JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
italiano

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Environment

Metodo EPA 1615. Misura di Enterovirus e Norovirus Presenza in Water di cultura e RT-qPCR. II. Totale coltivabili Virus Assay

Published: September 11, 2016
doi:
10.3791/52437
,
1National Exposure Research Laboratory,U.S. Environmental Protection Agency

Summary

Here we present a procedure to measure total culturable viruses using the Buffalo Green Monkey kidney cell line. The procedure provides a standardized tool for measuring the occurrence of infectious viruses in environmental and drinking waters.

Abstract

A standardized method is required when national studies on virus occurrence in environmental and drinking waters utilize multiple analytical laboratories. The U.S Environmental Protection Agency’s (USEPA) Method 1615 was developed with the goal of providing such a standard for measuring Enterovirus and Norovirus in these waters. Virus is concentrated from water using an electropositive filter, eluted from the filter surface with beef extract, and then concentrated further using organic flocculation. Herein we present the protocol from Method 1615 for filter elution, secondary concentration, and measurement of total culturable viruses. A portion of the concentrated eluate from each sample is inoculated onto ten replicate flasks of Buffalo Green Monkey kidney cells. The number of flasks demonstrating cytopathic effects is used to quantify the most probable number (MPN) of infectious units per liter. The method uses a number of quality controls to increase data quality and to reduce interlaboratory and intralaboratory variation. Laboratories must meet defined performance standards. Method 1615 was evaluated by examining virus recovery from reagent-grade and ground waters seeded with Sabin poliovirus type 3. Mean poliovirus recoveries with the total culturable assay were 111% in reagent grade water and 58% in groundwaters.

Introduction

virus enterici sono un gruppo eterogeneo di virus che infettano il sistema intestinale umano e che sono trasmessi per via fecale-orale. Questi virus entrano nelle acque superficiali e sotterranee attraverso impianto di trattamento delle acque reflue e degli effluenti fossa settica, fosse settiche impropriamente progettati o rotti, linee di fogna spezzate, overflow fognari combinati, e altre fonti puntuali e non punto di 1-4. infezioni umane e malattie da virus a base acquosa si verificano attraverso il consumo di acqua contaminata o non adeguatamente disinfettati o attraverso il contatto con l'acqua ricreativo. I sintomi della malattia possono coinvolgere lieve a grave gastroenterite; congiuntivite; febbre; distress respiratorio superiore; mano, l'afta epizootica; miocardite; meningite asettica; encefalite; paralisi; sepsi 5-8, e la morte 9,10.

USEPA Metodo 1615 fornisce una procedura per misurare particelle di virus enterici infettive in acque ambientali e bere. Queste acque possono conteneremiscela di virioni infettive e non infettive, ma solo le particelle infettive rappresentano un rischio per la salute potenziale. Particelle virali infettive perdono infettività nel corso del tempo in acque ambientali e bere da perdita di integrità proteine ​​del capside, danni agli acidi nucleici dovute alle radiazioni UV dai raggi solari, e danni a causa di eventuali disinfettanti che possono essere presenti 11-13. La procedura virus coltivabili totale previsto nel metodo si basa sulla produzione di effetto citopatico (CPE) nella linea cellulare di rene di scimmia Buffalo verde (BGM). Questa linea cellulare è stata scelta per la sua diffusione nel campo della virologia ambientale 14,15, anche se la gamma di tipi di virus infettivi rilevati sono limitati principalmente ad alcuni enterovirus 15. Lo scopo di questo lavoro è quello di descrivere le procedure Metodo 1615 di per eluizione di filtri a cartuccia electropositive cinque pollici, la concentrazione secondaria, e la misurazione del totale dei virus coltivabili. Una valutazione dellametodo globale è descritto in Cashdollar et al. 16.

