Un metodo generale per la valutazione effetti di stimolazione cerebrale profonda per via endovenosa Methamphetamine Self-Amministrazione

Tutte le procedure sono approvati dalla cura degli animali e del Comitato uso LSUHSC istituzionale e sono state eseguite in conformità ai NIH "Principi di cura degli animali da laboratorio." 1. roditori acclimatazione e la restrizione alimentare Utilizzare ratti Wistar adulti che sono 3 mesi all'inizio dell'esperimento. Ratti Casa singolarmente in gabbie dotati di un'unità a flusso laminare e filtro aria in un AAALAC accreditato struttura di cura degli animali temperatura e umidità controllate su una rovesciata di luce 12 ore / buio ciclo (si spegne a 0600 ore). Fornire acqua e chow roditore serie liberamente fino a quando il peso corporeo sono circa 380-400 g. Successivamente, il cibo-limita ratti e mantenere a 85 al 90% del loro peso corporeo free-alimentare durante le sessioni sperimentali per facilitare l'acquisizione e il mantenimento della risposta alla metamfetamina. Maneggiare roditori in camera gabbia a casa tutti i giorni dall'arrivo in tutto il sperimentalesessioni in modo da registrare il peso corporeo e regolare quotidiano allocazione cibo. Una volta pesi nominali sono raggiunti, preparare chirurgicamente impiantare ogni ratto con un interiore cronica catetere giugulare e gli elettrodi stimolanti intracranici. 2. Vena giugulare Catheterization Catetere Preparazione Preparare una lunghezza di 13 cm di tubo silastic con un diametro interno di 0,012 x 0,025 ', creare una palla di silicone 4 cm da un'estremità del tubo utilizzando tubo in silicone extra e elettrocauterizzazione, e lasciare asciugare all'aria. Immergere l'altra estremità del tubo in un solvente a base limonene derivato da agrumi per qualche minuto e lasciare espandersi. Collegare il tubo espanso di un acciaio inossidabile cannula guida piegata ad angolo retto. Ancorare la base piegata della acciaio guida in acciaio cannula una "piazza di maglia biocompatibile con cemento acrilico dentale 1. Lavare il catetere dentro e fuori con etanolo e wate distillatar. Iniettare aria attraverso il tubo per eliminare le goccioline liquido residuo. Lasciare asciugare O / N. Tecnica sterile Eseguire tutti gli interventi chirurgici in un animale sala operatoria dedicata utilizzando tecniche chirurgiche asettiche. Sterilizzare gli strumenti e gli impianti che utilizzano un autoclave e preparare una zona sterile inserendo carta impermeabile sul tavolo o coperto con un telo sterile (s). Indossare guanti sterili e mantenere tutti gli strumenti, impianti e garza sulla zona sterile durante la procedura. Pulire ogni strumento con un tampone imbevuto di alcool seguita da 20 secondi in uno sterilizzatore tallone tra le procedure quando vengono eseguite più interventi chirurgici. Anestesia Pretrattare ratti con atropina (solfato) (0,04 mg / kg, sq) seguito da pentobarbital (20 – 50 mg / kg, ip) per ottenere l'anestesia. Iniettare animali con sospensione sterile penicillina G procaina (75.000 unità, im) e un agente analgesico (carprofene, 5-10 mg / kg, sc o KEToprofen, 2-5 mg / kg, sc) immediatamente prima di un intervento chirurgico per ridurre le infezioni perioperatorie e dolori, rispettivamente. Verificare la presenza di anestesia adeguata, fornendo un pizzico punta moderata per l'animale e, in caso nessuna risposta, quindi procedere. Applicare il lubrificante occhio in entrambi gli occhi. Chirurgica Preparazione del sito Shave una patch dorsale 2 x 2 cm sulla schiena del topo appena posteriore di una linea che collega le scapole. Shave una patch 1 x 1 cm ventrale, nella regione destra del collo tra l'osso della mascella e lo sterno. Pulire le zone rasate con tamponi imbevuti di alcool seguito da soluzione betadine. Mettere ratto su un telo sterile e lasciare il betadine asciugare prima di procedere. Catetere impianto Effettuare un'incisione parallela a una linea che collega le scapole nella regione midscapular sul retro con un coltello 10-lama. Utilizzare un emostatico per separare la pelle dal tessuto connettivo sottostante per creare un piano per lamaglia di base catetere. Lavare la zona con soluzione salina sterile e coprire con garza sterile prima di accendere il topo sul dorso. Eseguire