Summary

Ein enzymatisches Verfahren zur mesenchymalen Stammzellen aus Knochenmarkproben Clotted Rettung

Published: April 12, 2015
doi:

Summary

Mesenchymal stem cells are usually obtained from bone marrow and require expansion culture. When samples clot before processing, a protocol using the (enzymatic) thrombolytic drug urokinase can be applied to degrade the clot. Thus, cells are released and available for expansion culture. This protocol provides a rapid and inexpensive alternative to resampling.

Abstract

Mesenchymal stem cells (MSCs) – usually obtained from bone marrow – often require expansion culture. Our protocol uses clinical grade urokinase to degrade clots in the bone marrow and release MSCs for further use. This protocol provides a rapid and inexpensive alternative to bone marrow resampling. Bone marrow is a major source of MSCs, which are interesting for tissue engineering and autologous stem cell therapies. Upon withdrawal bone marrow may clot, as it comprises all of the hematopoietic system. The resulting clots contain also MSCs that are lost for expansion culture or direct stem cell therapy. We experienced that 74% of canine bone marrow samples contained clots and yielded less than half of the stem cell number expected from unclotted samples. Thus, we developed a protocol for enzymatic digestion of those clots to avoid labor-intense and costly bone marrow resampling. Urokinase – a clinically approved and readily available thrombolytic drug – clears away the bone marrow clots almost completely. As a consequence, treated bone marrow aspirates yield similar numbers of MSCs as unclotted samples. Also, after urokinase treatment the cells kept their metabolic activity and the ability to differentiate into chondrogenic, osteogenic and adipogenic lineages. Our protocol salvages clotted blood and bone marrow samples without affecting the quality of the cells. This obsoletes resampling, considerably reduces sampling costs and enables the use of clotted samples for research or therapy.

Introduction

Mesenchymale Stammzellen (MSCs) spielen eine wichtige Rolle in der regenerativen Medizin und des Tissue Engineering. Sie können Migration, Differenzierung in verschiedene Zelltypen 1 und einprägen, die ihnen die idealen Kandidaten für autologe Therapien 2,3 macht. In letzter Zeit, klinischen Studien mit MSCs für Knochen- und Knorpelreparatur, Graft-versus-Host-Erkrankung oder Herzerkrankung wurden eingeführt 4. Diese MSCs aus der Nabelschnur oder Fettgewebe gewonnen werden, sondern die vielversprechendsten Ergebnisse wurden aus dem Knochenmark stammenden Stammzellen 5 erhalten.

Der Beckenkamm ermöglicht, eine beträchtliche Menge von Knochenmark gesammelt und dient daher als Hauptstelle der Aspiration 6. Die Qualität des Aspirat nimmt jedoch mit zunehmendem Volumen von Knochenmark entnommen. Während die ersten 5 ml Knochenmarkaspirat enthält MSCs von hoher Qualität, Entzug von größeren Mengen führt zu einer Verwässerung des absaugen mit peripheren Blut fROM Die gefäßKnochen 7. Aufgrund der gegenwärtigen Megakaryozyten-Plättchen sind Knochenmarkaspiraten anfällig für die Blutgerinnung, es sei denn, Antikoagulanzien eingesetzt werden. Aber auch mit Antikoagulantien kann Blutgerinnsel auftreten.

Im Knochenmark-MSCs stellen nur einen kleinen Anteil der Gesamtzellpool 8 und haben in Kultur für die meisten Gewebezüchtung oder therapeutische Anwendungen 4 erweitert werden. Die Qualität einer solchen Kultur hängt weitgehend von der ursprünglichen Zellpool, dh., Vielfalt und eine hohe Startnummer 9. Niedrige Werte von MSCs aus Entnahmen kann teilweise durch Spendervariabilität erklärt werden. Auf der anderen Seite, MSCs von niedriger Qualität Proben erfordern längere Zeit in der Kultur und erweitert Passage, um die gewünschte Anzahl von Zellen zu erreichen. In jedem Fall ist verlängert Passagierung eine Quelle von Zellalterung und kann zum Verlust der Differenzierungspotential 10 führen. Daher optimierte Protokolle, Zell y maximieren könnenield und verhindert nachteilige Effekte entwickelt 11,12 werden müssen.

