Un método general para evaluar los efectos de estimulación cerebral profunda en Intravenosa metanfetamina Auto-Administración

Todos los procedimientos son aprobados por el Comité de Cuidado de Animales y el empleo LSUHSC Institucional y se llevaron a cabo de acuerdo con los NIH "Principios de cuidado de los animales de laboratorio." 1. Roedor Aclimatación y la restricción alimentaria Usar ratas Wistar adultas que son 3 meses de edad en el inicio del experimento. Ratas Casa individualmente en jaulas equipadas con una unidad de flujo laminar y el filtro de aire en un centro de cuidado de los animales de la temperatura y humedad controladas, acreditado por AAALAC sobre un invertido luz de 12 h / oscuridad ciclo (luces apagadas a las 0600 horas). Proporcionar agua y comida para roedores estándar libremente hasta que el peso corporal es de aproximadamente 380 a 400 g. Posteriormente, las ratas-restringir alimentos y mantener a 85 a 90% de sus pesos corporales-alimentación libre durante las sesiones experimentales para facilitar la adquisición y el mantenimiento de la respuesta a la metanfetamina. Maneje roedores en la habitación jaula todos los días de la llegada en todo el experimentalsesiones con el fin de registrar el peso corporal y ajustar la asignación diaria de alimentos. Una vez que se alcanzan pesos objetivo, se preparan para implantar quirúrgicamente cada rata con un catéter yugular mora crónica y electrodos estimulantes intracraneales. 2. vena yugular Cateterismo Preparación del catéter Preparar una longitud de 13 cm de tubo de silastic con un diámetro interior de 0.012 x 0.025 ', crear una bola de silicona de 4 cm de un extremo de la tubería utilizando tubo de silicona extra y electrocauterio, y dejar secar al aire. Sumergir el otro extremo de la tubería en un disolvente a base de limoneno derivada de cítricos durante unos pocos minutos y dejar que se expanda. Conectar el tubo expandido a una guía de acero inoxidable cánula doblada en un ángulo recto. Anclar la base doblada de la guía de acero inoxidable cánula a un "cuadrado de malla biocompatible con cemento acrílico dental 1. Lave el catéter dentro y por fuera con etanol y finales destiladar. Inyectar aire a través del tubo para eliminar las gotas de líquido residual. Deje secar O / N. Técnica estéril Realizar todas las cirugías en un quirófano animales dedicada utilizando técnicas quirúrgicas asépticas. Esterilizar los instrumentos e implantes utilizando un autoclave y se preparará un área estéril mediante la colocación de papel resistente al agua sobre la mesa o cubierta con una toalla estéril (s). Use guantes estériles y mantener todos los instrumentos, implantes y gasa quirúrgica en el área estéril durante el procedimiento. Limpie cada instrumento con un algodón con alcohol, seguido de 20 segundos en un esterilizador de cuentas entre los procedimientos que se llevan a cabo múltiples cirugías. Anestesia Trate previamente ratas con atropina (sulfato) (0,04 mg / kg, SQ) seguido por pentobarbital (20 – 50 mg / kg, ip) para lograr la anestesia. Inyectar animales con suspensión de penicilina G procaína estéril (75.000 unidades, IM) y un agente analgésico (carprofeno, 5-10 mg / kg, sc o mer-oprofen, 2 – 5 mg / kg, sc) inmediatamente antes de la cirugía para disminuir las infecciones perioperatorias y dolor, respectivamente. Consultar la anestesia adecuada mediante la entrega de una pizca dedo del pie moderada para el animal y, si no se produce respuesta, a continuación, proceder. Aplicar lubricante ocular tanto a los ojos. Sitio Quirúrgico Preparación Afeitarse un parche dorsal cm 2 x 2 en la espalda de la rata justo posterior a una línea que conecta los omóplatos. Afeitarse un parche 1 x 1 cm en la región ventral del cuello justo entre el hueso de la mandíbula y el esternón. Limpie las áreas afeitadas con almohadillas con alcohol, seguido de solución de betadine. Coloque rata en una toalla estéril y permitir que el betadine se seque antes de continuar. Catéter de implantación Hacer una incisión paralela a una línea que conecta los omóplatos en la región medioescapular en la espalda con un cuchillo de 10 cuchillas. Utilice una pinza hemostática para separar la piel del tejido conectivo subyacente para crear un plano para lamalla de base de catéter. Regar el área con solución salina estéril y cubrir con una gasa estéril antes de encender