Een algemene methode voor het evalueren van Deep Brain Stimulation Effecten op Intraveneuze Methamfetamine Self-Administration

Alle procedures zijn goedgekeurd door de LSUHSC Institutional Animal Care en gebruik Comite en werd uitgevoerd in overeenstemming met de NIH uitgevoerd "Principles of proefdier zorg." 1. Knaagdieren Acclimatisering en Voedselkwaliteit Beperking Gebruik volwassen Wistar ratten die 3 maanden bij aanvang van het experiment zijn. Huis ratten afzonderlijk in kooien uitgerust met een laminaire stroming eenheid en het luchtfilter in een temperatuur- en luchtvochtigheid gecontroleerde, AAALAC-geaccrediteerde dier zorgcentrum op een omgekeerde 12-uur licht / donker-cyclus (lichten uit op 0600 uur). Zorg voor water en standaard knaagdieren chow vrij tot lichaamsgewicht ongeveer 380-400 g. Vervolgens food-beperken ratten en bij 85 tot 90% van hun vrije-feeding lichaamsgewichten houden tijdens de experimentele sessies aanschaf en onderhoud van de respons op methamphetamine vergemakkelijken. Omgaan met knaagdieren in de kooi kamer dagelijks van aankomst gedurende de experimentelesessies om het lichaamsgewicht op te nemen en de dagelijkse toewijzing voedsel aan te passen. Zodra doelgewichten worden bereikt, voor te bereiden op chirurgisch implanteren elke rat met een chronische inwonende halsader katheter en intracraniële stimulerende elektroden. 2. halsader Catheterization Katheter Voorbereiding Bereid een 13 cm lengte van de silastic buis met een binnendiameter van 0,012 x 0,025 ', het creëren van een siliconen bal 4 cm van het ene uiteinde van de slang met behulp van extra siliconen slangen en elektrocauterisatie, en laat aan de lucht drogen. Dompel het andere uiteinde van de slang in een oplosmiddel op basis van limoneen afgeleid van citrusvruchten enkele minuten laten breiden. Sluit de geëxpandeerde buis met een roestvrijstalen geleidingscanule gebogen onder een rechte hoek. Veranker de gebogen basis van de roestvrijstalen gids canule naar een 1 "vierkant van biocompatibel mazen met tandheelkundige acryl cement. Spoel de katheter binnen en van buiten met ethanol en gedestilleerd water. Spuit de lucht door de buis te overblijvende vloeistofdruppels elimineren. Laten drogen O / N. Steriele techniek Voer alle operaties in een speciale dier chirurgische suite met behulp van aseptische chirurgische technieken. Steriliseren van instrumenten en implantaten met behulp van een autoclaaf en voor te bereiden een steriele omgeving door het plaatsen van waterbestendig papier op de OR tafel bedekt met een steriele handdoek (s). Draag steriele handschoenen en al instrumenten, implantaten en chirurgische gaas op het steriele gebied tijdens de procedure. Veeg elk instrument met een alcoholdoekje, gevolgd door 20 sec in een kraal sterilisator tussen procedures wanneer meerdere operaties worden uitgevoerd. Anesthesie Voorbehandelen ratten met atropine (sulfaat) (0,04 mg / kg, sq) gevolgd door pentobarbital (20 – 50 mg / kg, ip) de anesthesie te bereiken. Injecteer dieren met steriele penicilline G procaine suspensie (75.000 eenheden im) en een analgeticum (carprofen, 5 – 10 mg / kg, sc of ketoprofen, 2 – 5 mg / kg, sc) onmiddellijk vóór een chirurgische ingreep PO infecties en pijn te verminderen, resp. Controleer voor adequate anesthesie door het leveren van een gematigde teen knijpen om het dier en, als er geen reactie optreedt, ga dan verder. Breng oogzalf aan beide ogen. Chirurgische Site Voorbereiding Scheren een 2 x 2 cm dorsale pleister op de rug van de rat juist achter een lijn tussen de schouderbladen. Scheren een 1 x 1 cm ventrale patch in de juiste halsgebied tussen het kaakbot en het borstbeen. Veeg de geschoren gebieden met alcohol pads, gevolgd door betadine oplossing. Plaats rat op een steriele handdoek en laat de betadine drogen alvorens verder te gaan. Katheter Implantatie Maak een insnijding parallel aan een lijn tussen de schouderbladen in de midscapular regio op de rug met een 10-mes. Gebruik een hemostaat om de huid te scheiden van het onderliggende bindweefsel een vliegtuig voor het creërenmesh