Protocol

NOTA: Si prega di consultare la sezione materiale supplementare S1 per un elenco di definizioni. Le procedure QA associati metodo USEPA 1615 sono descritti nella sezione materiali supplementari S2. 1. Filtro Procedura eluizione Prima Elution Inserire 500 ml di tampone estratto di carne 1,5%, pH 9,0, riscaldato a temperatura ambiente in un cilindro graduato. Aprire il contenitore della cartuccia del filtro e aggiungere una quantità sufficiente di estratto di carne per coprire completamente il filtro elettropositivo. Sostituire il coperchio del corpo del filtro e versare l'estratto di carne rimanente in un bicchiere sterile. Dopo 1 min di tempo di contatto, passare la soluzione di estratto di carne nell'alloggiamento insieme a quello che rimane nel becher sterile lentamente attraverso il filtro utilizzando un recipiente a pressione o pompa peristaltica. Raccogliere l'eluato in un bicchiere di vetro 2 L. secondo eluizione Ripetere i punti 1.1 utilizzando altri 500 ml di estratto di carne tamponata 1,5%, Ma aumenta il tempo di contatto al passo 1.1.2 per 15 min. Aggiungere l'estratto di carne dalla seconda eluizione al 2 L becher contenente che dalla prima eluizione. Aggiungere un ancoretta sterile per il bicchiere. 2. Flocculazione Organic Concentrazione Procedura Sterilizzare una combinazione-elettrodo pH con ipoclorito di sodio 0,525% per almeno 5 minuti. Risciacquare l'elettrodo con sterili dH 2 O e poi declorare con 0,05 M tiosolfato di sodio. Calibrare il pH-metro con pH compreso tra 4 e 7 standard. Posizionare il bicchiere contenente l'eluato su un piatto mescolare. Accendere la piastra e aumentare la velocità di agitazione fino a formare un vortice. Regolare il pH dell'eluato a 3,5 ± 0,1 lentamente goccia a goccia aggiunta di 1,2 M HCl al eluato. Aggiungere il HCl goccia a goccia, perché rapido Inoltre sarà inattivare virus. Durante questo tempo l'eluato diventerà nuvoloso come un precipitato comincia a formarsi. Ridurre la SPE miscelazioneed un stir lento e quindi continuare a monitorare e mantenere il pH dell'eluato a 3,5 ± 0,1 a temperatura ambiente per 30 min. Versare il precipitato sospeso estratto di carne in una o più bottiglie da centrifuga e centrifugare per 15 min a 2500 xga 4 ° C. Rimuovere le bottiglie dalla centrifuga e sia aspirare o decantare lentamente il supernatante per evitare la perdita del precipitato pellettato. Eliminare il surnatante. NOTA: Non ci può essere una considerevole variazione tra un sacco estratto di carne in quantità e qualità del precipitato. Il precipitato prodotta da alcuni lotti si dissolverà rapidamente mentre quello dalle altre partite si scioglie con difficoltà. Aggiungere 30 ml di 0,15 M di fosfato sodico alla bottiglia da centrifuga contenente il precipitato. Utilizzare 0,15 M di fosfato di sodio, pH 9,0 per precipitati dal manzo sacco estratto che si dissolvono entro 5 minuti. Mescolare per 10 minuti dopo il precipitato è completamente sciolto, e poi andare subito al punto 2.7. Utilizzare 0,15 M sodio fosfato, pH 7,0-7,5 per tutti gli altri precipitati. Mescolare per 10-15 minuti per la dissoluzione, o precipitati più difficili, li rompere con una spatola sterile, ripetutamente aspira la soluzione su e giù durante la mescolando con una pipetta, agitando il precipitato a 160 rpm su un agitatore orbitale, o da una combinazione di queste procedure. NOTA: Quando si utilizza più di una bottiglia centrifuga, unire i precipitati con meno di 30 ml di fosfato di sodio e quindi utilizzare la parte restante dei 30 ml per sciacquare le bottiglie dopo aver combinato i precipitati in una bottiglia o bicchiere. Se il precipitato combinato è in una bottiglia centrifuga fondo piatto, aggiungere una ancoretta alla bottiglia. Passare al punto 2.6.5. Se il precipitato combinato è in una bottiglia centrifuga con un fondo conico, trasferisce