la rata sobre su espalda. Haga una incisión diagonal entre el hueso de la mandíbula derecha y el esternón con un cuchillo de 10 cuchillas. Utilice una pinza hemostática para separar la piel del tejido conectivo subyacente para localizar la vena yugular. Nota: La vena yugular aparece blanco / plata y brillante y es mayor en las ratas machos que en las hembras. Coloque una espátula por debajo de la vena, atar una sutura de seda 4-0 suavemente alrededor de la parte superior (parte proximal) de la vena expuesta y empujar la vena de nuevo en el cuello. Separar los tejidos conectivos para crear un bolsillo superficial bajo la piel del cuello inferolateral pero por encima del músculo. Empuje un trocar esterilizada de la incisión en el cuello a la incisión medioescapular por un túnel detrás del brazo y hacia arriba. Ejecutar el catéter de la parte posterior del cuello mediante la inserción de una guía rígida de alambre hacia arriba a través del trocar desde el extremo del cuello y en el catéter distal. Tire de lael cable guía hacia atrás a través de la incisión en el cuello y el catéter distal unida seguirá. Aislar la vena yugular derecha sobre una espátula tirando hacia arriba de la sutura proximal colocado previamente. Utilice una bola tijeras para hacer un pequeño corte parcial en el lado superior de la vena. Inserte un fórceps curvos en la incisión vena para abrirlo. Mantener las pinzas aparte, pero en su lugar, pasar la punta del catéter en las puntas de las pinzas entre y dentro de la vena cerca de 2 – 3 cm de donde va a terminar fuera de la aurícula derecha. Asegure el catéter atando una sutura de seda 4-0 alrededor de la vena distal. Ate los extremos proximal y distal suturas juntos en un nudo "caja" para añadir estabilidad. Catéter Lavar con solución salina estéril heparinizada y retroceder de sangre para confirmar la implantación exitosa. Recorte las suturas 1 – 2 mm por encima de los nudos y meter el catéter proximal restante bajo la piel del cuello. cerrar con una sutura / método apropiado de su elección. Si no ABSORSe utilizan suturas bable o grapas, deben ser removidos en 10-14 días bajo anestesia general. Cubra la incisión con ungüento antibiótico usando un aplicador con punta de algodón estéril. Anclar el conjunto de catéter / cánula guía / malla distal al tejido volver subcutánea utilizando suturas absorbibles en dos de las esquinas opuestas de la base de malla. Cierre de la incisión hacia atrás alrededor de la cánula guía utilizando interrumpidas, suturas no absorbibles invertida. Cubra la incisión con ungüento antibiótico usando un aplicador con punta de algodón estéril. Cuidado Postoperatorio Enjuague el catéter con solución salina estéril 0,9% heparinizada utilizando una jeringa de 3 ml y colocar un obturador en la cánula guía para evitar la obstrucción. Enjuague catéter de cada rata en una base diaria para mantener la permeabilidad. Inmediatamente después del procedimiento, coloque la rata en su jaula sobre una almohadilla térmica en el área quirúrgica y observar hasta que la conciencia y espontáneo movimiento de retorno. Volver a la rata recuperado a la sala de colonia y permitir cinco a siete días para pasar antes de la cirugía intracraneal. Pesar, manejar, y evaluar su estado general diaria, incluyendo la comprobación de la infección y la evaluación de los niveles de comportamiento animal, aspecto y actividad. Consulte con el veterinario Recursos Animales en caso de problemas y siga las pautas de tratamiento recomendadas. Inyectar animales con un agente analgésico (carprofeno, 5 – 10 mg / kg, sc o ketoprofeno, 2 – 5 mg / kg, sc) para tratar el dolor perioperatorio, según sea necesario. 3. Colocación de electrodos intracraneales Preparación quirúrgica Realizar todas las cirugías en condiciones estériles, como se describe en el apartado 2.2. Anestesia Coloque animal en una cámara de inducción de anestesia y proporcionar isoflurance flujo de gas en la cámara a 1.000 – 2.000 ml / min con el vaporizador fijado en 5%. Una vez que los animales es reclinada, retirar del cámara de unnd puesto en cono de la nariz en acolchada plataforma operativa estereotáctica. Cambie el flujo de gas desde la cámara al cono de la nariz y ejecutar de gas con vaporizador fijado en 2-3%. Ajuste vaporizador según sea necesario para mantener respiraciones estables y no respuesta a la estimulación durante la