katheter basis. Irrigeren het gebied met steriele zoutoplossing en dek af met een steriel gaasje voorafgaand aan het draaien van de rat op zijn rug. Maak een diagonale incisie tussen rechts kaakbot en het borstbeen met een 10-mes. Gebruik een hemostaat om de huid te scheiden van het onderliggende bindweefsel de halsader lokaliseren. Opmerking: de halsader verschijnt wit / zilver en glanzend en is groter bij mannelijke ratten dan bij vrouwen. Plaats een spatel onder de ader, das een 4-0 zijden hechtdraad voorzichtig rond de top (proximale deel) van de blootgestelde ader en duw de ader terug in de nek. Scheid het bindweefsel om een ​​oppervlakkige zak te creëren onder de inferolateral nek huid, maar boven de spier. Duwen een gesteriliseerde trocar van de hals incisie aan de midscapular incisie door ondertunneling achter de arm en naar boven. Voer de catheter van achter naar de nek door het inbrengen van een stijve geleidedraad omhoog door de trocar vanaf het uiteinde nek en in het distale katheter. Trek debegeleiden draad terug door aan de nek incisie en de bijgevoegde distale katheter zullen volgen. Isoleer de rechter halsader over een spatel door omhoog te trekken op de eerder geplaatste proximale hechtdraad. Gebruik een bal schaar om een ​​kleine gedeeltelijke snee aan de bovenzijde van de ader te maken. Plaats een gebogen pincet in de ader incisie om het te openen. Houden de tang uit elkaar, maar in de plaats, langs de katheter tip in tussen de tang tips en in de ader ongeveer 2-3 cm, waar het buiten de rechter atrium zal beëindigen. Zet de katheter door koppelverkoop een 4-0 zijden hechtdraad rond de distale ader. Bind de proximale en distale hechtingen samen in een "box" knoop om extra stabiliteit te voegen. Spoel de katheter met gehepariniseerde steriele zoutoplossing en zuig bloed succesvolle implantatie bevestigen. Trim de hechtingen 1-2 mm boven de knopen en stop de resterende proximale catheter onder het nekvel. sluiten met een geschikte hechtdraad / methode van uw keuze. Als non-Opname inbable hechtingen of nietjes worden gebruikt, moeten ze in 10-14 dagen onder algemene verdoving worden verwijderd. Bedekken incisie met antibiotische zalf met een steriele katoenen tip applicator. Verankeren van de distale katheter / gids canule / mesh montage aan de onderhuidse weefsel met behulp van back absorbeerbare hechtingen in twee van de tegenoverliggende hoeken van de spiraalbodem. Sluit de achterkant incisie rond de gids canule met onderbroken, niet-geïnverteerde absorbeerbare hechtingen. Bedekken incisie met antibiotische zalf met een steriele katoenen tip applicator. Postoperatieve zorg Spoel de katheter met gehepariniseerde 0,9% steriele zoutoplossing met een spuit 3 ml en plaats een obturator in de geleidingscanule om verstopping te voorkomen. Spoel de katheter elke rat op een dagelijkse basis om openheid te handhaven. Onmiddellijk na de procedure, plaats de rat in zijn kooi dan een verwarmingselement in de chirurgische suite en observeer tot bewustzijn en spontane beweging terug. Zet de herstelde rat naar de kolonie kamer en laat vijf tot zeven dagen te gaan voordat intracraniële operatie. Wegen, behandelen, en hun algemene conditie dagelijkse beoordelen, inclusief de controle op infectie en evalueren van het gedrag van dieren, het uiterlijk en de mate van activiteit. Raadpleeg de Animal Resources dierenarts als er zich problemen voordoen en volg alle aanbevolen behandelingen. Injecteer dieren met een pijnstillend middel (carprofen, 5 – 10 mg / kg, sc of ketoprofen, 2 – 5 mg / kg, sc) met perioperatieve pijn zoals nodig. 