לרפואה, אוניברסיטת בון, ולפעול על פי ההנחיות כאמור על ידי האגודה לחקר חזון עיניים (Arvo). יתר על כן, כל ההליכים אושרו על ידי הרשויות הרגולטוריות מדינת נורדריין-וסטפליה. בעלי חיים נערכו בבית במתקן מיוחד בחדר ממוזג עם טמפרטורות בין 18 – 20 מעלות צלזיוס, חשיפה לאור יום רגיל, בכלובים סטנדרטיים בודדים עם גישה חופשית למזון ומים. הערה: כדי להבטיח את חיות זיקה אופרטיבית, גיליון ציון הגנריקה לווה הכולל את קריטריוני דרה החיות סוף הבאות: ירידה במשקל 20% לעומת משקל בעת אשפוז; כיחלון לכאורה של החיה; צמרמורת חיה, יש התכווצויות או לא יכול לזוז בתיאום; . אטקסיה / paresthesia, למשל, משתקת; אֲדִישׁוּת; השחתה אוטומטית קיצונית (פצעים בעור, איברים קטועים). </ P> 1. עיקור Instrument מניח מכשירים לשימוש חוזרים באמבטיה קולית. הוסף 500 מ"ל מים מזוקקים 2 מ"ל של חומר חיטוי מכשיר. מכשירים נקיים באמצעות פונקציה לטאטא במשך 15 דקות. סר מכשירים מ באמבטיה קולית ולשטוף שימוש במים מזוקקים ביסודיות במשך 5 דקות. הכנס מכשירים ב החיטוי להשתמש בתוכנית תקן (עיקור של מכשירים תחת 121 ºC למשך 20 דקות). 2. הכנת כלי להקים ולתחזק שדה סטרילי, ע"י עבודה בחדר סגור, לובשת מסכת מנתחים, מסכה מכסה שיער. לחטא ידיים לפני לובש כפפות מנתחים סטרילית. לקבלת גישה מפורטת לראות 28. מניחים מכשירים מעוקרים על וילון סטרילית. מניחים מזרק 1 מ"ל מלאים 40 triamcinolone מ"ג מצורף מחט 27 G להזרקה, 10 מ"ל מזרק עם תמיסת מלח מאזן (BSS), ו -5 o מזרק מ"לסיכת f על וילון. מניחים 3-0 משי, 7-0 vicryl, מקלות עינית (להפסיק לחמית / דימום scleral), ספוגים גזה מסלף, רצועות סגירת הפצע (כדי לקבע את צינורות עצה vitrectomy), ותיל סיבים נברשת endoillumination על וילון. לגולל 25 G נברשת endoilluminator ולהתחבר מכונת האור באמצעות טכניקות סטרילי (ראה שלב 2.1). חבר קבוצת vitrectomy כולל vitrector במהירות גבוהה ונטורי קלטת למכונת vitrectomy שימוש בטכניקות סטרילי (ראה שלב 2.1). פתח 500 מיליליטר בקבוק BSS ולהתחבר פתרון הקלטת ונטורי על פי הוראות היצרן. 3. הכנת ההרדמה ומיצוב בעלי החיים לשקול בעלי חיים כדי להבטיח מינון תרופות מדויק. הכן הרדמה תוך שרירית (IM) באמצעות מזרק 1 עם 27 מחט G המכיל 0.35 מ"ג / ק"ג קטמין 0.25 מ"ג / ק"ג medetomidine עבור ההתחלה. תהפוך את המזרק לערבב. כן 2 מזרקים עם 1/3 tהוא במינונים לשמור על ההרדמה במהלך המבצע. הכן מזרק המכיל 20 מ"ל של תמיסת 5% גלוקוז 18 G מחט להזרקה תת עורית כחלופה עירוי תוך ורידי. תן 3 x 1 טיפה של העין mydriatic טיפות לפני vitrectomy עבור התרחבות האישון. ארנב כיסוי בשמיכה להרגיע לפני הזרקת הרדמה, להזריק את הגפיים האחוריים (שריר gluteal) והעיסוי סביב זריקה למשך 30 שניות. הערה: הבעיטה הראשונה של הרדמת IM נמשכת כ 1 – 2 שעות. בהתאם לגודל של הארנב, סובלנות התרופה, שכבת השומן, מתח טמפרטורת הגוף. הסימן הראשון של ההרדמה הנמוגה הוא ניסטגמוס (חייב להיות פיקוח על ידי המנתח), זריקות עוקבות האחרונה על 30 – 45 דקות. אשר הרדמה תקינה, על ידי אימות היפנוזה, hyporeflexia, שיכוך כאבים והרפיית שרירים של החיה. תן הזרקה תת עורית (Pt. 3.3) לקפל עור הצוואר, פעם הארנב הוא מחוסר הכרה. להוסיף methylcסיכת ellulose כל 5 – 10 דקות בעין פעלה, להוסיף מכסי סיכת קלטת בעין הלא פעל. מניח את הארנב מכוסה על השולחן כירורגית עטוף כיסוי כגון שמיכת כותנה במצב אופטימלי (אף מעט מורם אל תוך תבנית של השמיכה, ולכן רמה עם משטח עין) תחת מיקרוסקופ כירורגי. יישר עין בניצב מיקרוסקופ אובייקטיבי. ודא טמפרטורת ליבת גוף נכונה באמצעות מדחום רקטלי (טמפרטורה נורמלית 39 ± 1 ºC) 29. ריסים Cut באמצעות מספריים (משחה קצת על הלהב) כדי להפחית זיהומים לאחר הניתוח. לחטא את העין באמצעות 2 – 3 טיפות של 0.1 גר '/ מ"ל ​​Povidone יוד מקומי דקות 1 ולשטוף עם BSS סטרילית. מכסים עין עם וילון סטרילי עם פתיחת מראש לחתוך באמצע עבור העין ולאחר מכן לכסות עם וילון חתך ניתוחי (דביק) 12 x 17 