cirugía. Inyectar rata con penicilina G procaína suspensión estéril (75.000 unidades, im) y un agente analgésico (buprenorfina 0.05 a 0.5 mg / kg sc) inmediatamente antes de la cirugía para disminuir las infecciones perioperatorias y dolor, respectivamente. Consultar la anestesia adecuada mediante la entrega de una pizca dedo del pie moderada para el animal y, si no se produce respuesta, a continuación, proceder. Aplicar lubricante ocular tanto a los ojos. Sitio Quirúrgico Preparación Afeitarse la parte superior de la cabeza de la rata y colocar la rata en los bares del oído para mantener su cabeza inmóvil durante el procedimiento. Limpie la zona afeitada con almohadillas con alcohol, seguido de solución de betadine. Deje que el betadine se seque antes de continuar. Electrodo Implantación Sujete el cuero cabelludo entre y ligeramente anterior a las orejas con unas pinzas y usar las tijeras para cortar a través de la base. Este manuveur eliminará un área de 1,5 x 1 cm de piel sobre la mitad de cráneo. Use una hoja 10 para hacer una incisión circunferencial a través del pericráneo hasta el cráneo y unas pinzas curvas para raspar y quitar el pericráneo. Regar el área con solución salina estéril, aplique el exceso de sangre y solución salina con una gasa, y permitir que el cráneo se seque por completo por lo que las referencias óseas, incluyendo el bregma, se puede ver claramente. Para la cirugía bilateral, montar dos electrodos de platino-iridio bipolares, uno en cada porta-electrodos a cada lado de la plataforma operativa estereotáctica. Mueva el primer electrodo en posición de ~ 1 mm por encima del bregma y anote las coordenadas estereotáxica para el anterior-posterior (AP) y (ML) posiciones, que se mostrarán en la pantalla digital lateral medial. En realidad no toque la punta del electrodo al skull porque ya no el electrodo función. Repita este procedimiento para el otro electrodo. Calcular la AP final y ML coordenadas basa en la estructura diana de interés. Mueva el electrodo a esta posición con la punta justo por encima del cráneo para obtener el dorsoventral inicial (DV) de coordenadas en la pantalla digital. Calcular la profundidad DV final en base a la estructura diana de interés. Nota: El núcleo accumbens shell fue atacado en este ejemplo, dada su implicación conocida en la conducta consumatoria drogas 8 utilizando el siguiente estereotáxica coordenadas respecto al bregma: AP entrada de coordenadas = [visualizado digitalmente coordinar a bregma] + 1.6 Entrada ML coordenada = [visualiza digitalmente coordinar al bregma] ± 2,4 para la derecha / izquierda Profundidad DV = [visualiza digitalmente coordinar a superficie del cráneo en la entrada AP / ML] – 8,5 Marque la posición de entrada proyectada de cada electrodo sobre la superficie del cráneo con un ma permanenterker. No golpee ni toque la punta del electrodo durante esta maniobra. Utilice una fresa redonda recubierta bola de diamante para perforar un agujero de 1,4 mm en cada marca. Tenga cuidado de no hundir a través del cráneo en la bóveda intracraneal con el taladro de alta velocidad. Utilice un fórceps curvos para perforar la duramadre una vez que el cráneo se ha perforado de distancia. Utilice una fresa redonda de diamante recubierto pelota para perforar agujeros de 0,7 mm en otros cuatro lugares detrás de las entradas de electrodos para la colocación de tornillos cráneo. Utilice un destornillador manual para colocar cuatro tornillos de acero inoxidable 3.2 (longitud) 0,8 mm (diámetro) x en el cráneo, dos a cada lado de la línea media. Estrechamente asegurar estos tornillos hasta aproximadamente la mitad de su longitud en el cráneo, ya que son la principal infraestructura que sostenga la tapa craneal en el lugar durante las próximas semanas y meses. Inserte con cuidado el primer electrodo a través de su trepanado en el cerebro a la profundidad DV calculada girando manualmente el mando que gestiona la coordenada Z deel soporte del electrodo. Gire el mando a una velocidad aproximadamente igual a 1/2 de vuelta por segundo para evitar un daño injustificado a la punta del electrodo. Asegúrese de que la punta del electrodo no toque el borde óseo de la trepanado al entrar en el cerebro. Asegure el primer electrodo utilizando pegamento en capas sobre el trepanado y los tornillos posteriores, seguido de cemento dental. Una vez que esta