Protocoles pour les essais la résistance aux herbicides robuste chez différentes espèces de mauvaises herbes
Summary
A robust and flexible approach to confirm herbicide resistance in weed populations is presented. This protocol allows the herbicide resistance levels to be inferred and applied to a wide range of weed species and herbicides with minor adaptations.
Abstract
Robust protocols to test putative herbicide resistant weed populations at whole plant level are essential to confirm the resistance status. The presented protocols, based on whole-plant bioassays performed in a greenhouse, can be readily adapted to a wide range of weed species and herbicides through appropriate variants. Seed samples from plants that survived a field herbicide treatment are collected and stored dry at low temperature until used. Germination methods differ according to weed species and seed dormancy type. Seedlings at similar growth stage are transplanted and maintained in the greenhouse under appropriate conditions until plants have reached the right growth stage for herbicide treatment. Accuracy is required to prepare the herbicide solution to avoid unverifiable mistakes. Other critical steps such as the application volume and spray speed are also evaluated. The advantages of this protocol, compared to others based on whole plant bioassays using one herbicide dose, are related to the higher reliability and the possibility of inferring the resistance level. Quicker and less expensive in vivo or in vitro diagnostic screening tests have been proposed (Petri dish bioassays, spectrophotometric tests), but they provide only qualitative information and their widespread use is hindered by the laborious set-up that some species may require. For routine resistance testing, the proposed whole plant bioassay can be applied at only one herbicide dose, so reducing the costs.
Introduction
Les herbicides sont la mesure de contrôle des mauvaises herbes les plus largement utilisés, ce qui représente jusqu'à 50% du marché de la protection mondiale des plantes 1. Ils sont des outils relativement bon marché, éviter les pratiques de la culture des sols main-d'œuvre et de temps, et, finalement, aboutir à une production rentable, sûre et rentable alimentaire 2. Cependant, la grande phénologique et la variabilité génétique présente chez de nombreuses espèces de mauvaises herbes, avec une sur-dépendance sur l'utilisation d'herbicides, se traduit souvent par la sélection des populations de mauvaises herbes résistantes aux herbicides. L'introduction d'herbicides sélectifs avec une cible métabolique très spécifique 3-5 a considérablement augmenté le nombre de cas de résistance au fil des ans. À ce jour, 240 espèces de mauvaises herbes dicotylédones (140 et 100 monocotylédones) à travers le monde ont développé une résistance aux différents sites d'herbicides d'action (SoA) 4. Ceci est une préoccupation majeure pour la gestion des mauvaises herbes et plus généralement pour la production agricole durable.
e_content "> La détection précoce de la résistance, basée sur des tests fiables, fréquemment exécutées dans une serre, est une étape clé pour gérer les mauvaises herbes résistantes aux herbicides. Différentes approches ont été développées selon les objectifs, le niveau de précision, le temps et les ressources disponibles nécessaires, comme ainsi que les espèces de mauvaises herbes considérées 6-12. Toutefois, lorsque la confirmation du statut de la résistance d'un nouveau biotype des mauvaises herbes est nécessaire (par exemple, un groupe d'individus qui partagent plusieurs caractéristiques physiologiques, y compris la capacité de survivre un ou plusieurs herbicides appartenant à un groupe particulier est utilisé à une dose qui, normalement, les contrôler), un dosage biologique robuste de la plante entière doit être effectuée dans un environnement contrôlé 4, 11.Un biotype est rarement résistant à un seul herbicide. Chaque biotype est donc caractérisé par un profil de résistance certaine, à savoir, le nombre et le type de SoA des herbicides, il est résistant à, et par une résistance donnéeà chaque niveau 13 herbicide. La détermination précoce et fiable de la tendance de fond ou une résistance multiple 5, 14 est important pour la gestion de la résistance sur le terrain.
Il est à noter que la résistance aux herbicides n'a rien à voir avec la tolérance naturelle que certains présentent des espèces de mauvaises herbes à certains herbicides, par exemple, les espèces de dicotylédones vs herbicides ACCase inhibant, espèces monocotylédones vs 2,4-D, Equisetum arvense vs. glyphosate.
Cet article présente une approche robuste pour tester biotypes résistants aux herbicides putative échantillonnés dans des domaines où un mauvais contrôle par l'herbicide (s) avait été signalée. Variantes pertinentes aux protocoles standards en ce qui concerne les espèces de mauvaises herbes impliqués sont présentés. Les avantages par rapport à d'autres techniques / protocoles basés soit sur des essais biologiques de la plante entière à l'aide de seulement une dose d'herbicide 15, ou le traitement des graines dans des boîtes de Pétri 8 sont liés à la Reliab ultérieureilité et la possibilité de déduire le niveau de résistance en raison de l'inclusion de deux doses d'herbicides dans les expériences. Cependant, pour les tests de résistance de routine, les mêmes méthodes peuvent être appliquées à une seule dose d'herbicide, réduisant ainsi les coûts.