un'incisione diagonale tra il diritto osso della mascella e lo sterno con un coltello a lama 10. Utilizzare un emostatico per separare la pelle dal tessuto connettivo sottostante per individuare la vena giugulare. Nota: La vena giugulare appare bianco / argento e lucido ed è maggiore nei ratti maschi che nelle femmine. Posizionare una spatola sotto la vena, cravatta una sutura 4-0 di seta delicatamente intorno alla parte superiore (parte prossimale) della vena a vista e spingere indietro la vena nel collo. Separare i tessuti connettivi per creare una tasca superficiale sotto la pelle del collo inferolaterale ma soprattutto il muscolo. Spingere un trequarti sterilizzato dall'incisione collo all'incisione midscapular mediante il tunneling dietro il braccio e verso l'alto. Eseguire il catetere dal retro al collo inserendo un rigido filo guida attraverso il trocar dall'estremità collo e nel catetere distale. Tirare ilfilo guida indietro attraverso all'incisione collo e il catetere distale allegato seguiranno. Isolare la vena giugulare destra su una spatola sollevando la sutura prossimale precedentemente posizionato. Utilizzare un paio di forbici a sfera per fare un piccolo taglio parziale sulla parte superiore della vena. Inserire una pinza curve nell'incisione vena per aprirlo. Mantenere la pinza a parte, ma al suo posto, passare la punta del catetere tra le punte pinze e nella vena di circa 2 – 3 cm dove terminerà al di fuori l'atrio destro. Fissare il catetere legando una sutura di seta 4-0 intorno alla vena distale. Legare il prossimale e distale suture insieme in un nodo "scatola" per aggiungere maggiore stabilità. Lavare il catetere con soluzione salina sterile eparinizzata e tirarsi indietro di sangue per confermare l'impianto di successo. Tagliare le suture 1 – 2 mm sopra i nodi e infilare il restante catetere prossimale sotto la pelle del collo. chiudere con un appropriato di sutura / metodo di tua scelta. Se non absorvengono utilizzate suture Bable o graffette, devono essere rimossi in 10-14 giorni in anestesia generale. Coprire incisione con pomata antibiotica con un cotton-fioc sterili. Ancorare il distale complesso di catetere / cannula guida / maglia al tessuto sottocutaneo posteriore utilizzando suture assorbibili a due angoli opposti della base della maglia. Chiudere l'incisione di nuovo intorno alla cannula guida utilizzando interrotti, suture non assorbibili invertita. Coprire incisione con pomata antibiotica con un cotton-fioc sterili. Cura postoperatoria Lavare il catetere con soluzione salina sterile allo 0,9% eparinizzato utilizzando una siringa da 3 ml e posto un otturatore nella cannula guida per evitare ostruzioni. Lavare il catetere di ogni ratto su una base quotidiana per mantenere la pervietà. Subito dopo la procedura, posizionare il ratto nella sua gabbia casa su una piastra elettrica nella suite chirurgica e osservare fino coscienza e spontaneo ritorno di movimento. Riportare il topo recuperato nella stanza colonia e permettono cinque a sette giorni da passare prima dell'intervento chirurgico intracranica. Pesare, gestire e valutare la loro condizione generale quotidiana, compresa la verifica per l'infezione e valutare i livelli di comportamento animale, l'aspetto e l'attività. Consultare il veterinario Risorse Animal caso di problemi e seguire i regimi di trattamento raccomandato. Iniettare animali con un agente analgesico (carprofene, 5-10 mg / kg, sc o ketoprofene, 2-5 mg / kg, sc) per trattare il dolore perioperatorio, se necessario. 3. intracranico degli elettrodi Preparazione chirurgica Eseguire tutti gli interventi chirurgici in condizioni sterili come descritto nella sezione 2.2. Anestesia Posizionare animale in una camera di induzione di anestesia e fornire isoflurance flusso di gas nella camera a 1.000 – 2.000 ml / min con vaporizzatore fissato al 5%. Una volta che animale è giacente, rimuovere dalla camera un° posto in cono di naso sulla imbottito piattaforma operativa stereotassica. Passare flusso di gas dalla camera a cono e correre a gas con vaporizzatore fissato a 2-3%. Regolare vaporizzatore secondo necessità per mantenere respirazione stabili e nessuna risposta alla stimolazione durante l'intervento chirurgico. Iniettare ratto con la