construcción se ha secado por completo, retire el electrodo de su soporte. Repita la inserción y el proceso de cementación para el segundo electrodo. Aplique cemento dental hasta el borde de la piel, pero no se superponen con la piel porque esto afloja el tapón de cemento craneal a largo plazo. Cuidado Postoperatorio Coloque dos tapas de polvo sobre los pedestales de los electrodos para evitar la obstrucción. Inmediatamente después del procedimiento, coloque la rata en su jaula sobre una almohadilla térmica en el área quirúrgica y observar hasta que la conciencia y espontáneo movimiento de retorno. Volver a la rata recuperado a the sala de colonia y permiten cinco días que pasar antes de comenzar el experimento. Pesar, manejar, y evaluar el estado general de las ratas diariamente, incluyendo la comprobación de la infección y la evaluación de los niveles de comportamiento animal, aspecto y actividad. Consulte con el veterinario Recursos Animales en caso de problemas y siga las pautas de tratamiento recomendadas. Inyectar animales con un agente analgésico (buprenorfina 0.05 a 1 mg / kg sc) para tratar el dolor perioperatorio, según sea necesario. Hemorragia intracraneal puede ser más frecuente con el uso de medicamentos para el dolor no esteroideos (carprofeno, 5-10 mg / kg, sc o ketoprofeno, 2-5 mg / kg, sc) a fin de utilizar la buprenorfina perioperatorio de cirugía intracraneal. 4. Aparato operante Utilice plástico y acero inoxidable cámaras de acondicionamiento operante contenida dentro de los recintos de atenuación de sonido para ejecutar los experimentos de comportamiento. Equipa cada recinto con un extractor de aire para suministrar ventilación y noi blancosí para enmascarar los sonidos extraños. Utilice un ordenador personal y un sistema de interfaz de software de comportamiento para programar los procedimientos y recoger los datos experimentales. Configuración general Equipar cada cámara experimental con dos palancas de respuesta montados en una pared de la cámara con una luz de estímulo situado por encima de cada palanca. Designar una de las palancas de la palanca "activa" para que el resultado es una consecuencia programada cuando se presiona. Programar una luz estímulo situada justo encima de la palanca de respuesta activa para iluminar durante cada sesión operante, lo que indica la disponibilidad de drogas. Tener una respuesta en el resultado palanca activa en una entrega de infusión de metanfetamina (0,05 mg / kg / infusión en 100 l NaCl al 0,9%) durante 2,8 seg acompañado por la luz de la casa en la pared opuesta sucediendo durante 5 segundos y la luz de estímulo va OFF durante un tiempo muerto de 30 segundos. Cuente las respuestas en la palanca activa pero no deben tener conse programadaconsecuencias durante el período de tiempo de espera de 30 segundos. Para finalizar, las respuestas en la palanca inactiva pero no debería tener consecuencias programadas. 5. intravenosa (IV) La metanfetamina Auto-Administración Procedimiento Preparativos generales Cargar ratas en las cámaras operantes tan rápida y tranquilamente como sea posible para minimizar los artefactos de comportamiento. Adjuntar una correa resorte de acero inoxidable a la cánula guía en la espalda del roedor y un eslabón giratorio de fluido a prueba de fugas suspendida encima de la cámara operante. Asegurar la integridad de la tubería de conexión de la pieza giratoria a la jeringa de drogas 20 ml en una bomba accionada por motor situado fuera del recinto de atenuación de sonido. Para ello, empuje el tubo de conexión de plástico al menos ¼ de pulgada en la punta giratoria de metal y la punta de la aguja de la jeringa de drogas hasta que no se deslice con tracción moderada. Counter-equilibrar el montaje giratorio y la correa para permitir el m relativamente sin restriccionesovement del animal. Realizar sesiones operantes aproximadamente a la misma hora todos los días de lunes a viernes. Adquisición Con el fin de facilitar la rápida adquisición de metanfetamina IV autoadministración, las ratas se ejecutan en sesiones diarias de 6 h durante cuatro a cinco días consecutivos. Llevar a cabo estas sesiones en una relación fija cronograma FR-1 + 30 seg de reinforcementduring el que las ratas reciben una perfusión de metanfetamina IV para cada presión en la palanca activa seguido de un 30 seg de tiempo de espera (por ejemplo, no hay señal