Als wir begannen, mit Hunde-MSCs zu arbeiten, waren wir erstaunt zu sehen, dass etwa drei von vier Hundeknochenmarkproben enthalten Blutgerinnsel, während glücklicherweise geronnen Humanproben (jede zehnte) wurden weniger häufig. Auf der anderen Seite war es keine Überraschung, dass wir viel niedrigeren Renditen von MSCs aus geronnenen Proben beobachtet. Um die wiederkehrende Frage der geronnenen Proben zu lösen, haben wir das Protokoll entwickelt, mit dem Thrombolytikum Urokinase anstelle von Resampling.

Thrombolytische Therapien lebensbedrohlichen Situationen wie Verschluss von Blutgefäßen verursacht Herzinfarkt, Schlaganfall oder Embolien aufgrund unerwünschter Blutgerinnung entgegenwirken. Sie wirken, indem sie den Abbau der Thromben durch enzymatische Spaltung von Fibrin durch Plasmin und Enzym Plasminogenaktivatoren. Trotz der breiten Verwendung zur Behandlung von Patienten, existieren nur sehr wenige Veröffentlichungen, die verwendet thrombolytischen Aktivitätenfür Laboranwendungen bis geronnenen Proben zu retten, vor allem mit Schwerpunkt auf Lymphozyten. 1987 Nikus et al. beschrieben die Verwendung von Streptokinase zur Auflösung von Blutgerinnseln, was zu Funktions Lymphozyten 13 und vier Jahre später, De Vis et al. erweitert die Verwendung von Streptokinase Leukämiezellen aus Blut und Knochenmark für die Durchflusszytometrie-Anwendungen 14 zu isolieren. Eine neuere Veröffentlichung schlägt die Verwendung von Alteplase für die Krebsdiagnostik 15. Während der Verwendung des gleichen Enzym Ansatz konzentriert sich unser Protokoll für die Isolierung von multi MSCs Form Knochenmark, um ein Werkzeug für Forscher in der Stammzell-Bereich bieten.

Protocol

HINWEIS: Human Knochenmarkaspiraten aus dem Beckenkamm wurden vom mündigen Spender mit Zustimmung der Ethikkommission des Kantons Luzern gesammelt. Canine Knochenmarkaspiraten aus dem Beckenkamm wurden mit Hundebesitzers consent.Human gesammelt (ca. 20 ml) und Hunde (ca. 10 ml) Knochenmarkaspiraten waren antikoaguliert durch Zugabe von 15 ml 3,8% Natriumcitrat unmittelbar nach dem Rückzug im Operationssaal. Die Proben wurden auf die Laborumgebung zum Verarbeiten der gleiche Tag wie zurückführt. <p class="jove_ti…

Representative Results

Die Tatsache, dass 74% der Hundeknochenmarkproben (n = 54) enthalten sind Blutgerinnsel, wenn sie in unserem Labor (1A) kam zusammen mit verringerter MSC Erträge aus diesen Proben, hat uns davon überzeugt, dass eine beträchtliche Anzahl von MSCs wurde innerhalb der Blutgerinnsel gefangen . Tatsächlich ist ein einfaches DAPI-Färbung des geschnittenen Nungsmaterial bestätigt die Anwesenheit von kernhaltigen Zellen in hoher Dichte (1B). Dies führt letztlich zu geringe Zahl von MSCs …

Discussion

Routinemäßig wir probieren Knochenmark, während der Patient in der Chirurgie (in unserem Fall vor allem Wirbelsäulenchirurgie), mit dem Vorteil, dass nur wenig zusätzliche Arbeit muss durch das Personal im Operationssaal durchgeführt werden. Auch wenn die Proben mit Natriumcitrat sofort nach Entnahme gemischt wurden viele Proben teilweise geronnen, wenn sie im Labor zur Verarbeitung angekommen. Zu diesem Zeitpunkt würde Resampling zu Clotted Exemplare zu ersetzen eine separate zusätzliche Intervention erforderli…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

This work was supported by the Swiss National Foundation Grant CR3I3_140717/1 and the Swiss Paraplegic Foundation.