penicillina G procaina sospensione sterile (75.000 unità, im) e un agente analgesico (buprenorfina 0,05-0,5 mg / kg sc) immediatamente prima di un intervento chirurgico per ridurre le infezioni perioperatorie e dolori, rispettivamente. Verificare la presenza di anestesia adeguata, fornendo un pizzico punta moderata per l'animale e, in caso nessuna risposta, quindi procedere. Applicare il lubrificante occhio in entrambi gli occhi. Chirurgica Preparazione del sito Shave parte superiore della testa del ratto e posizionare il ratto in barre orecchio per mantenere la sua testa immobile durante la procedura. Pulire l'area rasata con tamponi imbevuti di alcool seguito da soluzione betadine. Lasciare che il betadine asciugare prima di procedere. Impianto di elettrodi Afferrare il cuoio capelluto tra e leggermente anteriore alle orecchie con una pinza e usare le forbici per tagliare attraverso la base. Questo manuveur rimuoverà una superficie di 1,5 x 1 cm di pelle sopra il mid-cranio. Utilizzare una lama 10 per fare una incisione circonferenziale attraverso il pericranium fino al cranio e una pinza curva per togliere e rimuovere il pericranium. Irrigare l'area con soluzione salina sterile, tamponare il sangue in eccesso e soluzione fisiologica con garza, e consentire il cranio si asciughi completamente in modo che i punti di riferimento ossei, tra cui il bregma, può essere visto chiaramente. Per la chirurgia bilaterale, montare due elettrodi di platino-iridio bipolari, uno in ogni portaelettrodo su entrambi i lati della piattaforma operativa stereotassico. Spostare il primo elettrodo in posizione ~ 1 mm su bregma e scrivere le coordinate stereotassica per la antero-posteriore (AP) e (ML) le posizioni che verranno visualizzate sul display digitale laterale mediale-. In realtà non toccare la punta dell'elettrodo al skull perché l'elettrodo non farà funzionare più. Ripetere questa procedura per l'altro elettrodo. Calcolare il AP finale e ML coordinate basato sulla struttura bersaglio di interesse. Spostare l'elettrodo in questa posizione con la punta appena sopra il cranio avere la iniziale dorsoventrale (DV) coordina sul display digitale. Calcolare la profondità DV finale basato sulla struttura bersaglio di interesse. Nota: Il nucleo accumbens shell stato preso di mira in questo esempio dato il suo coinvolgimento nel comportamento noto farmaco-consummatory 8 utilizzando il seguente stereotassica coordinate relative al bregma: AP ingresso = coordinare [visualizzati digitale coordinare a bregma] + 1.6 Ingresso ML coordinate = [visualizzato digitale coordinata a bregma] ± 2.4 per destra / sinistra Profondità DV = [visualizzato digitale coordinare a superficie del cranio in entrata AP / ML] – 8.5 Segnare la posizione di ingresso proiettata di ciascun elettrodo sulla superficie del cranio con un ma permanenterker. Non urtare o toccare la punta dell'elettrodo durante questa manovra. Utilizzare un giro fresa rivestito palla diamante per praticare un foro 1,4 millimetri ad ogni segno. Fare attenzione a non far precipitare attraverso il cranio nel caveau intracranica con il trapano ad alta velocità. Utilizzare una pinza curve per perforare la dura una volta che il cranio è stato perforato via. Utilizzare una palla diamantata fresa a rosetta per praticare i fori di 0,7 mm di ulteriori quattro posizioni dietro le voci degli elettrodi per il posizionamento di viti cranio. Utilizzare un cacciavite manuale per posizionare quattro viti in acciaio inossidabile 3.2 (lunghezza) mm 0,8 (diametro) x nel cranio, due su ciascun lato della linea mediana. Strettamente garantire queste viti fino a circa metà della loro lunghezza nel cranio, perché sono le grandi infrastrutture che conterrà il tappo cranica in vigore per le prossime settimane e mesi. Inserire delicatamente il primo elettrodo attraverso il suo burrhole nel cervello alla profondità calcolata DV ruotando manualmente la manopola che gestisce la coordinata Zil portaelettrodo. Ruotare la manopola ad una velocità pari a circa 1/2 di giro al secondo per evitare danni indebiti alla punta dell'elettrodo. Assicurarsi che l'elettrodo non tocca il bordo ossea del burrhole quando si entra nel cervello. Fissare il primo elettrodo con colla super-strati sopra il burrhole