o la recompensa se ​​producen consecuencias presionando de cualquiera de las palancas). Nota: Este acceso prolongado e inicial "fácil" se traducirá en la mayoría de los roedores que adquieren la droga significativa teniendo un comportamiento en menos de o igual a una semana (Figura 3). Mantenimiento Durante la segunda semana de entrenamiento, las ratas correr en sesiones diarias de 2 h de lunes a viernes para mantener y perfeccionar metam IVautoadministración anfetamina. Sesiones de Conducta en una relación fija FR-1 + 30 seg horario de tiempo de espera de refuerzos. Documento estable, intenso responder cuando el número total de presentaciones de metanfetamina a través de cada sesión varía menos de 10% durante tres sesiones consecutivas (Figura 4) y el número acumulado de infusiones a través de la primera 30-min es mayor que el número acumulado de infusiones durante la segundo 30-min (Figura 5). Nota: Este criterio asegura que las ratas desarrollan un patrón de carga del fármaco al principio de la sesión que indica la conducta adictiva 19 y el uso no simplemente casual. Post-Sesión Al final de cada sesión, desconecte la correa de la parte posterior del roedor. Lave el catéter con 0,1 ml de solución salina al 0,9% que contiene 800 UI de estreptoquinasa para prevenir los coágulos sanguíneos. Inserte un obturador en cada cánula guía para evitar la obstrucción antes de devolver el rats a las jaulas. Prueba de la permeabilidad de los catéteres inmediatamente después del final de cada sesión experimental los miércoles durante todo el curso del experimento. Preparar una jeringa de 3 cc, con una aguja de 22 G, que contiene solución salina heparinizada bacteriostática para probar la permeabilidad del catéter. Conecte un extremo de un pedazo largo de 4 a 6 pulgadas de tubo de plástico de la aguja y el otro extremo al poste metálico del conjunto de catéter-cánula sobre el lomo del animal. Infundir 0,1 a 0,2 ml de solución salina para asegurar un flujo claro y tire del émbolo de la jeringa hacia atrás. Si el catéter es patente, lo que debería tanto al ras con facilidad y retroceder en la sangre que será visible en el tubo. Soltar el émbolo y infundir otros 0,2 ml para eliminar toda la sangre a través del catéter. Si la sangre no se puede retirar, luego retire la jeringa de 3 cc y el tubo del poste de metal. Preparar una jeringa de 1 cc, con una aguja de 22 G, que contiene sodio metohexital, una acción rápidaanestésico, a una mayor permeabilidad del catéter prueba. Conecte un extremo de un pedazo largo de 4 a 6 pulgadas de tubo de plástico de la aguja y el otro extremo al poste metálico del conjunto de catéter-cánula sobre el lomo del animal. Infundir 1,5 mg y rápidamente retirar la jeringa de 1 cc y el tubo del poste de metal en el lomo del animal. Vuelva a conectar la jeringa de 3 cc llena con solución salina heparinizada bacteriostática e infundir 0.1 – 0.2 ml. Si el animal pierde el tono muscular a menos de 3 segundos, a continuación, el catéter es patente y funcional. Ver el Archivo Suplementario "Errores Comunes" para una sección trampas que aborda las reacciones adversas a la metanfetamina, la falta de adquisición metanfetamina auto-administración, y la dificultad de extracción de rata. 6. Estimulación Cerebral Aparato Utilice 10 a 12 cajas de plexiglás (12 x 18 x 18 in) (An) para ejecutar los experimentos de DBS. Cubra cada caja en el exterior con opaca tiesoel papel que cubre la parte posterior y los lados de la caja para evitar que las ratas puedan ver o interactuar con los demás. Deje el panel frontal clara al descubierto lo que el examinador puede ver los animales durante las sesiones de estimulación. Cubrir la parte superior de las cajas con un panel semi-permeable que evita que las ratas se escape al tiempo que permite el flujo de aire. Utilice este panel para apoyar los conmutadores que se encuentran por encima de cada caja para facilitar la conexión eléctrica entre el casquillo de la cabeza de roedores y el sistema de estimulación. Utilice un sistema de estimulación que puede entregar corriente constante a varios animales simultáneas para los experimentos de DBS. Utilice un sistema que consiste en una interfaz programable de señal digital de procesador / comunicaciones del usuario, un estimulador, un paquete de baterías estimulador, una caja de distribución de canales, y el software que lo