ס"מ. 4. Vitrectomy Proptose ועין מאובטח עם באמצעות משי 3-0 invקליפר erted ו, לבצע peritomy הלחמית. לחתוך את לחמית עם מספריים Vannas קרוב לימבוס אבל רחוק מספיק מן כלי הדם (~ 1 מרחק מ"מ). לנתח הלחמית על ידי יצירת "T-Cut". ראשית להגדיל את peritomy עם המקבילים המספריים כדי לימבוס ולאחר מכן לחתוך את לחמית אנכית בצורה של "T" במשך כ 6 – 7 מ"מ. הפרד בזהירות את לחמית בבוטות. בצע sclerotomy באמצעות microvitreoretinal G 23 (MVR) להב בשעה 8 בערב על העין / OD תקין (4 בצהריים העין / OS שמאל) על ידי החדרת בזהירות קצה החד של הלהב בכיוון כלפי עצב הראייה. לאט לחזור בו להב באותו כיוון ולהימנע הגדלת sclerotomy. כנס ו -27 צינורית יציאה-אינפוזיה צד תפר מותאם אישית באמצעות 7-0 תפר משי לחץ תוך עיני להגדיר (IOP) ב 24 מ"מ כספי. בצע sclerotomy עם 25 נקז G שטוח ראש לשעה 2 בצהריים על OD (10 o '; שעון על OS) דומה לשלב 4.2. הכנס 25 G נברשת אור לתוך נקז ראש שטוח, לקבע עם סרט דביק ולהדליק מקור האור בחברת CA. 30%. במידת הצורך, להסיר אפיתל קרנית בצקה באמצעות אזמל 20 # להדמיה תוך עיני טוב יותר. בצע sclerotomy דומה לשלב 4.2 בשעה 10 על OD (2 בצהריים ביום OS), (מראש) מקום u בצורת 7-0 תפרים סביב sclerotomy ללא קשירת קשר, ולהכניס קצה חותך vitrectomy. התחל vitrectomy 30 סביב נמל הכניסה, ולאחר מכן להמשיך על בדיסק האופטי ואת medullares fibrae באמצעות vitrector במהירות גבוהה על ידי חיתוך ההומור זגוגי לחתיכות קטנות על המקסימום. 2,000 – 3,000 חתכים / min, aspirating על מקסימום. 200 מ"מ כספית באמצעות הגדרת פרמטר המוצהרת של מכונת vitrectomy (טבלה 1) בצע ניתוק זגוגית אחורי (PVD) על ידי הפרדת הומור זגוגי מהרשתית ידי החזקת vitrector במהירות הגבוהה מעל המוט האחוריnd (במידת האפשר בעדינות) מעולה של הדיסק 31 בעוד aspirating רק על מקסימום. 200 מ"מ כספית בלי לחתוך. להזריק בערך 50 μl (20 מ"ג) triamcinolone או והעמסת מדולל (בערך 0.1 מ"ג / מ"ל) intravitreally לדמיין ולהקל (כמעט מוחלט) הסרת הזגוגית צף מעל בקוטב האחורי ואת midperiphery במהלך vitrectomy. הימנע חצייה תחת העדשה. זח לגלח זגוגי פריפריה על ידי עוזר (מיומן) מומלץ אם tamponade גז הוא רצוי. הוסף 20 יחידות / מ"ל ​​הפרין 0.5 מ"ג אפינפרין כדי לריכוז סופי של 0.001 מ"ג / מ"ל ​​לתוך התמיסה עירוי BSS במקביל או לאחר שלב 4.10. הערה: כפי הפרין / אפינפרין אינו מוזרק תוך עיני והשפיע מעוכבים תלוי קצב זרימת אינפוזיה. 5. יורה טוען הערה: העבודה המתוארת במסמך זה אינה נופלת תחת העקרונות של הצהרת הלסינקי; זה לא כרוך חולים אנושיים. הנה, STAתאי ndard רשתית בודדו מעיני אדם עובר, תרבותיות בדיל על פוליאסטר 10 מיקרומטר בעובי הציפוי (PET) מוסיף על פי הפרוטוקול שפורסם בעבר שלנו 14. אישור לעבוד עם החומר העובר האנושי התקבל ועדת האתיקה של אוניברסיטת בון. לחלופין, הס-RPE נשלחו ממעבדת Skottman (כתב היד כנה.), שם הם היו בתרבית פי הטכניקה המתוארת על ידי Vaajasaari ואח 32.; עבור תאים אלה אישור כבר שהתקבל ממוסד קוך ר, ברלין, גרמניה. לשטוף תרבית תאים לפני הכנת 3x השתל עם BSS כיתה עיניים. למלא צלחת תרבית תאים סטנדרטיים (100 x 20 מ"מ) עם 10 מ"ל BSS כיתה עיניים. מוסיף את כנס תרבית תאים לתוך BSS ומרכז את הצלחת תחת מיקרוסקופ אור. אגרוף החוצה שתל 2.4 x 1.1 מ"מ עם מחט קהה, סגלגל, מחוייט להשיג מצע שטוח, בצורת שעועיתעם שני קצוות ארוכים בקצוות שני עגולים. בעדינות להציף את המחט דרך הנמל השני עם BSS כדי לשטוף את השתל לתוך תחנת טעינה בהתאמה אישית מולא BSS (איור 1). לחלופין לחתוך קצה אחד עגול של שתל (<0.5 מ"מ), רק כדי להשיג יתרון שלישי. ודא כי השתל הוא בכיוון הנכון על ידי ההבטחה כי בשכבה הוא הפוך על הספק הסלולרי. כדי לשנות מיצוב להשתמש בזהירות שני אזמלים. דחוף את השתל בעדינות ובאופן מוחלט לתוך הכלי יורה באמצעות בעל מחט עד שכל של השתל מאובטח הפנימי של הקצה. הבוכנה צריכה להישאר חזרה בו. לשמור על קצה היורה "טעון" בתחנת הטעינה תחת BSS עד לרגע ההשתלה. 