e le viti posteriori, seguita da cemento dentale. Una volta che questo costrutto si è asciugato completamente, rimuovere l'elettrodo dal supporto. Ripetere l'inserimento e il processo di cementazione per il secondo elettrodo. Applicare il cemento dentale fino al bordo della pelle, ma non si sovrappongono con la pelle perché questo allenta la cranico tappo di cemento lungo termine. Cura postoperatoria Inserire due cappucci di protezione sui piedistalli elettrodi per evitare ostruzioni. Subito dopo la procedura, posizionare il ratto nella sua gabbia casa su una piastra elettrica nella suite chirurgica e osservare fino coscienza e spontaneo ritorno di movimento. Restituisce il ratto recuperato the stanza colonia e permettono cinque giorni di tempo per passare prima di avviare l'esperimento. Pesare, gestire e valutare le condizioni generali dei topi al giorno, compresa la verifica per l'infezione e valutare i livelli di comportamento animale, l'aspetto e l'attività. Consultare il veterinario Risorse Animal caso di problemi e seguire i regimi di trattamento raccomandato. Iniettare animali con un agente analgesico (buprenorfina 0,05-1 mg / kg sc) per trattare il dolore perioperatorio, se necessario. Emorragia intracranica può essere più frequenti con l'uso di farmaci antidolorifici non steroidei (carprofen, 5-10 mg / kg, sc o ketoprofene, 2-5 mg / kg, sc) in modo da utilizzare la buprenorfina nel periodo perioperatorio per la chirurgia intracranica. 4. Apparecchiatura operante Utilizzare plastica e acciaio inox condizionamento operante camere contenuta all'interno di recinti di attenuazione del suono per eseguire gli esperimenti comportamentali. Dotare ogni recinto con una ventola di scarico per la fornitura di ventilazione e noi biancose per mascherare suoni estranei. Utilizzare un personal computer e un sistema di interfaccia software comportamentale per programmare le procedure e raccogliere i dati sperimentali. Generale Set-Up Dotare ogni camera sperimentale con due leve di risposta montate su una parete della camera con una luce stimolo situata sopra ciascuna leva. Designare una delle leve della leva "attiva" in modo che si traduce in una conseguenza programmato quando viene premuto. Programmare un leggero stimolo che si trova direttamente sopra la leva risposta attiva per illuminare durante ogni sessione operante, che indica la disponibilità di droga. Avere una risposta sul risultato della leva attiva in una consegna infusione di metanfetamine (0,05 mg / kg / infusione in 100 ml 0,9% NaCl) oltre 2,8 sec accompagnato dalla luce casa sulla parete di fronte in corso per 5 secondi e la luce di stimolo in corso OFF per un timeout di 30 secondi. Contare le risposte sulla leva attiva ma dovrebbero avere alcun conse in programmaconseguenze durante il periodo di timeout di 30 secondi. Per il completamento, le risposte dei record sulla leva inattivo, ma non dovrebbe avere conseguenze in programma. 5. endovenosa (IV) metamfetamina Self-procedura amministrativa Preparativi generali Caricare i ratti camere operante più rapidamente e con calma il più possibile per ridurre al minimo gli artefatti comportamentali. Fissare un acciaio molla in acciaio guinzaglio al cannula guida sulla schiena del roditore e di una rotazione fluida a perfetta tenuta sospesa sopra la camera operante. Assicurare l'integrità delle tubazioni di collegamento dal girevole alla siringa droga 20 ml in una motopompa situato all'esterno dell'involucro attenuazione sonora. Per fare questo, spingere il tubo di collegamento di plastica almeno ¼ di pollice sulla punta girevole in metallo e la punta ago della siringa di droga fino a quando non scivolerà via con trazione moderata. Contrappeso il gruppo girevole e guinzaglio per consentire m relativamente sfrenatoovement dell'animale. Condurre sessioni operanti circa alla stessa ora ogni giorno Lunedi al Venerdì. Acquisizione Al fine di facilitare una rapida acquisizione del IV metanfetamine auto-somministrazione, ratti eseguito su quotidiane sessioni di 6-hr per quattro o cinque giorni consecutivi. Condurre queste sessioni su un rapporto fisso FR-1 + 30 sec programma di reinforcementduring che ratti ricevono una infusione di IV metamfetamina per ogni pressione sulla leva attiva