acompaña (Ver Hoja de Materiales). Utilice cables de medida de longitud para conectar puertos del canal del estimulador al pedestal electrónica superiores de cada commutato. Nota: La longitud necesaria dependerá de cada laboratorio. Estos cables se encuentran fuera de la zona de los animales y no tienen que ser cubiertos en la primavera de acero inoxidable. Conecte el pedestal electrónica inferior del colector al pedestal electrodo implantado en la tapa de la cabeza del roedor usando 16-en los cables cubiertos de resorte de acero inoxidable. Asegúrese de que los cables son lo suficientemente largos para permitir la libre circulación de todas las áreas del recinto sin tensión significativa en la tapa de la cabeza. Nota: Un cable que termina más o menos donde la cabeza de la rata sería al estar de pie en los cuatro pies suele ser adecuada. Estimulación Cerebral Programación Utilice un ordenador y la programación de software personal para programar los parámetros de estimulación (por ejemplo, la forma de onda, frecuencia, ancho de pulso, retardo entre estímulos, la amplitud de corriente) y recoger los datos experimentales. El uso de un lenguaje de programación visual, especificó que funciona cada dispositivo llevará a cabo para satisfacer las expepuntos finales mentales y que los datos se almacenan y / o proyectadas para la visualización en tiempo real. Los comandos que se ejecutan este proyecto en particular se demuestran en la Figura 1. Especificar la frecuencia deseada, ancho de pulso, y la amplitud en el panel de control visual (Figura 2) antes del inicio del experimento. Los parámetros típicos para la estimulación de alta frecuencia en las ratas son similares a los utilizados en la estimulación profunda del cerebro humano clínico: frecuencia de 130 Hz to180, ancho de pulso de 60 a 90 mseg, y la amplitud de corriente de 100-250 mu 4,8-10. Nota: Un menor corriente se utiliza en los roedores debido a su reducido tamaño en comparación con el de los primates. 7. Procedimiento de Estimulación Cerebral Profunda Para cargar las ratas en las cajas, conecte el cable de resorte de acero inoxidable desde el colector a cada pedestal electrodo en la tapa de la cabeza. Prueba de la impedancia de cada electrodo mediante la ejecución de 5 mu de corriente a una frecuenciade 1000 Hz durante 2 seg. Si la impedancia es igual o inferior a 125 KOhm, a continuación, proceder con el experimento debido a que el electrodo es capaz de entregar la estimulación terapéutica. Si la impedancia es mayor que 125 KOhm, considerar la eliminación del animal a partir del experimento porque la alta resistencia del electrodo puede truncar la corriente a niveles potencialmente sub-terapéuticas. Ejecute las ratas a través de una o dos sesiones simuladas de habituación durante el cual se adjuntan al cable (s) de electrodo, pero no recibir ningún tratamiento activo. Pruebas Mock eliminará cualquier efectos en el comportamiento no específicos. Inmediatamente después de cada sesión de simulacro, el transporte de las ratas a las cajas operantes para el diario de sesiones de 2 horas de metanfetamina IV autoadministración. Ratas contra el equilibrio en dos grupos, una estimulación activa y una cohorte simulada estimulación para que el consumo de drogas de base no es significativamente diferente entre los grupos. Realizar sesión diaria DBSs en la cohorte de roedores durante 5 días durante los cuales reciben ya sea activa la estimulación eléctrica del cerebro o sin estimulación durante 3 horas dependiendo de su asignación a los grupos. Inmediatamente después de cada sesión de DBS, ratas de transporte a las cajas operantes para el diario de sesiones de 2 horas de metanfetamina IV autoadministración. Observar animales cuidadosamente durante al menos una parte de cada sesión de DBS para asegurarse de que la estimulación no está causando alteraciones claras en el comportamiento animal. Si se producen conductas anormales durante / después de la estimulación, tenga cuidado para documentar estas observaciones. Nota: Los autores no han observado alteraciones o cambios en la ingesta de alimentos / agua de comportamiento significativos durante el experimento descrito en este artículo. Alterar la duración del tratamiento DBS, los parámetros eléctricos, y el tiempo entre la sesión de DBS y la sesión operante como sea necesario dependiendo de la hipótesis.