Summary

Ensaio altamente sensível para a medição do Anexo de células Arenavirus

Published: March 02, 2016
doi:

Summary

The first step in the arenavirus life cycle is attachment of viral particles to host cells. We report a quantitative (q)RT-PCR-based assay for ultrasensitive detection and quantitation of arenavirus attachment events.

Abstract

Arenaviruses are a family of enveloped RNA viruses that cause severe human disease. The first step in the arenavirus life cycle is attachment of viral particles to host cells. While virus-cell attachment can be measured through the use of virions labeled with biotin, radioactive isotopes, or fluorescent dyes, these approaches typically require high multiplicities of infection (MOI) to enable detection of bound virus. We describe a quantitative (q)RT-PCR-based assay that measures Junin virus strain Candid 1 attachment via quantitation of virion-packaged viral genomic RNA. This assay has several advantages including its extreme sensitivity and ability to measure attachment over a large dynamic range of MOIs without the need to purify or label input virus. Importantly, this approach can be easily tailored for use with other viruses through the use of virus-specific qRT-PCR reagents. Further, this assay can be modified to permit measurement of particle endocytosis and genome uncoating. In conclusion, we describe a simple, yet robust assay for highly sensitive measurement of arenavirus-cell attachment.

Introduction

Arenavírus são uma família de vírus com envelope, de ARN de cadeia simples que são mantidas essencialmente em roedores na natureza 1-3. Embora estes vírus tipicamente estabelecer uma infecção assintomática, persistente em reservatórios de roedores 1,2, que pode causar doença grave em humanos 3. Espécies patogênicas importantes incluem o vírus Novo Mundo Junin (JUNV) 4 e o vírus Old Lassa Mundial 5, que são os agentes etiológicos da febre hemorrágica argentina na América do Sul e da febre de Lassa na África, respectivamente. Vírus da coriomeningite linfocítica (LCMV), o vírus protótipo da família 6, tem uma distribuição mundial e é responsável por uma variedade de doenças, incluindo meningite asséptica em indivíduos imunocompetentes 6, defeitos congênitos graves no feto em desenvolvimento 7, ou de alta letalidade em imunossuprimidas indivíduos na sequência de órgãos sólidos transplante 8,9. A falta de Estados UnidosFood and Drug Administration (FDA) -aprovado vacinas ou medicamentos antivirais eficazes para combater estes vírus destaca a necessidade crítica de desenvolver novas estratégias para atingir terapeuticamente esses patógenos emergentes / re-emergente.

O genoma arenavírus consiste em dois segmentos de ARN de cadeia simples, a grande (L) (~ 7,2 kb) e pequena (s) (~ 3,6 kb) segmentos 10. O segmento S codifica a nucleoproteína viral (NP) e a glicoproteína do envelope (GP), enquanto o segmento L codifica a polimerase viral (L) e proteína de matriz (Z). O L e segmentos de ARN genómico S (ARNv) são empacotados em viriões 10-12. O passo inicial de infecção arenavírus é a ligação de partículas virais às células hospedeiras através de uma interacção entre o GP viral e os seus receptores de células hospedeiras correspondentes que, por JUNV, inclui o receptor de transferrina humana 1 (hTfR1) 13,14. Após a ligação, as partículas JUNV são levados para dentro da célula através de endocitose mediada por clatrina 15.Partículas de tráfego, em seguida, para o final do endossoma onde a baixo pH deste compartimento desencadeia a activação da GP 16,17. Uma vez activadas, as inserções de péptidos de fusão codificada-GP na membrana endossomal, iniciando a fusão entre as membranas viral e endossomais. resultados da fusão de sucesso na liberação dos vRNAs embalados-virion no citoplasma, onde servem como modelos para replicação genômica e transcrição. Quando uma quantidade suficiente de proteínas estruturais virais e ARNv são gerados, novas partículas de montar e botão da célula infectada para completar o ciclo de vida de 18 anos.