seguita da 30 secondi di time-out (ad esempio, nessuna indicazione o premiare le conseguenze si verificano con pressatura di entrambi leva). Nota: Questo accesso iniziale "easy" prolungata e comporterà la maggior parte dei roditori acquisizione farmaco significativa tenendo comportamento inferiore o uguale a una settimana (Figura 3). Manutenzione Durante la seconda settimana di formazione, topi corrono su quotidiane sessioni di 2 hr Lunedi al Venerdì per mantenere e perfezionare IV methamphetamine auto-somministrazione. Sessioni condotta su un FR-1 + 30 sec programma timeout rapporto fisso di rinforzo. Documento stabile, intenso blocca quando il numero totale di presentazioni metamfetamina attraverso ogni sessione varia meno del 10% per tre sedute consecutive (Figura 4) e il numero cumulativo di infusioni di tutti i primi 30 min è maggiore del numero cumulativo di infusioni durante la secondo 30 min (Figura 5). Nota: Questo criterio assicura che i ratti sviluppano un modello farmaco-loading all'inizio della sessione che indica comportamenti di dipendenza 19 e utilizzo non semplicemente casuale. Post-Session Al termine di ogni sessione, scollegare il guinzaglio dalla schiena del roditore. Lavare il catetere con 0,1 ml di soluzione fisiologica 0,9% contenente 800 UI streptochinasi per prevenire i coaguli di sangue. Inserire un otturatore in ciascuna cannula guida per prevenire l'ostruzione prima di restituire la rats alle gabbie a casa. Testare la pervietà dei cateteri immediatamente dopo la fine di ogni sessione sperimentale il mercoledì tutto il corso dell'esperimento. Preparare una siringa da 3 cc, con un ago G 22, contenente soluzione fisiologica eparinizzata batteriostatico per verificare la pervietà del catetere. Attaccare un'estremità di un lungo pezzo 4 a 6 pollici di tubo di plastica per l'ago e l'altra estremità al posto metalliche del gruppo catetere cannula sul dorso dell'animale. Infondere 0,1 a 0,2 ml di soluzione fisiologica per garantire un flusso chiaro e quindi disegnare il pistone della siringa posteriore. Se il catetere è di brevetto, dovrebbe sia a filo in modo semplice e tirarsi indietro di sangue che sarà visibile nel tubo. Rilasciare il pistone e infondere un altro 0,2 ml per irrigare tutto il sangue indietro attraverso il catetere. Se il sangue non può essere ritirata, quindi rimuovere la siringa da 3 cc e il tubo dal post metallo. Preparare una siringa da 1 cc, con un ago G 22, che contiene sodio methohexital, una azione rapidaanestetico, ad ulteriore prova del catetere pervietà. Attaccare un'estremità di un lungo pezzo 4 a 6 pollici di tubo di plastica per l'ago e l'altra estremità al posto metalliche del gruppo catetere cannula sul dorso dell'animale. Infondere 1,5 mg e rapidamente rimuovere la siringa 1 cc e tubo dal perno metallico dorso dell'animale. Ricollegare la siringa 3 cc riempita con soluzione salina eparinizzata batteriostatico e infondere 0,1 – 0,2 ml. Se l'animale perde tono muscolare all'interno 3 sec, quindi il catetere è di brevetto e funzionale. Vedere il file supplementare "Trappole Comune" per una sezione trabocchetti che affronta reazioni avverse alla metamfetamina, la mancata acquisizione di metanfetamine auto-somministrazione, e la difficoltà di estrazione di ratto. 6. Brain Stimulation Apparatus Utilizzare 10 a 12 scatole di plexiglass (12 x 18 x 18 in) (LxAxP) per eseguire gli esperimenti DBS. Coprire ogni scatola all'esterno con opaca rigidacarta che copre la parte posteriore ed i lati della scatola per impedire i ratti di visualizzare o interagire con l'altro. Lasciare il pannello anteriore in modo chiaro scoperto l'esaminatore può osservare gli animali nel corso delle sedute di stimolazione. Coprire le cime delle scatole con un pannello semipermeabile che impedisce i ratti fuoriuscita pur consentendo il flusso d'aria. Utilizzare questo pannello per sostenere i commutatori che si trovano sopra ogni casella per facilitare il collegamento elettrico tra il tappo testa roditore e il sistema di stimolazione. Utilizzare un sistema di stimolazione in grado di fornire corrente costante a più animali per gli esperimenti simultanei DBS. Utilizzare un sistema che consiste di un utente programmabile interfaccia Digital Signal Processor / comunicazione, uno stimolatore, una batteria stimolatore, un ripartitore di canale, e il software in dotazione (vedi Materiali Sheet). Utilizzare i cavi su ordinazione di lunghezza per collegare i porti canale del stimolatore al piedistallo elettronica superiore di ogni commutato. Nota: La lunghezza necessaria dipende dal singolo laboratorio. Questi cavi sono al di fuori della zona di animale e non devono essere coperti in molla inox. Collegare il piedistallo elettronica inferiore del commutatore al piedistallo elettrodo impiantato sul tappo testa del roditore con 16-in cavi ricoperti con molla in acciaio inox. Assicurarsi che i cavi siano abbastanza a lungo per permettere la libera circolazione di tutti i settori del recinto senza tensioni significativo sul tappo testa. Nota: Un cavo che termina approssimativamente dove la testa del ratto sarebbe quando sulle quattro piedi è di solito sufficiente. Brain Stimulation Programmazione Utilizzare un computer e programmazione software personale per programmare i parametri di stimolazione (ad esempio, forme d'onda, frequenza, larghezza di impulso, ritardo inter-stimolo, ampiezza della corrente) e raccogliere i dati sperimentali. Utilizzando un linguaggio di programmazione visuale, specificare che funziona ogni dispositivo eseguirà per soddisfare le esperimentiendpoint mentali e quali dati saranno memorizzati e / o progettati per la visualizzazione in tempo reale. I comandi che gestiscono questo particolare progetto sono dimostrate in Figura 1. Specifica la frequenza desiderata, larghezza di impulso, e ampiezza nel pannello di controllo visivo (Figura 2) prima dell'inizio dell'esperimento. I parametri tipici per la stimolazione ad alta frequenza nei ratti sono simili a quelli utilizzati nella stimolazione cerebrale profonda umana clinica: frequenza di 130 a 180 Hz, ampiezza di impulso di 60 a 90 msec, e la corrente ampiezza 100 a 250 μA 4,8-10. Nota: una corrente inferiore è utilizzata nel roditore grazie alle sue dimensioni ridotte rispetto al primate. 7. stimolazione cerebrale profonda Procedura Per caricare i ratti nelle caselle, collegare il cavo molla in acciaio inox dal commutatore ad ogni piedistallo elettrodi sul tappo testa. Testare l'impedenza di ciascun elettrodo eseguendo 5 μA di corrente a frequenzadi 1.000 Hz per 2 secondi. Se l'impedenza è uguale o inferiore a 125 KOhm, quindi procedere con l'esperimento perché l'elettrodo è in grado di fornire una stimolazione terapeutica. Se l'impedenza è maggiore di 125 KOhm, considerare rimuovendo l'animale dall'esperimento perché elevata resistenza dell'elettrodo può troncare la corrente a livelli potenzialmente sub terapeutiche. Eseguire i topi attraverso una o due sedute fittizie per assuefazione durante il quale saranno collegati al cavo dell'elettrodo (s), ma non riceve alcuna terapia attiva. Test Mock eliminerà eventuali effetti comportamentali non specifici. Subito dopo ogni sessione di finto, trasportare i ratti alle caselle operanti per il quotidiano sessione di 2 ore di IV metanfetamine auto-somministrazione. Contrappeso ratti in due gruppi, uno-stimolazione attiva e una coorte sham stimolazione in modo che l'assunzione del farmaco di riferimento non è significativamente diversa tra i gruppi. Eseguire ogni giorno della sessione DBSs sulla coorte roditore per 5 giorni durante i quali ricevono o stimolazione elettrica del cervello attivo o nessuno stimolo per 3 ore a seconda della loro assegnazione di gruppo. Subito dopo ogni sessione di DBS, i ratti di trasporto per le caselle operanti per il quotidiano sessione di 2 ore di IV metanfetamine auto-somministrazione. Osservare animali attenzione durante almeno una parte di ogni sessione DBS per assicurarsi che la stimolazione non è causa di alterazioni evidenti nel comportamento degli animali. Se i comportamenti anomali si verificano durante / dopo la stimolazione, fare attenzione a documentare queste osservazioni. Nota: Gli autori non hanno notato modifiche o cambiamenti di assunzione di cibo / acqua comportamentali significative durante l'esperimento descritto in questo articolo. Modificare la lunghezza del trattamento DBS, i parametri elettrici, e il tempo tra la sessione DBS e la sessione operante come necessario seconda ipotesi.