6. השרשה הגישה הרשתית העצבית עם מחט הזריקה subretinal extendible 41 G מחובר מזרק gastight (להבטיח כי כל בועות האוויר פונומ צינורות!). להזריק BSS (עם סידן ומגנזיום / CM) subretinally ובכך ליצור היפרדות רשתית בועה (BRD) של כ -2 – קוטר דיסק 3 (DD). שני BRD לכל עין ניתן להעלות בבטחה. להגדלה retinotomy 1.5 מ"מ עם אנכי 23 G VR-מספריים. חלל subretinal נגיש כעת להשתלה או תמרון נוסף. הרחב sclerotomy (בדיוק) עם סכין חתך 1.4 מ"מ עד 20 הגישה G. נסה עובר דרך sclerotomy באמצעות דמה יורה 20 G, להגדיל לפי צורך כדי להבטיח מעבר חלק, עדיין צמודה של היורה הטעון. לעבור עם היורה טעון 27 עד sclerotomy באופן אידיאלי ב 24 מ"מ כספית. גישה retinotomy קצה להוציא את השתל subretinally מעמדת epiretinal. התאם את השתל עם 23 עצומות למחצה מספריים G, מלקחיים או 41 מחט G לוודא כי היא ממוצבת היטב תחת retina- סביר הרחק retinotomy. 7.סיום מבצע הסר 25 G נברשת צינורית עירוי. לתפור את כל sclerotomies. להזריק 25 μl (10 מ"ג) triamcinolone ידי sclerotomy 8 השעה (לפני תפירת sclerotomy האחרון). בדוק / ​​כוונן IOP ידי מישוש ולהזריק BSS באמצעות 30 G מחט / מזרק, במידת הצורך. לחמית תפר עם 7-0 vicryl. הסר proptosing קלע משי 3-0 לאט (הימנע מקלעת ורידית מסלולית עמוקה!). להוסיף dexamethasone / משחה אנטיביוטית מתחת למכסה. עמדתי במשך שעה 1 מכוסה שמיכה עם העין המופעל כלפי מעלה (w / o גז), או כלפי מטה (עם אוויר / גז). אל תשאירו חיה ללא השגחה עד שהוא חוזר להכרה מספיק כדי לשמור recumbence sternal. אין להוביל ארנב לפני ההרדמה נמוגה לחלוטין, זה ניתן לזרז על ידי הזרקת medetomidine היפוך סוכן שווה סכום medetomidine הנתון. 8. לאחר ניתוח טיפול בבעלי החיים לִשְׁמוֹרארנבים בתנאים נאותים (טמפרטורה, אור, מזון, מים, מרחב, וכו.) ומעקב צמוד במתקן מיוחד. ודא חיה נחה היטב, כלומר., אין תקופות ממושכות של מזון או מצוקת מים. חפש כל פצעים או פציעות, במיוחד על מוזרקים. שמור פצעים יבשים כדי למנוע זיהומים. תן אנטיביוטיקה כאשר הזיהום הוא חשד: dexamethasone 1 מ"ג / g, 3,500 סולפט neomycin IU / g, סולפט B polymyxin 6,000 משחה IU / g יושמה פעמיים ביום למשך לאחר הניתוח 1 שבוע על פני השטח של העין. להוסיף dexamethasone / משחה אנטיביוטית עבור לאחר ניתוח 7 ימים הבאים פעמים ביום למשך התחדשות פני עינית טובה יותר וכאב שלאחר ניתוח מופחת. תן משככי כאבים מערכתיים (Carprofene 4 מ"ג / קילו פעמים ביום) למשך שעת 48 ראשונית. אל תשאירו חיה ללא השגחה עד שהוא שב להכרתו מספיק כדי לשמור recumbence sternal. אל תחזור חיהעבר ניתוח לחברה של בעלי חיים אחרים עד התאושש לחלוטין. אין לחשוף חיות למצוקה מיותרת. הדרכה 9. SLO / SD-Oct הכן ולהזריק תוך שרירית (IM) הרדמה באמצעות מזרק 1 עם 27 מחט G המכיל 0.175 מ"ג / ק"ג קטמין medetomidine 0.125 מ"ג / ק"ג עבור ההתחלה. תהפוך את המזרק לערבב. הוספת חומר סיכה לפחות כל 5 דקות לחות העין ולשמור הדמיה SD-Oct ברור, ישנה אפשרות להוסיף עדשות מגע אישית יכול לשמש. צרף פלטפורמת פלדה אל משענת הראש כדי לייצב את החיה למצב הרצוי. מניח ארנב על פלטפורמת פלדה, צבת העין שלו בניצב חללי. להחזיק את הראש של הארנב מן עצם הלחי התחתון (mandibula) הימנעות קנה הנשימה. הראש של החיה הטיה בכ -45 לכיוון החללית SD-Oct כדי לייעל את זווית הצפייה על השתל. השתמש עדשת 30 מעלה את הפרמטרים הבאים עבור optimal אוקטובר הדמיה [HS]: 30 הגדרות מעלות במשך שורה אחת סורק עם מצב ART נקבע על 100 (ממוצע) ו -20 x 20 הגדרות מעלות במשך סריקות נפח עם מצב ART להגדיר עד 15; מצב ברזולוציה גבוהה אינו נדרש. השתמש הדמית החזרה אינפרא אדומה SLO למצוא את מישור המוקד של השתל (איור 2 א.); מוקד אופטימלי הוא הגיע כאשר (כל) את קצות השתל הם חדים 14. להוסיף dexamethasone 1 מ"ג / g, 3,500 סולפט neomycin IU / g, polymyxin B סולפט 6,000 IU / g משחה מתחת למכסה בסיום.