Para facilitar a descoberta de novas estratégias para atingir terapeuticamente os arenavírus patogênicos, o nosso grupo tem-se centrado na identificação de factores do hospedeiro que são críticas para a propagação de vírus, mas dispensável para o anfitrião. Neste contexto, a definição do estádio preciso (s) do ciclo de vida viral controlada por esses factores do hospedeiro é necessária para guiar odesenvolvimento de estratégias antivirais. Aqui, nós descrevemos um (Q) ensaio quantitativo com base em RT-PCR que podem ser utilizados para medir a ligação de células arenavírus para o propósito de identificar se as proteínas hospedeiras seleccionadas e / ou moléculas antivirais influenciar esta fase inicial da entrada viral 19. Abordagens alternativas para medir a fixação de células arenavírus têm caracterizado viriões marcados com biotina 20, corantes fluorescentes 21, ou isótopos radioactivos 22. Inconvenientes para estes métodos podem incluir o requisito de grandes quantidades de vírus de entrada (por exemplo, elevadas multiplicidades de infecção (MOI)), a utilização de radioactividade, e / ou passos adicionais de manuseamento para a preparação do vírus de entrada (por exemplo, concentração e / ou a rotulagem de vírus) . Em particular, o uso de alta MOI torna difícil distinguir produtivo contra eventos de fixação não produtivas 15,23. O ensaio à base de qRT-PCR descrito aqui pode detectar eventos de ligação utilizando tão pouco quanto 20 por placaunidades Ming (PFU) de vírus, que se traduz em um MOI de 0,0004 para uma placa de 48 poços. Portanto, a forte sensibilidade do ensaio supera a necessidade de alta MOI assim como quaisquer passos de rotulagem ou de vírus de concentração. Além disso, o ensaio pode ser i) adaptado para medir virião endocitose, bem como libertação de genoma do vírus no citoplasma da seguinte fusão e ii) adaptado para utilização com outros vírus através do desenvolvimento de reagentes de qRT-PCR específica para o vírus (para exemplos, ver 24-27).

Protocol

Nota: É crítico que o protocolo descrito ser realizada utilizando rigorosa técnica de pré-PCR (ver 28 para uma excelente visão geral sobre como configurar um laboratório de pré-PCR e como conduzir experimentos usando boa técnica de pré-PCR). É imperativo que todos os reagentes e equipamentos são livres de DNA amplificado contendo a sequência alvo qPCR e que os controles apropriados estão no local para detectar a contaminação. Uma visão geral do protocolo é demonstrado na Figura 1. <p class="j…

Representative Results

Para demonstrar a sensibilidade e gama dinâmica do ensaio qPCR, quantidades conhecidas de um plasmídeo que codifica o gene NP de JUNV C # 1 (intervalo 5-5 x 10 7 cópias) foram submetidos a qPCR como descrito na Seção 4 do protocolo. O ensaio é sensível e pode detectar de forma fiável tão poucos como 5 cópias do ácido nucleico alvo (Figura 2). Além disso, a gama dinâmica do ensaio é grande e, como mostrado na Figura 2, pode cobrir…

Discussion

O protocolo que descrevemos é simples e robusta desde que as seguintes considerações críticas são observadas. Em primeiro lugar, rigorosa técnica de pré-PCR deve ser empregado (ver 28 para uma excelente revisão). É imperativo que todos os reagentes e equipamentos são livres de DNA amplificado contendo a sequência alvo qPCR e que os controles apropriados estão no local para detectar a contaminação. Em segundo lugar, para a parte de fixação de células com vírus do protocolo, o vírus, células…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Agradecemos Markus Thali, Nathan Roy, Christopher Ziegler, Emily Bruce, e Benjamim Rei para discussões úteis e os Institutos Nacionais de Saúde para apoio a estes estudos por meio de doações T32 AI055402 (JK), R21 AI088059 (JB), e P20RR021905 (JB) .

Materials

DMEM Life Technologies 11965-118
Penicillin-Streptomycin Life Technologies 15140-163 100x
HEPES Buffer Solution Life Technologies 15630-130 100x
PBS pH 7.4 Life Technologies 10010-023 1x
Vero E6 cells American Type Culture Collection CRL-1586
Costar 48-well plate Corning 3548
RNeasy mini kit Qiagen 74106 do not mix buffers RLT or  RW1 with bleach
QIAshredder homogenizer Qiagen 79654
Taqman Universal PCR Master Mix Life Technologies 4326614
Multiscribe Reverse Transcriptase (50U/µl) Life Technologies 4311235
dNTP Mixture (10 mM; 2.5 mM each dNTP) Life Technologies N808-0260
GeneAmp 10X PCR Buffer II and 25 mM MgCl2 solution Life Technologies N808-0010
RNase Inhibitor (5000U/100 µl) Life Technologies N808-0119
RT primer 5’-AAGGGTTTAAAAATGGTAGCAGAC-3’ Integrated DNA Technologies 250 nmol DNA oligo standard desalting
Forward qPCR primer  5’-CATGGAGGTCAAACAACTTCCT-3’ Life Technologies 4304971 standard desalting
Reverse qPCR primer 5’-GCCTCCAGACATGGTTGTGA-3’ Life Technologies 4304971 standard desalting
TaqMan Probe 5’-6FAM-ATGTCATCGGATCCTT-MGBNFQ-3’ Life Technologies 4316033 HPLC purified
MicroAmp Fast Optical 96-well reaction plate (0.1 mL) Life Technologies 4346906
StepOnePlus Real-Time PCR System Life Technologies 4376598 or other qPCR instrument