Materials

Basal Medium Components
PenStrep 100X Gibco 15140122
Human FGF-basic Peprotech 100-18B
MEM Alpha w/ Nucleoside, w/ stable Glutamine Amimed 1-23S50-I
FBS Heat Inactivated Amimed 2-01F36-I
Amphotericin B Applichem A1907
Adipogenic Medium Components
DMEM-HAM F12 + GlutaMAX Amimed 1-26F09-I
Insulin  Sigma I5500
Rabbit serum  Gibco 16120099
Dexamethasone Applichem D4902
3-Isobutyl-1-methylxanthine Sigma I5879
Biotin  Sigma B4639
Rosiglitazone  Sigma R2408
Pantothenate  Sigma P5155
Oil Red-O  Sigma O0625
Osteogenic Medium Components
L-ascorbic acid 2-phosphate Sigma A8960
ß-glycerophosphate Sigma G9422
Silver nitrate (AgNO3) Sigma S6506
Chondrogenic Medium Components
Biopad – sponge shaped medical device  Euroresearch
L-proline  Sigma P5607
Insulin-Transferrin-Selenium X Gibco 51500056
Human transforming growth factor-β1  Peprotech 100-21
Alcian Blue 8GX Sigma A3157
Nuclear fast red Sigma N8002
Generic
Tri-Sodium citrate dihydrate Applichem A3901
PBS Applichem 964.9100
Urokinase Medac 1976826
0.5% Trypsin-EDTA Gibco 15400054
Giemsa stain Applichem A0885
Formaldehyde Applichem A0877
Sulfuric acid (H2SO4) Applichem A0655
Dimethyl sulfoxide (DMSO) Applichem A1584
Magnesium chloride (MgCl2) Applichem A3618
Guanidine hydrochloride Applichem A1499
Consumables
50 mL reaction tube Axygen SCT-50ML-25-S
10 mL syringe Braun 4606108V
Sterican needle (22G) Braun 4657624
1.7 mL Microtubes Brunschwig MCT-175-C
100 μm cell strainer Falcon 6.05935
sterile forceps Bastos Viegas, SA 489-001
sterile scalpel Braun 5518059
Primaria cell cuture dish Falcon 353803
C-Chip Neubauer Improved Bioswisstech 505050
cell culture flask – Flask T300 TPP 90301
Equipment
Microbiological biosafety cabinet class II Skan 82011500
water bath Memmert 1305.0377
Stripettes Serological Pipette 5ml Corning 4487-200ea
microscope Olympus CKX41
humidified incubator Heracells 240 Thermo scientific 51026331
Heraeus Multifuge 1S-R Thermo scientific 75004331