Representative Results

התוצאות של שיטה המתוארת להשתלת subretinal מוצגות בלוח 2. engraftment מתחת לרשתית הייתה שיעור הצלחה של 61% בקירוב כאשר vitrectomy ליבה בוצע וקמה עד 76%, כאשר ניתוק זגוגית אחורי הושר. מספרים אלה כוללים CA. 21% של בעלי חיים שמתו או intraoperatively או ב -3 ימים לאחר הניתוח הראשון. טכניקה זו יכולה לשמש כדי להשתיל שני פיגומים על אזורים ברשתית שונים בעין אחת בעת ובעונה אחת. הארנבונים עברו לאחר הניתוח in vivo מעקב באמצעות SD-Oct ועיבוד היסטולוגית כפי שתואר על ידי Stanzel et al. 27 (איור 2). איור. 2A מציג תמונת החזרה אינפרא אדום האופתלמוסקופ ליזר סריקה של רשתית תרבותית מושתלת על קרום פוליאסטר (PET) לאחר השתלה מסובכת. ההילה סביב השתל מתאים קולטי אור להתנוון. איור. 2B מראה רשתית SD-אוקטובר, הודעה מקבילה, בעיקר בשכבה חיצונית גרעינית (ONL) דליל, להקה רעיונית יתר על SD-Oct מעל השתל, ואילו הרשתית העצבית סמוך לשתל תערוכות כמעט נורמלי להקות השתקפות. תוצאות אלו מצביעות על משלוח atraumatic. איור. 2C מציג Hematoxiline / Eosin (H / E) כתם של השתל אשר מראה צלקות subretinal וניוון ONL סביב אתר retinotomy הנראה כתוצאה של מניפולציה רפואית, שכבת פיגמנט רציפה עדיין לא סדירה מעל PET. הממברנה של ברוך מתחת השתל גם שנראה רציף, ואת choriocapillaris מכיל כמה אריתרוציטים מפוזרים. התוצאה מורפולוגיים אלה ניתנים להשוואה עם SD-Oct ולחזק את התזה של משלוח atraumatic. תאנה יור 1: היורה טוען עם האדם iPSC-RPE בתרבית על Carrier Cell PET. א) מציג חבטות החוצה שתל באמצעות מחט בהתאמה אישית. B) שתל שעועית בצורת לגזור מן תרבית תאים. ג) מיצוב של שתל לפני טעינה. D) העמסה של יורה עם שתל. אנא לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו . איור 2: מתורבתות האדם הס-RPE על PET Cell Carrier 4 שבועות ב ארנב subretinal שטח. א) מציג תמונת החזרה אינפרא אדומה SLO, הקו הירוק תוחם את החתך שמוצג באיור. 2B. B) מקבילים SD-Oct. C) כתם H / E, לראות טקסט או 26,27 לפרטים.ove.com/files/ftp_upload/53927/53927fig2large.jpg "target =" _ blank "> לחץ כאן כדי לצפות בגרסה גדולה יותר של דמות זו. פָּרָמֶטֶר הגדרות משומשות Vitrectomy 6,000 חתכים / min לִשְׁאוֹב 200 מ"מ כספי זמן עליה 1 שניות אוויר 24 מ"מ כספי השקיה 24 CMH 2 O Diathermy 30% טבלה 1: הגדרת פרמטר של מכונת Vitrectomy. Vitrectomy לִשְׁתוֹל ארנבים המופעלים שתל מוצלח השתל נכשל מוות שיעור הצלחה% vitrectomy Core חיית מחמד 30 19 4 7 63.33 PET + הרשתית 70 42 12 16 60 PVD, ± פלסמין w / PPV חיית מחמד 28 21 2 5 75 RP PET +E 22 17 2 3 -77.27 טבלה 2: סיכום של 150 התפעול האחרון כוללים שיטת שתל סוג.

Discussion

באמצעות מודל ארנב, שיטה בטוחה לשחזור מוצגת למסירת transvitreal של רשתית תרבותית על ספקי תא לחלל subretinal עם מכשיר יורה אישי מעוצב. השיטה המתוארת מציעה טכניקה כירורגית קצרה / מותאמת ללמידה קלה, כמו זה כרוך בטכניקות מקובלות ב vitrectomy עם תמרוני subretinal. תוצאה היא הקל מאוד על ידי ממשק vitreoretinal נקי, עירוי תוך-עינית ימנע התפרעות נוזלת על אתר ההשתלה, גרימת ניתוק בועת רשתית (BRD) ב IOP הנמוכה, מניעת רשתית ופגיעה בלובן עין באמצעות יובש, ומיצוב מתאים של הארנב.

אנו מזהירים עם זאת, כמו סיבוכים כמה תוך ניתוחי עלולים להתרחש בכל עת, ובכך מעכבים את צלחת ההשתלה, למשל תוך דימומים עיניים, הרדמה מהיעלמות במהלך צעדים חיוניים כגון ההשתלה, קורסת של BRD עקב מניפולצית מכשיר או hypotony העינית, rabbit למוות כתוצאה מנות יתר של הרדמה, לחץ דם נמוך במהלך מבצע ארוך גרימת נזק מוחי עקב חוסר חמצן, או היפרתרמיה. עם זאת סיבוכים אלה יפחתו עם זמן כפי שהם לטפל במהירות נפתרה על ידי הגדלת הניסיון של צוות המנתחים.