References

  1. Childs, J. C., Peters, C. J., Salvato, M. S. . The Arenaviridae. , 331-373 (1993).
  2. Salazar-Bravo, J., Ruedas, L. A., Yates, T. L. Mammalian reservoirs of arenaviruses. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 262, 25-63 (2002).
  3. Buchmeier, M. J., de la Torre, J. C., Peters, C. J., Knipe, D. M., et al. Ch. 50. Fields Virology. 2, 1791-1827 (2007).
  4. Parodi, A. S., et al. Sobre la etiologia del brote epidemico de Junin (Nota previa). Dia Medico. 30, (1958).
  5. Frame, J. D., Baldwin, J. M., Gocke, D. J., Troup, J. M. Lassa fever, a new virus disease of man from West Africa. I. Clinical description and pathological findings. Am. J. Trop. Med. Hyg. 19, 670-676 (1970).
  6. Buchmeier, M. J., Zajac, A. J. . Lymphocytic Choriomenigitis Virus. , (1999).
  7. Barton, L. L., Mets, M. B., Beauchamp, C. L. Lymphocytic choriomeningitis virus: emerging fetal teratogen. Am. J. Obstet. Gynecol. 187, 1715-1716 (2002).
  8. Fischer, S. A., et al. Transmission of lymphocytic choriomeningitis virus by organ transplantation. N. Engl. J. Med. 354, 2235-2249 (2006).
  9. Palacios, G., et al. A new arenavirus in a cluster of fatal transplant-associated diseases. N. Engl. J. Med. 358, 991-998 (2008).
  10. Meyer, B. J., de la Torre, J. C., Southern, P. J. Arenaviruses: genomic RNAs, transcription, and replication. Curr. Top. Microbiol. Immunol. 262, 139-157 (2002).
  11. Meyer, B. J., Southern, P. J. Sequence heterogeneity in the termini of lymphocytic choriomeningitis virus genomic and antigenomic RNAs. J. Virol. 68, 7659-7664 (1994).
  12. Haist, K., Ziegler, C., Botten, J. Strand-Specific Quantitative Reverse Transcription-Polymerase Chain Reaction Assay for Measurement of Arenavirus Genomic and Antigenomic RNAs. PLoS One. 10, e0120043 (2015).
  13. Radoshitzky, S. R., et al. Transferrin receptor 1 is a cellular receptor for New World haemorrhagic fever arenaviruses. Nature. 446, 92-96 (2007).
  14. Martinez, M. G., et al. Utilization of human DC-SIGN and L-SIGN for entry and infection of host cells by the New World arenavirus, Junin virus. Biochem. Biophys. Res. Commun. 441, 612-617 (2013).
  15. Martinez, M. G., Cordo, S. M., Candurra, N. A. Characterization of Junin arenavirus cell entry. J. Gen. Virol. 88, 1776-1784 (2007).
  16. Martinez, M. G., Forlenza, M. B., Candurra, N. A. Involvement of cellular proteins in Junin arenavirus entry. Biotechnol J. 4, 866-870 (2009).
  17. Nunberg, J. H., York, J. The Curious Case of Arenavirus Entry, and Its Inhibition. Viruses. 4, 83-101 (2012).
  18. Botten, J., King, B., Klaus, J., Zielger, C. . Viral Hemorrhagic Fevers. , 233-260 (2013).
  19. Klaus, J. P., et al. The intracellular cargo receptor ERGIC-53 is required for the production of infectious arenavirus, coronavirus, and filovirus particles. Cell Host Microbe. 14, 522-534 (2013).
  20. Rojek, J. M., Perez, M., Kunz, S. Cellular entry of lymphocytic choriomeningitis virus. J. Virol. 82, 1505-1517 (2008).
  21. Lavanya, M., Cuevas, C. D., Thomas, M., Cherry, S., Ross, S. R. siRNA screen for genes that affect Junin virus entry uncovers voltage-gated calcium channels as a therapeutic target. Sci Transl Med. 5, 204ra131 (2013).
  22. Ellenberg, P., Edreira, M., Scolaro, L. Resistance to superinfection of Vero cells persistently infected with Junin virus. Arch. Virol. 149, 507-522 (2004).