3. Intracraniële Elektrodeplaatsing Chirurgische Voorbereiding Voer alle operaties onder steriele omstandigheden zoals beschreven in paragraaf 2.2. Anesthesie Plaats dier in een anesthesie inductie kamer en zorgen voor isofluraan gasstroom in de kamer op 1000 – 2000 ml / min met het vastgesteld op 5% verdamper. Zodra dier ligfiets, verwijderen uit een kamere plaats in neuskegel op gewatteerde stereotactische besturingsplatform. Schakelen gasstroom van kamer naar neuskegel en lopen gas met verdamper ingesteld op 2-3%. Pas vaporizer behoefte om stabiele ademhaling en geen reactie op stimulatie tijdens de operatie te handhaven. Injecteer rat met steriele penicilline G procaine suspensie (75.000 eenheden im) en een analgeticum (buprenorfine 0,05 tot 0,5 mg / kg sc) onmiddellijk voorafgaand aan chirurgie om infecties en perioperatieve pijn te verminderen, resp. Controleer voor adequate anesthesie door het leveren van een gematigde teen knijpen om het dier en, als er geen reactie optreedt, ga dan verder. Breng oogzalf aan beide ogen. Chirurgische Site Voorbereiding Scheer de bovenkant van het hoofd van de rat en plaats de rat in het oor bars zijn hoofd onbeweeglijk tijdens de procedure te houden. Veeg het geschoren gebied met alcohol pads, gevolgd door betadine oplossing. Laat de betadine drogen alvorens verder te gaan. Elektrode Implantatie Pak de hoofdhuid tussen en iets anterior om de oren met een tang en gebruik een schaar over de basis te snijden. Dit manuveur zal een 1,5 x 1 cm gebied van de huid te verwijderen boven het midden van de schedel. Gebruik een 10-blade een omtrek incisie door de pericranium maken tot aan de schedel en een gebogen pincet af te schrapen en verwijder de pericranium. Irrigeren het gebied met steriele zoutoplossing, schar overtollige bloed en zout met gaas, en laat de schedel volledig drogen, zodat de benige monumenten, waaronder de bregma, is duidelijk te zien. Bilaterale chirurgie, zet twee bipolaire platina-iridium elektroden, één in elk elektrodehouder aan weerszijden van de stereotactische werkplatform. Beweeg de eerste elektrode in positie ~ 1 mm over de bregma en schrijf de stereotactische coördinaten van de anterior-posterior (AP) en mediaal-laterale (ML) posities, die op de digitale display weergegeven. Niet echt contact met de elektrode naar het skull omdat de elektrode niet meer functioneren. Herhaal deze procedure voor de andere elektrode. Bereken de uiteindelijke AP en ML coördinaten op basis van de beoogde structuur van belang. Verplaats de elektrode om deze positie de punt net boven de schedel van de oorspronkelijke dorsoventrale (DV) coördinaten te verkrijgen op het digitale display. Bereken de uiteindelijke DV diepte gebaseerd op de beoogde structuur van belang. Opmerking: de nucleus accumbens shell was gericht in dit voorbeeld gezien de bekende betrokkenheid in drug-consummatory gedrag 8 met behulp van de volgende stereotactische coördinaten ten opzichte van bregma: AP ingang coördineren = [Digitaal weergegeven coördinatie op bregma] + 1,6 ML ingang coördinaat = [Digitaal weergegeven coördinatie op bregma] ± 2,4 voor rechts / links DV diepte = [Digitaal weergegeven coördineren op de schedel oppervlak AP / ML ingang] – 8.5 Markeer het geprojecteerde invoerpositie van elke elektrode op het oppervlak van de schedel met een permanent marker. Niet stoten of raak tip van de elektrode tijdens deze manoeuvre. Gebruik een ronde bal diamant gecoat braam een ​​1,4 mm gat te boren in elke markering. Wees niet te storten door de schedel in de intracraniële kluis met de high-speed boor. Gebruik een gebogen tang om de dura doorboren zodra de schedel is geboord weg. Gebruik een ronde bal diamant gecoat braam tot 0,7 mm gaten in een extra vier plaatsen achter de inzendingen elektrode voor de plaatsing van de schedel schroeven. Gebruik een handmatige schroevendraaier vier 0,8 (diameter) x 3,2 (lengte) mm roestvrijstalen schroeven plaatsen in de schedel, twee aan elke zijde van middellijn. Stevig vast deze schroeven tot ongeveer de helft van hun lengte in de schedel, omdat zij zijn de belangrijkste infrastructuur die de craniale dop op zijn plaats zal houden voor de komende weken en maanden. Steek de eerste elektrode door zijn burrhole in de hersenen om de berekende DV diepte door het handmatig draaien van de knop die het beheert Z-coördinaat vande elektrode houder. Draai de knop een snelheid ongeveer gelijk aan 1/2 draai per seconde om onnodige schade aan het uiteinde van de electrode te voorkomen. Zorg ervoor dat de elektrode geeft de benige rand niet aanraken van de