in un piccolo bicchiere di vetro e aggiungere un ancoretta nel becher. Posizionare la bottiglia o bicchiere su un agitatore magnetico, e mescolare fino a quando la precipitate ha sciolto completamente. Re-sterilizzare un tipo di combinazione elettrodo di pH con ipoclorito di sodio 0,525% e declorare con tiosolfato di sodio 0,05 M come descritto al punto 2.1. Calibrare il misuratore pH con pH 7 e 10 standard. Lentamente regolare il pH del precipitato completamente disciolto a 9,0 con 1 M NaOH e quindi agitare per 10 min. Rimuovere la barra di mescolare e centrifugare il precipitato disciolto per 10 minuti a 4.000-10.000 xg e 4 ° C. Versare con cautela il surnatante in un bicchiere di vetro senza disturbare il pellet. Aggiungere un ancoretta al bicchiere e scartare il pellet. Porre il becher su un agitatore magnetico, e agitare la soluzione. Aggiungere 1,2 M HCl goccia a goccia per regolare il pH a 7,0-7,5. Filtro sterilizzare il supernatante mediante passaggio attraverso un filtro sterilizzante contenente un prefiltro che è stata pretrattata con 15 ml di estratto di carne 1,5%, 0,05 M glicina, pH 7,0-7,5. Volum campione Assaye (S) calcoli: Usa Equazione 1 per calcolare S per tutti i campioni di prova, tranne il Lab fortificato vuoto e il Laboratorio Bianco reagente, Equazione 1 dove D (volume di campione originale analizzati) è di 500 L per le acque sotterranee, TSV (volume totale del campione) è il volume di campione campo passata attraverso il filtro a cartuccia electropositive 5 pollici ricevuto dal laboratorio, e FCSV (finale concentrato Volume del campione) è il volume seguente filtrazione nel passo 2.10. Un esempio è mostrato in supplementare materiali sezione S4.1. Calcolare S per il laboratorio fortificato Blank (LFB, cioè, un controllo positivo della qualità utilizzando acqua seminato grado reagente) e il Laboratorio bianco reagente (LRB, cioè, un controllo negativo qualità utilizzando acqua distillata) moltiplicando la FCSV dello 0,3. Dividere il FCSV in three sottocampioni. Preparare sottocampioni 1 e 2 con un volume pari a 1,04 volte il volume del campione Assay. Congelare questi sottocampioni pari o inferiore a -70 ° C, se non possono essere analizzati utilizzando il test totale coltivabili virus (sottocampione 1, punto 4) o trasformati per i saggi molecolari (non mostrate) entro 24 ore; in caso contrario, tenere a 4 ° C. Congelare il volume residuo (sottocampione 3) pari o inferiore a -70 ° C. Calcolare il volume Inoculo dividendo la S per 10. 3. Totale coltivabili Virus Quantal Assay NOTA: Per tutti i passi aggiungono sempre soluzioni con attenzione per evitare di disturbare il monostrato cellulare. Decantare o aspirare i media da recipienti contenenti un monostrato di cellule BGM a 3-6 giorni dopo la scissione e quindi aggiungere un volume di soluzione salina bilanciata pari alla media rimossi. Decantare o aspirare la soluzione salina bilanciata dalla TE coltura cellularest vasi utilizzati e quindi inoculare le vasche sperimentali di colture cellulari Seminare 10 recipienti di prova per ogni campione di prova con un volume di sottocampione 1 pari al volume Inoculo insieme con i controlli totali virus coltivabili quantali test (materiali supplementari sezione S2.4). Per la LFB e il Laboratorio fortificata matrice del campione (LFSM, cioè, campione matrice acqua testa di serie), preparare 5-, 25- e 125-diluizioni utilizzando sottocampione 3 e 0,15 M sodio fosfato, pH 7,0-7,5 come diluente. Un esempio di una procedura di messa a diluizioni figura supplementare S3 sezione dei materiali. Seminare 10 lavati contenitori di prova di colture cellulari per ogni serie di diluizioni utilizzando un volume dell'inoculo su ciascun recipiente di prova, oltre ai vasi inoculati con sottocampione non diluito 1 al punto 3.2.1. Per ogni campione di prova dal punto 3.2.1 (diversi da quelli inoculati nel passaggio 3.2.2) che ha CPE in tutte le 10 replicati dopo 14 giorni di incubazione (vedi punto 3.3), prepare diluizioni 5-, 25- e 125- e 625-fold del sottocampione 3. Inoculare 10 lavato contenitori di prova di colture cellulari per ogni serie di diluizioni utilizzando un volume dell'inoculo su ciascun recipiente di prova con una nuova serie del quantal totale virus coltivabili controlli di analisi (materiali supplementari sezione S2.4). Distribuire l'inoculo sulla superficie dei monostrati cellulari inclinando vasi avanti e indietro. Incubare i recipienti di prova a temperatura ambiente per 80-120 min su una piattaforma oscillante meccanico a 1-5 oscillazioni / min o con oscillazione dei vasi ogni 15-20 minuti per consentire a qualsiasi virus presente di aderire a cellule. Aggiungere terreno di mantenimento preriscaldata, e poi incubare i contenitori di prova a 36.5 ± 1 ° C. Cercare la comparsa di CPE in ciascun recipiente di prova utilizzando un microscopio al giorno per i primi 3 D e poi esaminarli ogni 2-3 giorni fino a giorno 14. Trasferimento eventuali recipienti di prova che mostrano ≥75% CPE ad un congelatore o fissato ainferiore a -70 ° C. Congelare tutte le rimanenti le culture e il totale dei virus coltivabili controlli saggio quantali pari o inferiore a -70 ° C dopo aver esaminato i vasi l'ultimo giorno. Scongelare tutte le culture e filtrare ≥15% del medium da ogni recipiente di prova CPE-positivo attraverso un filtro sterilizzante 0,2 micron. Se il volume specificato non può essere passato attraverso il filtro per intasamento, centrifugare il mezzo per 10 min a 1,500-18,000 xg e 4 ° C prima della filtrazione. Eseguire un secondo passaggio di tutti i 1 st recipienti di prova che utilizzano passaggio lavati contenitori di prova BGM. Inoculare i nuovi vasi prova con un volume inoculazione che rappresenta il 10% del mezzo scongelato da tutti i recipienti negativi e dal mezzo filtrato dai vasi positivi. Ripetere i punti 3.2.4-3.4.3, ma congelare qualsiasi recipiente di prova che è risultato negativo al 1 ° passaggio e positivo sul 2 ° come descritto al punto 3.3. Eseguire un passaggio 3 °età come descritto per il passaggio 2 ° utilizzando solo i controlli per analisi negativi e colture cellulari che erano negativi durante il 1 ° passaggio e positivo nel passaggio 2 nd. Identificare recipienti di prova individuali come virus positivo quando mostrano CPE sia in 1 ° e il 2 ° o passaggi, nel caso in cui CPE non si verifica fino al passaggio 2 °, in entrambi i passaggi 2 ° e 3 °. Utilizzare Calcolatrice numero più probabile di EPA con le impostazioni del programma di default impostato come indicato nella Tabella S2 per calcolare i titoli del virus di tutti i campioni di prova. Inserire il numero di virus recipienti di prova replica positivi a partire dal punto 3.6 per ciascun campione nella calcolatrice per determinare il valore / ml MPN (M mL) e la parte superiore (CL UML) e inferiore (CL LML) il 95% dei limiti di confidenza valori / ml . Obtain il valore / L MPN (M L) del campione corrispondente utilizzando Equazione 2. Equazione 2 M ml è il valore / ml MPN al punto 3.7, S è il volume del campione del test, e D è il volume di campione originale analizzati. Calcolare il superiore fiducia limite / L sostituendo il valore CL UML per il valore M mL. Calcolare il minore fiducia limite / L sostituendo il valore CL LML per il valore M mL. Un esempio di calcolo è illustrato nella sezione supplementare materiali S4.2. I valori Rapporto M mL di 0 come ≤ 1 / D. Ad esempio, ≤ 0,002 MPN / L (≤ 1/500 L) per i campioni di acque sotterranee. Calcolare i valori limite di confidenza MPN e il 95% per ogni laboratorio fortificato vuoto e Lab Reagente bianco dapprima moltiplicando i valori / ml ottenuti nella calcolatrice S e dividendo il risultato per 0,3.