כמה סיבוכים יכול להיות מופחת על ידי ביצוע מספר צעדים פשוטים, אבל מה שהיה חשוב. חומר סיכה יש להוסיף כל 5 – 10 דקות כדי למנוע קרנית, ניזק scleral ו לחמית במהלך המבצע, ועל מנת לשמור על תקשורת תוך עינית ברורה, כמו בלובן עין מיובש / מושחר עשויה להיות גורם בקיע פצע, אשר בתורו מוביל hypotony העינית / או דליפה שהתקבלה בזמן מן sclerotomies. הפארין יש להוסיף כדי למנוע היווצרות של סרט הפיברין שגורם במיוחד ההשתלה subretinal מאתגר בו זמנית הוספת אפינפרין להפחית דימום תחת הפרין 16. הפרין ארוך מדי / אפינפרין פעמי חשיפה (> 1 שעה) יש להימנע כדי למנוע Ede הקרניma ידי decompensation האנדותל 33, משבר יתר לחץ דם או מוות במהלך הניתוח. הסרת זגוגי קפדנית צריכה להתבצע מכשיר (כניסה) יציאה להימנע רשתית ו / או פלוגות כורואידלית. מכשירים תוך-עיני צריך להיות הצביע לכיוון בקוטב האחורי כדי למנוע מגע העדשה (הגורמת להיווצרות קטרקט iatrogenic) או (האתר כניסה) נזק לרשתית. צינורית עירוי תוך עיני בצד יציאות אמורה לשמש, כפי שהוא מחליש זרם הסילון מסביב לאזור ההשתלה, ובכך למנוע קריעה בלתי מבוקרת של retinotomy, וקריסה של BRD. אינדוקצית BRD קו האמצע (ציר אנכי בין עצב ראייה) או קרובה סיבים אופטיים medullar יש להימנע כדי למנוע היפרדות רשתית iatrogenic נרחבת. לבסוף, ואחרון אחרון חביב BRD צריך להיות מושרה IOP נמוך, כדי למנוע הזרקת BSS subretinal באמצעות ספיקות מופרז דבר שעלול להוביל לנזק ברשתית (למשל., על ידי מתיחה).

משתנים רבים למדו כגון קארי התאגרסאות R, העובר, מבוגר או מקורות תא RPE שמקורם בתאי גזע, בחירות immunosuppressants, וכו., יכול להיחקר 14,26,27,34. שיפור נוסף כגון שיטות תרבות רשתית סרום ללא, אפיון של xenoRPE בחלל subretinal, הסרת שכבת מארח רשתית 14 או האסטרטגיות לעגינת שתל הם בעבודה זו התקדמות.

עד כה הטכניקות המתוארות שנוצלו על 5 זני ארנב שונים, כולל ממזר צ'ינצ'ילה, ממזר צ'ינצ'ילה / כלאי KBL, ניו זילנד לבן / צלב אדום, ניו זילנד לבנה (לבקן) והולנדי חגור. גם זכר וגם נקבה ארנבים נותחו, עם ארנבות לפחות 1.5 ק"ג או 2 חודשים של גיל (בהתאם למין). רוב הניתוחים היו על ארנבי פיגמנט (ממזר צ'ינצ'ילה או כלאי ממזר צ'ינצ'ילה) עם משקולות בין 2.5 – 3 קילו.

כל זני הארנב היה לנו את ההזדמנות לעבוד עם נראה שיש מוזרויות כמה. בהתחשב exclusזמינות ive שפני פיגמנט של זן ממזר צ'ינצ'ילה בגרמניה ב 2009-13, אספנו את הניסיון הרב ביותר עם בעלי חיים אלה. למרבה הצער זה אינו זמין עוד, מאז רבייה הופסקה, אך משווה היטב לניו זילנד לבן / אדום צלב למעט בלובן העין העבה יתרון נוסף ונפחי עין גדולים באחרון. יש כלאי ממזר צ'ינצ'ילה היווצרות הפיברין שהתקבלה בזמן משמעותית ודורשים שימוש הפרין / אפינפרין כפי שתוארו לעיל על מנת להבטיח תמרונים subretinal מוצלחים. פרוטוקול זה גם שבוצע ארנבי לבנים שאינם פיגמנט (ניו זילנד לבן), לעומת זאת במיוחד יצירת BRD והשתלת subretinal היא מאתגרת יותר נתון הערכה בניגוד מופחת. היתכנותו של גרימת ניתוק הזגוגית האחורית לא נראה זן ארנב תלוי בידיים שלנו.

משלוח subretinal Transvitreal צפוי האסטרטגיה כירורגית בעתיד הבחירה נתון זה הוא comm ביותר על מסלול בימינו קליני לגשת הרשתית. כתוצאה מכך רבות קבוצות אחרות הציגו טכניקות כגון עבור רשתית תרבותית על וההספק תומך ב 11,15,23,35 עבודת חיה. Aramant et al. 36 יש מכשיר, אשר מציב ולא דוחף רך שתל-כמוס הידרוג'ל שלהם לאתר היעד subretinal שלה. העיצוב של Thumann et al. מנצל מרית חלולה, אשר משחררת את השתל נתמך מוביל ידי צפת אותו באמצעות הזרקת נוזל 19. שתי האסטרטגיות לשעבר דורשות כניסת subretinal של המכשיר, אשר לדעתנו הוא יותר נוטה סיבוכים, בהשוואה למכשיר appositioned epiretinally. אל מונטזומה et. 22 תאר מכשיר מתקע subretinal עבור המשלוח של שתלי שבב subretinal בחזירים אבל אין עבודה נוספת פורסמה מאז למיטב ידיעתנו. אנחנו כבר והגדלנו את הטכניקה המתוארת עם שינוי כלשהו כדי חזיר.

jove_content "> ספקי התא המועדפים שלנו הן 10 מיקרון terephthalate פוליאסטר העבה (PET) ממברנות. מנקודת מבט כירורגית, חומר זה יש פרמטרים קשיחים ואלסטיות נוחים, בנוסף הצדדי הרחב במהלך ניסויי תרבית תאים. מצאנו חוויות דומות עם tetrafluoroethylene המורחבת (ePTFE) ממברנות 37 או nanofiber electrospun מ PET, פולי-לקטית חומצה capronolactic / (PLCL) או פולי -. לקטית-שיתוף גליקולית וחומצה (PLGA), כמו גם nanofiber מרוכבים (PLGA או PET) ultrathin PET 26 כאשר ממברנות PET משמשות עם מכשיר היורה המתכתי שלנו, יש להם נטייה מדי פעם להפגין מטען אלקטרוסטטי, קורא תיגר על הפליטה שלהם מן היורה 27. ממברנות polyimide Ultrathin יכולות בידינו לא תושתלנה במרחב subretinal עם הפרוטוקול שתואר לעיל ( כתב היד בהכנה).