burrhole bij het invoeren van de hersenen. Zet de eerste elektrode met behulp van superlijm gelaagd over de burrhole en de achterste schroeven, gevolgd door tandheelkundige cement. Zodra deze constructie volledig droog is, verwijder dan de elektrode uit de houder. Herhaal het inbrengen en cementeren werkwijze voor de tweede elektrode. Solliciteer tandheelkundige cement tot aan de rand van de huid, maar niet overlappen met de huid, omdat deze los van de hersenzenuw cement cap op lange termijn. Postoperatieve zorg Plaats twee stofkapjes over de elektrode sokkels om verstoppingen te voorkomen. Onmiddellijk na de procedure, plaats de rat in zijn kooi dan een verwarmingselement in de chirurgische suite en observeer tot bewustzijn en spontane beweging terug. Zet de herstelde rat aan The kolonie kamer en laat vijf dagen te gaan voordat het experiment. Wegen, behandelen, en algemene conditie van de ratten dagelijks evalueren, inclusief de controle op infectie en evalueren van het gedrag van dieren, het uiterlijk en de mate van activiteit. Raadpleeg de Animal Resources dierenarts als er zich problemen voordoen en volg alle aanbevolen behandelingen. Injecteer dieren met een pijnstillend middel (buprenorfine 0,05-1 mg / kg sc) op perioperatieve pijn zoals nodig. Intracraniële bloeden kan gepaard gaan met het gebruik van niet-steroïdale pijnstillers (carprofen, 5 – 10 mg / kg, sc of ketoprofen, 2 – 5 mg / kg, sc) dus gebruik buprenorfine perioperatief voor intracraniële chirurgie. 4. Operante Apparatuur Gebruik plastic en roestvrij staal operante conditionering kamers bevat binnen-geluiddempende behuizing om de gedrags-experimenten uit te voeren. Outfit elke behuizing met een ventilator aan ventilatie en witte noi leverense om vreemde geluiden te maskeren. Gebruik een personal computer en een software gedrags interfacesysteem de procedures de experimentele data programmeren en te verzamelen. Algemene Set-Up Uitrusten elke experimentele kamer met twee respons hendels gemonteerd op een muur van de kamer met een stimulus licht boven elke hendel. Wijst één van de hefbomen van de "actieve" hendel, zodat het resulteert in een geprogrammeerde consequentie wanneer ingedrukt. Programmeren van een stimulus licht direct boven de actieve reactie hendel te verlichten tijdens elk operante sessie, met vermelding van de beschikbaarheid van het geneesmiddel. Heeft u een reactie op de actieve hefboom resulteert in een infuus levering van methamphetamine (0,05 mg / kg / infusie in 100 ul 0,9% NaCl) meer dan 2,8 sec vergezeld van het huis licht op de tegenoverliggende muur aan de hand voor 5 sec en de stimulus licht gaan OFF voor een 30-seconden time-out. Rekenen reacties op de actieve hefboom, maar ze moeten niet gepland gevol hebbenties tijdens de 30-seconden time-out periode. Voor de voltooiing moet opnemen reacties op de inactieve hendel, maar ze niet gepland gevolgen hebben. 5. intraveneuze (IV) Methamfetamine Self-Administration Procedure Algemeen Voorbereidingen Ratten lading in de operante kamers zo snel en rustig mogelijk gedragsproblemen artefacten te minimaliseren. Bevestig een roestvrij stalen veer riem aan de gids canule op de rug van het knaagdier en een lekvrije vloeistof draaibaar boven de operante kamer opgehangen. De integriteit van de aansluitslang van de wartel aan de 20 ml spuit geneesmiddel in een motorpomp buiten de geluiddempende omhulling bevindt. Om dit te doen, duw de plastic verbinding buis ten minste ¼ van een duim op de metalen swivel tip en de drug spuit naald totdat het niet zal glijden met matige trekken. Counter-balans van de draaibare en lijnsamenstel relatief ongeremde m toestaanovement van het dier. Voeren operante sessies op ongeveer hetzelfde tijdstip elke dag van maandag tot en met vrijdag. Acquisitie Met het oog op een snelle overname van IV methamfetamine zelfbestuur, lopen ratten op dagelijkse 6-uur-sessies voor vier tot vijf opeenvolgende dagen te vergemakkelijken. Voeren deze sessies op een vaste verhouding FR-1 + 30 sec schema van reinforcementduring die ratten ontvangen een infusie van IV methamfetamine