Representative Results

Virus è stato concentrato dalla falda fonte di tre impianti per il trattamento dell'acqua potabile e un privato ben utilizzando i filtri elettropositivi. Due serie di campioni, costituiti da un campione di campo e controllo LFSM, sono stati raccolti dagli impianti di depurazione in occasioni separate, e un set campione è stato prelevato dal pozzo privato. Il recupero complessivo virus è stato determinato utilizzando campioni LFSM da due delle piante e il pozzo privato (due campioni da una pianta e un campione da un altro sono stati esclusi dal calcolo in quanto il valore MPN delle sementi utilizzate con ogni campione non è stato possibile determinare con precisione a causa ai risultati CPE anomali tra flaconi replicati). Recupero medio poliovirus da campioni di acque sotterranee in media 58% con un coefficiente di variazione del 79% (Figura 2) 16. Nessun virus coltivabili è stata rilevata in nessuno dei duplicati campioni di campo acqua di falda testa di serie. prestazioni Metodo anche stata misurata utilizzando LFB samples modificati utilizzando due diversi livelli di semi. A titolo "basso" di 300 MPN di poliovirus è stato utilizzato per valutare le prestazioni a livelli inferiori rispetto al livello di 500 "standard" MPN LFB utilizzato nel metodo USEPA 1615. Un "alto" titolo di 1.000 MPN di poliovirus è stato utilizzato per testare le prestazioni al il livello del controllo LFSM. Questi controlli effettuati simile con un recupero medio del 111% ed un coefficiente di variazione del 100% (figura 2). Tutti LRB campioni sono risultati negativi e tutti i campioni LFB eseguite all'interno della gamma di accettazione (materiali supplementari Tabella S1). È mostrato Figura 1. Filtro di eluizione. Uno schema per l'utilizzo di un contenitore di pressione per filtro a cartuccia eluizione. pressione positiva viene utilizzato per spingere manzo Solubilizzazione nel contenitore pressione attraverso l'aria contenitore della cartucciacontenente il filtro a cartuccia elettropositivo. Una pompa peristaltica può essere sostituito per il contenitore di pressione, con l'ingresso della pompa essendo collocata nel contenitore contenente la soluzione estratto di carne. Figura 2. Media poliovirus di recupero (%) da Ground e grado reagente acqua. Il recupero medio per cento viene mostrato per poliovirus da terra ( ; n = 4) e il grado del reagente acqua ( ; n = 12) dei campioni. I dodici campioni di acqua distillata inclusi sei seminato con 300 MPN e sei seminato con 1.000 MPN di poliovirus. barre di errore rappresentano errore standard.