מרמור et al. יש שיטתי למד reso ספונטניתrption של נוזל subretinal ב היפרדות רשתית מקומית iatrogenic 38-41. גם לאחר מניפולציה במרחב subretinal נמצאו אלה כדי להיות reabsorbed על ידי יום לאחר הניתוח 4 בניתוחים ללא אירועים מיוחדים. retinopexy לייזר לא מבוצע כדי לאבטח את הקצוות של retinotomy. למרות לאינטואיציה בהשוואה לניתוחי אדם, אוויר / גז tamponade אינה נדרשת. אם הסרת מוקפד של זגוגית פריפריה יכולה להיות מושגת, במיוחד ברבע המעולה, זה עשוי למעשה לגרום דמעות ענקיות ברשתית שמקורם באתר retinotomy. מומלץ רק לבצע חילופי אוויר נוזל עם tamponade גז עוקב 20% SF6 להציל היפרדות רשתית iatrogenic intraoperative או במקרה עמדת שתל מסוימת צריכה להיות מאובטחת.

למרות אבלציה המושרה מכנית של הרשתית העצבית עלולה לגרום נזק הרשתית ואת קולטי האור בארנבונים 42,43, שהיקפה משתנה מאוד (אפילו עם BSS רגיל) דהממתינים על גורמים כגון סוג IOP, מזרק בשימוש, נפח הזרקה עם רשתית הנגרמת ובכך מתיחה, וכו '. גם בחנו את התדירות המומלצת Ca / Mg ללא BSS קל ניתוק 42-44, אך נמצאתי כי זה גורם עכירות עדשה תוך ניתוחיות (במיוחד עם טמפרטורה גבוהה), ומעכב באופן משמעותי או אפילו פוגע מחדש מצורף רשתית 27. הזרקת subretinal איטי של 20 – 30 μl נפח קבוע BSS עם מזרק 100 μl ולכן מומלץ; תנועות מחט הזריקה צריכה להיות מינימלית כך חותמות retinotomy סביבו ולמנוע נזק הממברנה של ברוך. חלק מהנזק iatrogenic ניתן ליישבם על ידי ריפוי פצעים הרשתית, ואת שימור יחסי נצפתה של עובי ONL לאחר שחיבור, מצביע על כך מורכב הרשתית / קולטי האור יכול לסבול פגיעה זו, כמו גם שתואר על ידי אחרים 45.

מבוסס רפויים נייד או תותבות רשתית דורשות אנימה פרה-קליניתבדיקות l לפני אישורים רגולטוריים החל מחקרים אנוש ובטיחות. לשעבר להשתנות ממדינה למדינה. מודל הארנב המתואר כאן יכול לשמש וחסכונית ופחות מאתגר פלטפורמה להקמה או אפילו ביצוע כל הדרישות על ידי הרשויות הרגולטוריות. יתר על כן, ייתכן ובהמשך לשרת לאימונים של מנתחים בניסויים קליניים במספר מרכזים סופיים או שיפורים נוספים של הטכניקה לאורך הדרך.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

נתמך על ידי תרומות רודיגר קרן בשנת 2008 & 2010 (BVS), BONFOR / Gerok מלגות O-137.0015 (BVS), BONFOR / Gerok מלגות O-137.0019 (FT), דויטשה Forschungsgemeinschaft / DFG (BVS) STA 1135 / 2-1, סינית מלגות המועצה מס '2008627116 (ZL) וכן מענק בלתי מוגבל על ידי Geuder AG, היידלברג (איור. 2). חברי המעבדה של H. Skottman, אוניברסיטת טמפרה פינלנד מוכרים בתודה למתן הס נגזר הרשתית שמוצג באיור 2.