En plus de permettre la confirmation du statut de la résistance, l'information obtenue peut être utilisée à la fois pour optimiser les étapes de recherche suivants et / ou concevoir des stratégies de gestion de la résistance sonores.
Protocol
Representative Results
Discussion
Plusieurs étapes dans les protocoles sont essentiels pour une évaluation réussie de la résistance aux herbicides dans une population: 1) les graines doivent être prélevés à maturité à partir de plantes qui avaient survécu au traitement (s) de l'herbicide. Maturation des graines sur la plante mère est cruciale pour éviter des difficultés dans la germination des graines plus tard; 2) la bonne conservation des semences est recommandé d'éviter la prolifération de moisissures qui pourraient empêcher…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
The research was supported by the National Research Council (CNR) of Italy. The authors thank GIRE members for collecting seed samples and are grateful to Alison Garside for revising the English.
Materials
| Paper bags | Celcar SAS | ||
| Plastic dishes | ISI plast S.p.A. | SO600 | Transparent plastic |
| Sulfuric acid 95-98% | Sigma-Aldrich | 320501 | |
| Non-woven fabric | Carretta Tessitura | Art.TNT17 | Weight 17 gr m–² |
| Chloroform >99.5% | Sigma-Aldrich | C2432 | |
| Agar | Sigma-Aldrich | A1296 | |
| Potassium nitrate >99.0% | Sigma-Aldrich | P8394 | |
| Plastic containers | Giganplast | 1875/M | 600 x 400 x 110 mm |
| Plastic trays | Piber plast | G1210A | 325 x 265 x 95 mm |
| Polystyrene trays | Plastisavio | S24 | 537x328x72 mm, 24 round cells (6×4) |
| Copper sulfate | Sigma-Aldrich | 451657 | |
| Agriperlite | Blu Agroingross sas | AGRI100 | |
| Peat | Blu Agroingross sas | TORBA250 | |
| Germination cabinet | KW | W87R | |
| Nozzles | Teejet | XR11002-VK, TP11001-VH | The second type of nozzles are used only for glyphosate |
| Barcode generator | Toshiba TEC | SX4 | |
| Labels with barcode | Felga | TT20200 | Stick-in labels with rounded corners |
| Barcode reader | Cipherlab | 8300-L | Portable data terminal |
| Bench sprayer | – | – | Built in house |
| HERBICIDES INCLUDED IN THE RESULTS: | |||
| Commercial product | Active ingredient | Company | Comments |
| Altorex | imazamox | BASF | |
| Azimut | florasulam | Dow AgroSciences | |
| Biopower | Bayer Crop Science | Surfact to be used with Hussar WG | |
| Dash | BASF | Surfact to be used with Altorex | |
| Granstar | tribenuron-methyl | Dupont | |
| Gulliver | azimsulfuron | Dupont | |
| Hussar WG | iodosulfuron | Bayer Crop Science | |
| Nominee | bispyribac-Na | Bayer Crop Science | |
| Roundup | glyphosate | Monsanto | |
| Trend | Dupont | Surfact to be used with Granstar and Gulliver | |
| Viper | penoxsulam | Dow AgroSciences | |
| Weedone LV4 | 2,4-D | Isagro | |
References
- Massa, D., Kaiser, Y. I., Andújar-Sánchez, D., Carmona-Alférez, R., Mehrtens, J., Gerhards, R. Development of a geo-referenced database for weed mapping and analysis of agronomic factors affecting herbicide resistance in Apera spica-venti L. Beauv. (Silky Windgrass). Agronomy. 3 (1), 13-27 (2013).
- Powles, S. B., Shaner, D. L. . Herbicides Resistance and World Grains. , 308 (2001).
- Sattin, M. Herbicide resistance in Europe: an overview. Proc. BCPC International Congress. , 131-138 (2005).
- Jasieniuk, M., Le Corre, V. Deciphering the evolution of herbicide resistance in weeds. Trends Genet. 29 (11), 649-658 (2013).
- Heap, I. M. Identification and documentation of herbicide resistance. Phytoprotection. 75 (4), 85-90 (1994).
- Beckie, H. J., Heap, I. M., Smeda, R. J., Hall, L. M. Screening for herbicide resistance in weeds. Weed Technol. 14 (2), 428-445 (2000).