Discussion

USEPA Metodo 1615 è stato sviluppato per l'utilizzo durante il ciclo di terzo monitoraggio del regolamento di monitoraggio dei contaminanti non regolamentata (UCMR3) 17 e progettato principalmente per misurare la presenza di virus nelle acque sotterranee. Si condivide una serie di misure comuni con il metodo Informazione regola di raccolta (ICR), 15,18 ma ha due piccole differenze. Entrambi usano saggi quantali per misurare virus che producono CPE su monostrati di cellule BGM con quantificazione essendo basato su numero più probabile (MPN) calcoli. Metodo 1615 consente l'uso di un filtro nuovo elettropositivo per concentrare virus da varie matrici acqua e riduce il numero di recipiente di prova coltura cellulare repliche per diluizione da 20 a 10. Entrambi modifiche minori riducono i costi complessivi di metodo. La riduzione del numero di repliche riduce lavoro, ma si traduce in un limite di rilevazione leggermente inferiore. Anche se le acque sotterranee sono tenuti ad avere concentrazioni più basse di virus di acque superficiali, 19,20 °e quantità di campione analizzati è di cinque volte superiore a quello di acque superficiali, compensando in parte le differenze. L'uso di un minor numero di repliche sarà adeguato per la maggior parte delle acque superficiali, ma comunque richiede diluizione del campione.

Metodo 1615 ha diversi passaggi critici e limitazioni. estratti da carne variano da lotto a lotto. Ogni lotto deve essere testato per efficacia della eluizione virus e la capacità di concentrazione virus attraverso le fasi di concentrazione secondari come descritto è materiali supplementari sezione S2.3. Il metodo utilizza formule precise per calcolare la quantità di campione per inoculare su colture di cellule BGM e per determinare i titoli del virus. risultati non accurati verranno generati se queste formule non sono rigorosamente seguite. La corretta tecnica asettica deve essere utilizzato per il mantenimento di colture cellulari. Non infetti controlli su colture di cellule BGM che mostrano il disagio durante il periodo di incubazione di 14 giorni probabilmente indicano problemi con la manutenzione coltura cellulare. Grande attenzione deve anche essere taken durante il pipettaggio passaggi coinvolti con l'inoculazione di e medie Oltre a fiasche di coltura cellulare per evitare la contaminazione incrociata. I controlli di qualità descritti nel supplemento di materiali sezione S2 devono essere rigorosamente rispettate. Sezione S2 fornisce anche consigli per la risoluzione dei problemi problemi di qualità.

Il meccanismo principale di adsorbimento virus electropositive filtri è un'interazione carica correlata alla forza della carica positiva sul filtro e la forza della carica negativa del virus 'connesse al suo punto isoelettrico e il pH dell'acqua in fase di test 21. Eluizione dai filtri è influenzata anche dalla forza di queste interazioni. Perché variano tra i tipi di virus e anche tra i ceppi all'interno dello stesso tipo, eluizione dai filtri non è uniforme. Ciò significa che qualsiasi risultato può sottovalutare il livello effettivo di virus presente nelle acque ambientali. L'uso della singola linea cellulare BGM sottostima anche verificarsi virus. La gammavirus enterici che può produrre CPE in questa linea cellulare in primo luogo è limitata a poliovirus e Enterovirus B sierotipi specie, nonché alcuni reovirus 14,15,22. Altri tipi di virus infettivo non verranno rilevati.

Recuperi poliomielite in acque sotterranee e di grado reagente incontrato metodo USEPA 1615 criteri di prestazioni di accettazione sia per la valutazione delle prestazioni (PE, cioè campioni di acqua distillata seminato con titoli sconosciuti a un analista che vengono utilizzati per valutare le prestazioni dell'analista prima dell'inizio di uno studio) e campioni (LFB materiali supplementari Tabella S1). Il recupero 58% dalle acque sotterranee utilizzando la procedura di coltura è simile a quella riportata da altri utilizzando acqua di rubinetto 23,24. Il recupero medio dai campioni LFB di 111% con un coefficiente di variazione (CV) del 100% anche incontrato i criteri di accettazione metodo di prestazione anche se sono superiore a quello osservato per i campioni PE during l'ICR. ICR significa recupero interlaboratorio è stata del 56% con un coefficiente di variazione (CV) del 92%, mentre i recuperi intralaboratorio medi variavano 36-85% (CV 58-131%; dati non pubblicati dal database ICR PE). recuperi più alti sono stati osservati in questo studio per i campioni LFB bassa del seme che per i campioni di sementi superiori (122 contro 42%). Nel momento in cui l'ICR è in fase di progettazione, ci si aspettava che i campioni del PE ricevono bassi valori di semi avrebbero recupero inferiore, che coloro che ricevono elevati semi. Simile a quella osservata qui per i campioni LFB, recupero poliovirus campioni ICR PE erano 71% (CV 100%), 54% (CV 69%) e 44% (CV 71%) per valori seme ≤300 MPN, 300- 1.500 MPN, e> 1500 MPN, rispettivamente.