  23. Brandenburg, B., et al. Imaging poliovirus entry in live cells. PLoS Biol. 5, e183 (2007).
  24. Petersen, J., et al. The Major Cellular Sterol Regulatory Pathway Is Required for Andes Virus Infection. PLoS pathogens. 10, e1003911 (2014).
  25. Jonsson, N., Gullberg, M., Israelsson, S., Lindberg, A. M. A rapid and efficient method for studies of virus interaction at the host cell surface using enteroviruses and real-time PCR. Virol J. 6, 217 (2009).
  26. Jiang, J., et al. Hepatitis C virus attachment mediated by apolipoprotein E binding to cell surface heparan sulfate. J. Virol. 86, 7256-7267 (2012).
  27. Shannon-Lowe, C., et al. Epstein-Barr virus-induced B-cell transformation: quantitating events from virus binding to cell outgrowth. J. Gen. Virol. 86, 3009-3019 (2005).
  28. Mifflin, T. E. Setting up a PCR laboratory. CSH Protoc. 2007, pdb top14 (2007).
  29. Maiztegui, J. I., et al. Protective efficacy of a live attenuated vaccine against Argentine hemorrhagic fever. AHF Study Group. J. Infect. Dis. 177, 277-283 (1998).
  30. Goni, S. E., et al. Genomic features of attenuated Junin virus vaccine strain candidate. Virus Genes. 32, 37-41 (2006).
  31. Chosewood, L. C., Wilson, D. E. . Biosafety in microbiological and biomedical laboratories. , (2009).
  32. White, J., Matlin, K., Helenius, A. Cell fusion by Semliki Forest, influenza, and vesicular stomatitis viruses. J. Cell Biol. 89, 674-679 (1981).
  33. McGraw, T. E., Greenfield, L., Maxfield, F. R. Functional expression of the human transferrin receptor cDNA in Chinese hamster ovary cells deficient in endogenous transferrin receptor. J. Cell Biol. 105, 207-214 (1987).
  34. Borrow, P., Oldstone, M. B. Characterization of lymphocytic choriomeningitis virus-binding protein(s): a candidate cellular receptor for the virus. J. Virol. 66, 7270-7281 (1992).
  35. Rojek, J. M., Spiropoulou, C. F., Kunz, S. Characterization of the cellular receptors for the South American hemorrhagic fever viruses Junin, Guanarito, and Machupo. 346. , 476-491 (2006).
  36. Helguera, G., et al. An antibody recognizing the apical domain of human transferrin receptor 1 efficiently inhibits the entry of all new world hemorrhagic Fever arenaviruses. J. Virol. 86, 4024-4028 (2012).
  37. Sanchez, A., et al. Junin virus monoclonal antibodies: characterization and cross-reactivity with other arenaviruses. J. Gen. Virol. 70, 1125-1132 (1989).
  38. Trombley, A. R., et al. Comprehensive panel of real-time TaqMan polymerase chain reaction assays for detection and absolute quantification of filoviruses, arenaviruses, and New World hantaviruses. Am. J. Trop. Med. Hyg. 82, 954-960 (2010).
  39. Helenius, A., Marsh, M., White, J. Inhibition of Semliki forest virus penetration by lysosomotropic weak bases. J. Gen. Virol. 58 (Pt 1), 47-61 (1982).
  40. Nour, A. M., Li, Y., Wolenski, J., Modis, Y. Viral membrane fusion and nucleocapsid delivery into the cytoplasm are distinct events in some flaviviruses. PLoS pathogens. 9, e1003585 (2013).

Play Video

Cite This Article
Klaus, J. P., Botten, J. Highly Sensitive Assay for Measurement of Arenavirus-cell Attachment. J. Vis. Exp. (109), e53682, doi:10.3791/53682 (2016).

View Video