- Tal, A., Kotoula-Syka, E., Rubin, B. Seed-bioassay to detect grass weeds resistant to acetyl coenzyme A carboxylase inhibiting herbicides. Crop Prot. 19, 467-472 (2000).
- Boutsalis, P. Syngenta Quick-Test: a rapid whole-plant test for herbicide resistance. Weed Technol. 15 (2), 257-263 (2001).
- Menchari, Y., et al. Weed response to herbicides: regional-scale distribution of herbicide resistance alleles in the grass weed Alopecurus myosuroides. New Phytol. 171 (4), 861-874 (2006).
- Burgos, N. R., et al. Review: confirmation of resistance to herbicides and evaluation of resistance levels. Weed Sci. 61 (1), 4-20 (2013).
- Owen, M. J., Martinez, N. J., Powles, S. B. Multiple herbicide-resistant Lolium rigidum. (annual ryegrass) now dominates across the Western Australian grain belt. Weed Res. 54 (3), 314-324 (2014).
- Beckie, H. J., Tardif, F. J. Herbicide cross resistance in weeds). Crop Prot. 35, 15-28 (2012).
- Moss, S. R., et al. The occurrence of herbicide-resistant grass-weeds in the United Kingdom and a new system for designating resistance in screening assays. Proc. BCPC Weeds. , 179-184 (1999).
- Baskin, C. C., Baskin, J. M. . Seeds, Ecology, Biogeography and Evolution of dormancy and Germination. , 27-42 (1998).
- Sattin, M., Gasparetto, M. A., Campagna, C. Situation and management of Avena sterilis. ssp. ludoviciana. and Phalaris paradoxa. resistant to ACCase inhibitors in Italy. Proc. BCPC – Weeds. , 755-762 (2001).
- Scarabel, L., Varotto, S., Sattin, M. A European biotype of Amaranthus retroflexus. cross-resistant to ALS inhibitors and response to alternative herbicides. Weed Res. 47 (6), 527-533 (2007).
- Collavo, A., Panozzo, S., Lucchesi, G., Scarabel, L., Sattin, M. Characterisation and management of Phalaris paradoxa. resistant to ACCase-inhibitors. Crop Prot. 30 (3), 293-299 (2011).
- Scarabel, L., Carraro, N., Sattin, M., Varotto, S. Molecular basis and genetic characterisation of evolved resistance to ALS-inhibitors in Papaver rhoeas. Plant Sci. 166 (3), 703-709 (2004).
- Panozzo, S., Scarabel, L., Tranel, P. J., Sattin, M. Target-site resistance to ALS inhibitors in the polyploid species Echinochloa crus-galli. Pestic. Biochem. Phys. 105 (2), 93-101 (2013).
- Sattin, M., Berto, D., Zanin, G., Tabacchi, M. Resistance to ALS inhibitors in rice in north-western Italy. Proc. BCPC. Weeds. , 783-790 (1999).
- Scarabel, L., Berto, D., Sattin, M. Dormancy breaking and germination of Alisma plantago-aquatica. and Scirpus mucronatus. Aspects of Applied Biology. 69, 285-292 (2003).
- Collavo, A., Strek, H., Beffa, R., Sattin, M. Management of an ACCase-inhibitor-resistant Lolium rigidum. population based on the use of ALS inhibitors: weed population evolution observed over a 7 years field-scale investigation. Pest Manag. Sci. 69 (2), 200-208 (2013).
- Scarabel, L., Panozzo, S., Savoia, W., Sattin, M. Target-site ACCase-resistant Johnsongrass (Sorghum halepense). selected in summer dicot crops. Weed Technol. 28 (2), 307-315 (2014).
- Hess, M., Barralis, H., Bleiholder, H., Buhur, L., Eggers, T., Hack, H., Strauss, R. Use of the extended BBCH scale – general for the description of the growth stages of mono- and dicotyledonous weed species. Weed Res. 37 (6), 433-441 (1997).
- Collavo, A., Sattin, M. First glyphosate-resistant Lolium. spp. biotypes found in a European annual arable cropping system also affected by ACCase and ALS resistance. Weed Res. 54 (4), 325-334 (2014).
- Scarabel, L., Cenghialta, C., Manuello, D., Sattin, M. Monitoring and management of imidazolinone-resistant red rice (Oryza sativa. L., var. sylvatica.) in Clearfield® Italian paddy rice. Agronomy. 2 (4), 371-383 (2012).
- Zelaya, I. A., Anderson, J. A. H., Owen, M. D. K., Landes, R. D. Evaluation of spectrophotometric and HPLC methods for shikimic acid determination in plants: Models in glyphosate-resistant and-susceptible crops. J. Agric. Food Chem. 59 (6), 2202-2212 (2011).