Ci sono molti metodi per la misurazione virus infettivo in campioni di acqua 25. Questo metodo è significativo rispetto ad altri metodi in grado di standardizzazione. La standardizzazione non solo include controlli di qualità e prestazioni,ma utilizza anche i volumi e le formule definite per garantire che tutti i laboratori di analisi di eseguire il metodo identico. Senza la standardizzazione, è difficile confrontare i risultati tra laboratori, e quindi la standardizzazione è fondamentale per lo svolgimento di studi su larga scala in diversi laboratori di analisi. Con la standardizzazione incorporato in questo metodo potrebbe essere ampliata in futuro per includere tipi di virus aggiuntivi e linee cellulari. La ricerca è in corso per fornire i dati per l'inclusione di adenovirus nel metodo.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

The authors thank Dr. Mark Borchardt, U.S. Department of Agriculture, Marshfield, WI, for supplying the Sabin poliovirus serotype 3 used in this study; Mary Jean See, Nancy Schable, and Jenifer Jones of Dynamac Corporation for preparation of BGM cultures; Nichole E. Brinkman, Shannon M. Griffin, Brian R. McMinn, Eric R. Rhodes, Eunice A. Varughese, Ann C. Grimm, Sandhya U. Parshionikar, and Larry Wymer for contributions in the overall evaluation of USEPA Method 1615; Gretchen Sullivan for technical assistance; and local private well owners and utilities for allowing us to collect water samples. Although this work was reviewed by USEPA and approved for publication, it may not necessarily reflect official Agency policy. Mention of trade names or commercial products does not constitute endorsement or recommendation for use.