References

  1. Jiang, Y., et al. Pluripotency of mesenchymal stem cells derived from adult marrow. Nature. 418 (6893), 41-49 (2002).
  2. Uccelli, A., Moretta, L., Pistoia, V. Mesenchymal stem cells in health and disease. Nat Rev Immunol. 8 (9), 726-736 (2008).
  3. Bartholomew, A., et al. Mesenchymal stem cells suppress lymphocyte proliferation in vitro and prolong skin graft survival in vivo. Exp Hematol. 30 (1), 42-48 (2002).
  4. Wang, S., Qu, X., Zhao, R. C. Clinical applications of mesenchymal stem cells. J Hematol Oncol. 5, 19 (2012).
  5. Baksh, D., Song, L., Tuan, R. S. Adult mesenchymal stem cells: characterization, differentiation, and application in cell and gene therapy. J Cell Mol Med. 8 (3), 301-316 (2004).
  6. Malempati, S., Joshi, S., Lai, S., Braner, D. A., Tegtmeyer, K. Videos in clinical medicine. Bone marrow aspiration and biopsy. N Engl J Med. 361 (15), e28 (2009).
  7. Cuthbert, R., et al. Single-platform quality control assay to quantify multipotential stromal cells in bone marrow aspirates prior to bulk manufacture or direct therapeutic use. Cytotherapy. 14 (4), 431-440 (2012).
  8. Veyrat-Masson, R., et al. Mesenchymal content of fresh bone marrow: a proposed quality control method for cell therapy. Br J Haematol. 139 (2), 312-320 (2007).
  9. Lazarus, H. M., Haynesworth, S. E., Gerson, S. L., Rosenthal, N. S., Caplan, A. I. Ex vivo expansion and subsequent infusion of human bone marrow-derived stromal progenitor cells (mesenchymal progenitor cells): implications for therapeutic use. Bone Marrow Transplant. 16 (4), 557-564 (1995).
  10. Bertolo, A., et al. An in vitro expansion score for tissue-engineering applications with human bone marrow-derived mesenchymal stem cells. J Tissue Eng Regen Med. , (2013).
  11. Casiraghi, F., Remuzzi, G., Abbate, M., Perico, N. Multipotent mesenchymal stromal cell therapy and risk of malignancies. Stem Cell Rev. 9 (1), 65-79 (2013).
  12. Bonab, M. M., et al. Aging of mesenchymal stem cell in vitro. BMC Cell Biol. 7, 14 (2006).
  13. Niku, S. D., Hoon, D. S., Cochran, A. J., Morton, D. L. Isolation of lymphocytes from clotted blood. J Immunol Methods. 105 (1), 9-14 (1987).
  14. De Vis, J., Renmans, W., Segers, E., Jochmans, K., De Waele, M. Flow cytometric immunophenotyping of leukemia cells in clotted blood and bone marrow. J Immunol Methods. 137 (2), 193-197 (1991).
  15. St Antoine, A., et al. Application of thrombolytic drugs on clotted blood and bone marrow specimens to generate usable cells for cytogenetic analyses. Arch Pathol Lab Med. 135 (7), 915-919 (2011).
  16. Kisiel, A. H., et al. Isolation, characterization, and in vitro proliferation of canine mesenchymal stem cells derived from bone marrow, adipose tissue, muscle, and periosteum. Am J Vet Res. 73 (8), 1305-1317 (2012).
  17. Bertolo, A., et al. Influence of different commercial scaffolds on the in vitro differentiation of human mesenchymal stem cells to nucleus pulposus-like cells. Eur Spine J. 21, S826-S838 (2012).
  18. Makridakis, M., Roubelakis, M. G., Vlahou, A. Stem cells: insights into the secretome. Biochim Biophys Acta. 1834 (11), 2380-2384 (2013).
  19. Benvenuti, S., et al. Rosiglitazone stimulates adipogenesis and decreases osteoblastogenesis in human mesenchymal stem cells. J Endocrinol Invest. 30 (9), RC26-RC30 (2007).
  20. Jaiswal, N., Haynesworth, S. E., Caplan, A. I., Bruder, S. P. Osteogenic differentiation of purified, culture-expanded human mesenchymal stem cells in vitro. J Cell Biochem. 64 (2), 295-312 (1997).
  21. Patel, A. Tissue banking for research–bench to bedside and back–myth, reality or fast fading reality at the dawn of a personalised healthcare era. Cell Tissue Bank. 12 (1), 19-21 (2011).
  22. Smith, H. W., Marshall, C. J. Regulation of cell signalling by uPAR. Nat Rev Mol Cell Biol. 11 (1), 23-36 (2010).

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Cite This Article
Schlaefli, P., Bertolo, A., Malonzo, C., Poetzel, T., Baur, M., Steffen, F., Stoyanov, J. An Enzymatic Method to Rescue Mesenchymal Stem Cells from Clotted Bone Marrow Samples. J. Vis. Exp. (98), e52694, doi:10.3791/52694 (2015).

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