voor elke druk op de actieve hendel, gevolgd door een 30 seconden time-out (bijvoorbeeld geen cue of belonen gevolgen optreden bij het ​​indrukken van een van beide hefboom). Opmerking: Deze eerste verlengde en "easy" access resulteert in de meeste knaagdieren verwerven significante doping gedrag ten hoogste één week (figuur 3). Onderhoud Tijdens de tweede week van de opleiding, lopen ratten op dagelijkse 2-uur-sessies van maandag tot vrijdag te behouden en te verfijnen IV methamnatriumphetamine zelftoediening. Gedrag sessies over een vaste verhouding FR-1 + 30 sec time-out schema van de wapening. Document stabiele, intense reageert wanneer het totale aantal methamphetamine presentaties over elke sessie varieert minder dan 10% gedurende drie opeenvolgende sessies (figuur 4) en het cumulatieve aantal infusies over de eerste 30-min groter is dan het cumulatieve aantal infusies tijdens de tweede 30-min (figuur 5). Opmerking: Dit criterium waarborgt dat de ratten ontwikkelen een geneesmiddelbeladingsvermogen patroon aan het begin van de sessie die verslavend gedrag 19 en niet louter toevallig gebruik aangeeft. Post-Session Aan het einde van elke sessie, koppelt de lijn van achter het knaagdier is. Spoel de katheter met 0,1 ml 0,9% zoutoplossing bevattende 800 IU streptokinase om bloedstolsels te voorkomen. Plaats een afsluiter in elke gids canule om verstopping te voorkomen voordat het terugzenden van de rats naar het huis kooien. Test de doorgankelijkheid van de katheter onmiddellijk na het einde van elke experimentele sessie op woensdag in de loop van het experiment. Bereid een 3 cc spuit met een 22 G naald, met gehepariniseerd bacteriostatische zoutoplossing om katheter doorgankelijkheid te testen. Bevestig een uiteinde van een 4 tot 6 inch lang stuk plastic buis om de naald en het andere uiteinde op de metaalpost van het catheter-canulesamenstel op de rug van het dier. Trekken 0,1 tot 0,2 ml zoutoplossing om een ​​duidelijke doorstroming te garanderen en dan trek de zuiger terug. Als de katheter octrooi, het moet zowel flush en gemakkelijk terug te trekken bloed dat zichtbaar is in de slang zal zijn. Laat de zuiger en trekken nog 0,2 ml om al het bloed terug door de catheter te spoelen. Als het bloed niet kan worden ingetrokken, verwijder de 3 cc spuit en slang van de metalen paal. Bereid een 1 cc spuit met een 22 G naald, met methohexital natrium, een snelwerkendeverdoving, om verder te testen katheter doorgankelijkheid. Bevestig een uiteinde van een 4 tot 6 inch lang stuk plastic buis om de naald en het andere uiteinde op de metaalpost van het catheter-canulesamenstel op de rug van het dier. Bezielen 1,5 mg en snel te verwijderen van de 1 cc spuit en slang van de metalen paal op de rug van het dier. Sluit de 3 cc injectiespuit gevuld met gehepariniseerde bacteriostatische zoutoplossing en bezielen 0,1-0,2 ml. Als het dier verliest spiertonus binnen 3 seconden, dan is de katheter octrooi en functioneel. Zie de Aanvullende File "Common valkuilen" voor een deel valkuilen die bijwerkingen van methamfetamine, gebrek aan methamfetamine zelfbestuur verwerven, en extractie rat problemen aanpakt. 6. Brain Stimulation Apparatus Gebruik 10-12 plexiglas dozen (12 x 18 x 18 in) (BxHxD) naar de DBS-experimenten uit te voeren. Bedek elk vak aan de buitenkant met stijve opaquepaper dat de achterkant en de zijkanten van de doos om te voorkomen dat de ratten in het bekijken of interactie met elkaar dekt. Laat het duidelijk frontpaneel blootgelegd zodat de examinator de dieren tijdens de stimulatie-sessies kunt bekijken. Bedek de toppen van de dozen met een semi-permeabel paneel dat de ratten voorkomt het ontsnappen terwijl luchtstroom. Met dit paneel om de commutatoren die zich boven elk vak aan de elektrische verbinding tussen de knaagdieren kopkap en stimulering te vergemakkelijken ondersteunen. Gebruik een stimulatie systeem dat constante stroom kan leveren aan meerdere gelijktijdige dieren voor de DBS-experimenten. Gebruik een systeem dat bestaat uit een programmeerbare digitale signaalprocessor / communicatie-interface, een