Materials

Name of the reagent Company Catalogue number Comments (optional)
Beef extract, desiccated powder BD Bacto 211520
Cryogenic tubes Thermo Fisher 3775/945373
Hank’s balanced salt solution Invitrogen 14170-112
Mechanical rocking platform Daigger EF4907G
Orbital shaker Thermo Fisher 14-285-729
Sterilizing filter with prefilter VWR 28143-295
Sterilizing syringe filter Corning 431219
pH Standards Sigma-Aldrich 33643, 33646, 33648
MEM Sigma-Aldrich M1018 or M4642
Leibovitz L-15 Sigma-Aldrich L4386
Sodium bicarbonate, 7.5% Sigma-Aldrich S8761
Fetal bovine serum Invitrogen 10082-139
Antibiotic-Antimycotic Life Technologies 15240-062
Trypsin, EDTA Invitrogen 25200072
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Bradbury, K. R., et al. Source and transport of human enteric viruses in deep municipal water supply wells. Environ. Sci. Technol. 47 (9), 4096-4103 (2013).
  2. Aslan, A., Xagoraraki, I., Simmons, F. J., Rose, J. B., Dorevitch, S. Occurrence of adenovirus and other enteric viruses in limited-contact freshwater recreational areas and bathing waters. J. Appl. Microbiol. 111 (5), 1250-1261 (2011).
  3. Begier, E. M., et al. An outbreak of concurrent echovirus 30 and coxsackievirus A1 infections associated with sea swimming among a group of travelers to Mexico. Clin. Infect. Dis. 47 (5), 616-623 (2008).
  4. Anderson, A. D., et al. A waterborne outbreak of Norwalk-like virus among snowmobilers-Wyoming, 2001. J. Infect. Dis. 187 (2), 303-306 (2003).
  5. Glass, R. I., Parashar, U. D., Estes, M. K. Norovirus gastroenteritis. N.Engl.J. Med. 361 (18), 1776-1785 (2009).
  6. Khetsuriani, N., Lamonte-Fowlkes, A., Oberst, S., Pallansch, M. A. Enterovirus surveillance–United States. MMWR Surveill. Summ. 55 (8), 1-20 (2006).
  7. Sawyer, M. H. Enterovirus infections: diagnosis and treatment. Semin. Pediatr. Infect. Dis. 13 (1), 40-47 (2002).
  8. Abzug, M. J., Finn, A., Pollard, A. J. The enteroviruses: an emerging infectious disease? The real, the speculative and the really speculative. Hot Topics in Infection and Immunity in Children. , (2008).
  9. Harris, J. P., Edmunds, W. J., Pebody, R., Brown, D. W., Lopman, B. A. Deaths from norovirus among the elderly, England and Wales. Emerg. Infect. Dis. 14 (10), 1546-1552 (2008).
  10. Ho, M., et al. An Epidemic of Enterovirus 71 Infection in Taiwan. New England J. Med. 341 (13), 929-935 (1999).
  11. Bae, J., Schwab, K. J. Evaluation of murine norovirus, feline calicivirus, poliovirus, and MS2 as surrogates for human norovirus in a model of viral persistence in surface water and groundwater. Appl. Environ. Microbiol. 74 (2), 477-484 (2008).
  12. Ward, R. L., Knowlton, D. R., Winston, P. E. Mechanism of inactivation of enteric viruses in fresh water. Appl. Environ. Microbiol. 52 (3), 450-459 (1986).
  13. Kahler, A. M., Cromeans, T. L., Roberts, J. M., Hill, V. R. Effects of Source Water Quality on Chlorine Inactivation of Adenovirus, Coxsackievirus, Echovirus, and Murine Norovirus. Appl. Environ. Microbiol. 76 (15), 5159-5164 (2010).
  14. Dahling, D. R., Wright, B. A. Optimization of the BGM cell line culture and viral assay procedures for monitoring viruses in the environment. Appl. Environ. Microbiol. 51 (4), 790-812 (1986).
  15. Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. EPA/600/R-95/178. ICR Microbial Laboratory Manual. , (1996).
  16. Cashdollar, J. L., et al. Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water. Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).
  17. USEPA. 40 CFR Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems Final Rule. Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).
  18. USEPA. 40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule. Federal Register. 61 (94), 24353-24388 (1996).
  19. Shaw, S., Regli, S., Chen, J., McGuire, M. J., McLain, J. L., Obolensky, A. Virus occurrence and health risks in drinking water . Information Collection Rule Data Analysis. , 437-462 (2002).
  20. Lieberman, R. J., et al. . Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , (2002).
  21. Lukasik, J., Scott, T. M., Andryshak, D., Farrah, S. R. Influence of salts on virus adsorption to microporous filters. Appl. Environ. Microbiol. 66 (7), 2914-2920 (2000).
  22. Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994. Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (2003).
  23. Ikner, L. A., Soto-Beltran, M., Bright, K. R. New method using a positively charged microporous filter and ultrafiltration for concentration of viruses from tap water. Appl. Environ. Microbiol. 77 (10), 3500-3506 (2011).
  24. Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water. Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).
  25. Cashdollar, J. L., Wymer, L. Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies. J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).

Tags

EPA Method 1615Virus MeasurementTotal Culturable Virus AssayAlkaline-based Extract SolutionElectro-positive FilterVirus ElutionVirus ConcentrationVirus FlocculationVirus IsolationBuffalo Green Monkey Kidney CellsCytopathic Effect (CPE)Most Probable Number (MPN)EnterovirusNorovirusDrinking WaterEnvironmental WaterWater QualityVirus DetectionVirus Quantification

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Fout, G. S., Cashdollar, J. L. EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. II. Total Culturable Virus Assay. J. Vis. Exp. (115), e52437, doi:10.3791/52437 (2016).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image