Materials

s30 ultrasonic cleaning unit Elmasonic 100 4631 2.75L
DE-23  autoclave Systec C 2209 23L
Syringe  BD  300013
300995 
301285
300294
300330 		 1ml x3
2ml x3
5ml x1
10ml x1
20ml x1
Needle  BD 305196
305136		 18G x 1 
27G x5
Scalpel Feather 2975#20 blade#20 x3
Surgical drape HARTMANN
LOHMANN & RAUSCHER		 277 502
25 440		 60×40 cm x2
12×17 cm
Ocular sticks LOHMANN & RAUSCHER 16 516 66×5 mm
Twister gauze sponges HARTMANN 481 274 x2
Closure strips HARTMANN 540 686 x4
Opmi Visu CS Microscope Zeiss N/a incl. fundus imaging system BIOM II
Chandelier endoillumination Geuder G-S03503 +
G-S03504		 25G incl. trocar
Light machine Geuder G-26033 Xenotron III
Vitrectomy machine Geuder G-60000 MegaTRON S4 S4/ HPS
Vitrector Geuder G-46301 MACH2 vitreous cutter 23G
Venturi cassette  Geuder G-60700
Sideport-infusion cannula Geuder custom  1x23G
3-0 silk suture ETHICON V546G x1
Caliper Geuder G-19135 x2
Vannas scissors Geuder G-19777 x1
Sclerotomie blade Ziemer 21-2301 1x23G
1x20G
7-0 silk suture ETHICON EH6162H x1
Needle holder Geuder G-32320 x2
Iris forceps Geuder G-18910 x1
Colibri forceps Geuder G-18950 x1
Extendible subretinal injection needle DORC 1270.EXT 41G
VR scissor Geuder G-36542 25G
Grieshaber forceps holder Alcon 712.00.41 23G
Curved scissor forceps tips Alcon 723.52 23G
Implant loading station Dow Corning 3097358-1004 SYLGARD 184 Silicone Elastomer Kit
blunt oval implant trephine  Geuder custom-made  2.4 x 1.1 mm 
Shooter dummy Geuder G-32227 x1
Shooter Geuder G-S03443 x1
Flute needle DORC 1281.SD 20G (Vacuum)
Manual microliter syringe Hamilton 24535 100µl
Tissue culture plates Greiner bio-one  664160 100 x 20 mm
Spectralis Multi-Modality
Imaging System		 Heidelberg
Engineering		 N/a Spectralis HRA
 + OCT
Drugs and solutions
Name Company Active agent Comments
Mucadont-IS Merz Hygiene virucidal instrument disinfectant  2L
Mucocit T Merz Hygiene Aldehyde-free instrument disinfectant 2L
Ketamin 10% WDT Ketamine  10ml (100mg/ml)
Domitor Orion Pharma Medetomidine hydrochloride 10ml (1mg/ml)
Antisedan Orion Pharma Atipamezole hydrochloride 10ml (5mg/ml)
Neosynephrin POS 10% URSAPHARM Phenylephrine HCl 10ml
Mydriacyl Alcon Tropicamid 10ml (5mg/ml)
Methocel 2% Omni Vision hydroxypropyl methylcellulose 10g
PURI CLEAR ZEISS Balance salt solution (BSS)  500ml
Glucose 5%   B.Braun Glucose 5%  solution 100ml
Heparin-Natrium-25 000 Ratiopharm Heparin 5ml (2500 unit/ml)
Suprarenin SANOFI Epinephrine 1ml (1mg/ml)
Triamcinolone University of Bonn pharmacy preservative-free Triamcinolone  1ml (40mg/ml) 
Isoptomax eye ointment Alcon dexamethasone 1 mg/g
neomycin sulfate 3,500 IU/g
polymyxin B sulfate 6,000 IU/g		 10ml
Betaisodona Mundipharma Povidon-Iod 30ml (1g/10ml)
Optive ALLERGAN sodium carboxymethylcellulose glycerol 10ml
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Fine, A. M., et al. Earliest symptoms caused by neovascular membranes in the macula. Arch Ophthalmol. 104, 513-514 (1986).
  2. Lim, L. S., Mitchell, P., Seddon, J. M., Holz, F. G., Wong, T. Y. Age-related macular degeneration. Lancet. 379, 1728-1738 (2012).
  3. Holz, F. G., Strauss, E. C., Schmitz-Valckenberg, S., van Lookeren Campagne, M. Geographic Atrophy: Clinical Features and Potential Therapeutic Approaches. Ophthalmology. 121, 1079-1091 (2014).
  4. Binder, S., Stanzel, B. V., Krebs, I., Glittenberg, C. Transplantation of the RPE in AMD. Prog Retin Eye Res. Prog Retin Eye Res. 26, 516-554 (2007).
  5. da Cruz, L., Chen, F. K., Ahmado, A., Greenwood, J., Coffey, P. RPE transplantation and its role in retinal disease. Prog Retin Eye Res. 26, 598-635 (2007).
  6. Del Priore, L. V., Tezel, T. H., Kaplan, H. J. Maculoplasty for age-related macular degeneration: reengineering Bruch’s membrane and the human macula. Prog Retin Eye Res. 25, 539-562 (2006).
  7. Gouras, P., Marmor, M. F., Wolfensberger, T. J. . The retinal pigment epithelium. , 492-507 (1998).
  8. Lund, R. D., et al. Cell transplantation as a treatment for retinal disease. Prog Retin Eye Res. 20, 415-449 (2001).
  9. Blenkinsop, T. A., Corneo, B., Temple, S., Stern, J. H. Ophthalmologic stem cell transplantation therapies. Regen Med. 7, 32-39 (2012).
  10. Hirami, Y., et al. Generation of retinal cells from mouse and human induced pluripotent stem cells. Neurosci Lett. 458, 126-131 (2009).
  11. Carr, A. J., et al. Development of human embryonic stem cell therapies for age-related macular degeneration. Trends in neurosciences. 36, 385-395 (2013).
  12. Schwartz, S. D., et al. Human embryonic stem cell-derived retinal pigment epithelium in patients with age-related macular degeneration and Stargardt’s macular dystrophy: follow-up of two open-label phase 1/2 studies. Lancet. 385, 509-516 (2015).
  13. Jha, B. S., Bharti, K. Regenerating Retinal Pigment Epithelial Cells to Cure Blindness: A Road Towards Personalized Artificial Tissue. Curr Stem Cell Rep. , 1-13 (2015).
  14. Stanzel, B. V., et al. Human RPE Stem Cells Grown into Polarized RPE Monolayers on a Polyester Matrix Are Maintained after Grafting into Rabbit Subretinal Space. Stem Cell Reports. 2, 64-77 (2014).
  15. Hynes, S. R., Lavik, E. B. A tissue-engineered approach towards retinal repair: scaffolds for cell transplantation to the subretinal space. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 248, 763-778 (2010).
  16. Szurman, P., et al. Experimental implantation and long-term testing of an intraocular vision aid in rabbits. Arch Ophthalmol. 123, 964-969 (2005).
  17. Bhatt, N. S., et al. Experimental transplantation of human retinal pigment epithelial cells on collagen substrates. Am J Ophthalmol. 117, 214-221 (1994).
  18. Nicolini, J., et al. The anterior lens capsule used as support material in RPE cell-transplantation. Acta Ophthalmol Scand. 78, 527-531 (2000).