stimulator, een stimulator batterij, een kanaal splitter doos, en de bijbehorende software (zie Materials Sheet). Gebruik aangepaste lengte kabels kanaal poorten van de stimulator te sluiten op de superieure elektronische voetstuk van elk commutatof. Opmerking: De lengte nodig zullen afhangen van de individuele laboratorium. Deze kabels zijn buiten het dier stippellijn hoeft niet te worden behandeld in roestvrijstalen veer. Sluit de inferieure elektronische voetstuk van de collector aan de geïmplanteerde elektroden voetstuk op het knaagdier hoofd cap met behulp van 16-in kabels bedekt met roestvrij stalen veer. Zorg ervoor dat de kabels lang genoeg zijn om het vrije verkeer op elk gebied van de behuizing mogelijk te maken zonder grote spanning op het hoofd dop. Opmerking: Een kabel die ongeveer eindigt waar de kop van de rat zou zijn wanneer zich op alle vier poten doorgaans voldoende. Brain Stimulation Programming Gebruik een personal computer en software programmering aan de stimulatieparameters (bijv golfvorm, frequentie, pulsbreedte, inter-stimulus vertraging actuele amplitude) en verzamel de experimentele data programmeren. Met behulp van een visuele programmeertaal, welke functies elk apparaat zal uitvoeren om de erva ontmoetenmentale eindpunten en welke gegevens worden opgeslagen en / of verwachte voor weergave in real-time. De commando's die dit project werking gedemonstreerd in figuur 1. Geef de gewenste frequentie, pulsbreedte en amplitude in het zichtbare bedieningspaneel (figuur 2) voor het begin van het experiment. Typische parameters voor hoogfrequente stimulatie bij ratten zijn vergelijkbaar met die in klinische humane diepe hersenstimulatie frequentie van 130 Hz to180, pulsbreedte van 60 tot 90 msec, en de actuele amplitude van 100 tot 250 uA 4,8-10. Opmerking: Een lagere stroom wordt gebruikt bij knaagdieren vanwege de verminderde omvang ten opzichte van de primaat. 7. Deep Brain Stimulation Procedure Aan ratten te laden in de dozen, bevestig de roestvrij stalen veer kabel van de collector naar elke elektrode voetstuk op het hoofd dop. Test de impedantie van elke elektrode door het uitvoeren van 5 uA stroom bij een frequentievan 1000 Hz voor 2 sec. Als impedantie gelijk is aan of kleiner dan 125 KOhm, vervolgens verder met het experiment, omdat de elektrode in staat is therapeutische stimulatie leveren. Als de impedantie groter is dan 125 KOhm, eens het verwijderen van de dieren uit het experiment omdat een hoge weerstand van de elektrode de stroom kan inkorten tot potentieel subtherapeutische niveaus. Voer de ratten door één of twee mock sessies gewenning waarin zij worden bevestigd aan de elektrodekabel (s), maar ontvangt geen actieve behandeling. Mock testen zal elke niet-specifieke gedragseffecten elimineren. Onmiddellijk na elke mock-sessie, vervoeren de ratten aan de operante dozen voor de dagelijkse 2-uur zitting van IV methamfetamine zelf toedienen. Tegenwicht ratten in twee groepen, een actieve-stimulatie en een sham-stimulatie cohort zodat de basislijn inname van het geneesmiddel is niet significant verschillend tussen de groepen. Voeren dagelijks DBS sessies op het knaagdier cohort gedurende 5 dagen waarin zij ontvangen ofwel actieve elektrische hersenstimulatie of geen stimulatie voor 3 uur, afhankelijk van hun groepsopdracht. Onmiddellijk na iedere DBS sessie, transport ratten aan de operante dozen voor de dagelijkse 2-uur zitting van IV methamfetamine zelf toedienen. Observeer dieren voorzichtig gedurende ten minste een deel van elk DBS sessie te zorgen dat de stimulatie is niet duidelijk veranderingen veroorzaken in diergedrag. Als een abnormale gedragingen zich voordoen tijdens / na stimulatie, zorg om deze observaties te documenteren. Opmerking: De auteurs hebben niet gemerkt significante gedragsveranderingen veranderingen of veranderingen in de voeding / wateropname tijdens de in dit artikel beschreven experiment. Verander de lengte van DBS behandeling, de elektrische parameters, en de tijd tussen de DBS sessie en de sessie operante indien nodig, afhankelijk van de hypothese.