  19. Thumann, G., et al. The in vitro and in vivo behaviour of retinal pigment epithelial cells cultured on ultrathin collagen membranes. Biomaterials. 30, 287-294 (2009).
  20. Del Priore, L. V., Tezel, T. H., Kaplan, H. J. Survival of allogeneic porcine retinal pigment epithelial sheets after subretinal transplantation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 45, 985-992 (2004).
  21. Pritchard, C. D., Arner, K. M., Langer, R. S., Ghosh, F. K. Retinal transplantation using surface modified poly(glycerol-co-sebacic acid) membranes. Biomaterials. 31, 7978-7984 (2010).
  22. Montezuma, S. R., Loewenstein, J., Scholz, C., Rizzo, J. F. Biocompatibility of Materials Implanted into the Subretinal Space of Yucatan Pigs. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 3514-3522 (2006).
  23. Brantfernandes, R. A., et al. Safety study in Mini Pigs of transplanted Human Embryonic Stem Cell Derived Retinal Pigment Epithelium (hESC-RPE). Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 53, 312 (2012).
  24. Lu, B., Zhu, D., Hinton, D., Humayun, M. S., Tai, Y. C. Mesh-supported submicron parylene-C membranes for culturing retinal pigment epithelial cells. Biomed Microdevices. 14, 659-667 (2012).
  25. Boochoon, K. S., Manarang, J. C., Davis, J. T., McDermott, A. M., Foster, W. J. The influence of substrate elastic modulus on retinal pigment epithelial cell phagocytosis. Journal of biomechanics. 47, 3237-3240 (2014).
  26. Liu, Z., Yu, N., Holz, F. G., Yang, F., Stanzel, B. V. Enhancement of retinal pigment epithelial culture characteristics and subretinal space tolerance of scaffolds with 200 nm fiber topography. Biomaterials. 35, 2837-2850 (2014).
  27. Stanzel, B. V., et al. Subretinal delivery of ultrathin rigid-elastic cell carriers using a metallic shooter instrument and biodegradable hydrogel encapsulation. Invest Ophthalmol Vis Sci. 53, 490-500 (2012).
  28. AORN Recommended Practices Committee. Recommended practices for maintaining a sterile field. AORN J. 83 (2), 402 (2006).
  29. Hong, S. B., et al. Physiologic characteristics of cold perfluorocarbon-induced hypothermia during partial liquid ventilation in normal rabbits. Anesth Analg. 94, 157-162 (2002).
  30. Machemer, R. The development of pars plana vitrectomy: a personal account. Graefes Arch Clin Exp Ophthalmol. 233, 453-468 (1995).
  31. Los, L. I., van Luyn, M. J., Nieuwenhuis, P. Organization of the rabbit vitreous body: lamellae, Cloquet’s channel and a novel structure, the ‘alae canalis Cloqueti’. Exp Eye Res. 69, 343-350 (1999).
  32. Vaajasaari, H., et al. Toward the defined and xeno-free differentiation of functional human pluripotent stem cell-derived retinal pigment epithelial cells. Mol Vis. 17, 558-575 (2011).
  33. Iverson, D. A., Katsura, H., Hartzer, M. K., Blumenkranz, M. S. Inhibition of intraocular fibrin formation following infusion of low-molecular-weight heparin during vitrectomy. Arch Ophthalmol. 109, 405-409 (1991).
  34. Thieltges, F., et al. Subretinal implantation of human embryonic stem cell derived RPE on ultrathin polyester carriers in rabbits. Investigative Ophthalmology & Visual Science. 56, 1824 (2015).
  35. Kamao, H., et al. Characterization of human induced pluripotent stem cell-derived retinal pigment epithelium cell sheets aiming for clinical application. Stem Cell Reports. 2, 205-218 (2014).
  36. Seiler, M. J., Aramant, R. B. Intact sheets of fetal retina transplanted to restore damaged rat retinas. Invest Ophthalmol Vis Sci. 39, 2121-2131 (1998).
  37. Stanzel, B. V., et al. SD-OCT Complements Histology in Evaluation of Potential Bruch’s Membrane Prosthetics. Invest Ophthalmol Vis Sci. 51, 5241 (2010).
  38. Marmor, M. F., Abdul-Rahim, A. S., Cohen, D. S. The effect of metabolic inhibitors on retinal adhesion and subretinal fluid resorption. Invest Ophthalmol Vis Sci. 19, 893-903 (1980).
  39. Frambach, D. A., Marmor, M. F. The rate and route of fluid resorption from the subretinal space of the rabbit. Invest Ophthalmol Vis Sci. 22, 292-302 (1982).
  40. Kita, M., Negi, A., Marmor, M. F. Lowering the calcium concentration in the subretinal space in vivo loosens retinal adhesion. Invest Ophthalmol Vis Sci. 33, 23-29 (1992).
  41. Marmor, M. F. Control of subretinal fluid: experimental and clinical studies. Eye. 4 (Pt 2), 340-344 (1990).
  42. Faude, F., et al. Facilitation of artificial retinal detachment for macular translocation surgery tested in rabbit. Invest Ophthalmol Vis Sci. 42, 1328-1337 (2001).
  43. Szurman, P., et al. Ultrastructural Changes after Artificial Retinal Detachment with Modified Retinal Adhesion. Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 47, 4983-4989 (2006).
  44. Fang, X. Y., et al. Effect of Ca(2+)-free and Mg(2+)-free BSS Plus solution on the retinal pigment epithelium and retina in rabbits. Am.J.Ophthalmol. 131, 481-488 (2001).
  45. Ivert, L., Kjeldbye, H., Gouras, P. Long-term effects of short-term retinal bleb detachments in rabbits. Graefes Arch.Clin.Exp.Ophthalmol. 240, 232-237 (2002).

Tags

Subretinal SurgeryRabbit ModelRPE ReplacementAge-related Macular DegenerationCell-based TherapyVitrectomyIntraocular SurgeryAnesthesiaDisinfectionProptosisConjunctival PeritomyMicrovitreoretinal BladeScleral Incision

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Al-Nawaiseh, S., Thieltges, F., Liu, Z., Strack, C., Brinken, R., Braun, N., Wolschendorf, M., Maminishkis, A., Eter, N., Stanzel, B. V. A Step by Step Protocol for Subretinal Surgery in Rabbits. J. Vis. Exp. (115), e53927, doi:10.3791/53927 (2016).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image