JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
русский

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Environment

EPA Method 1615 Измерение энтеровирус и Норовирус Происшествия в воде культуры и RT-КПЦР. I. Сбор образцов вирусов

Published: March 28, 2015
doi:
10.3791/52067
, , , ,
1National Exposure Research Laboratory,U.S Environmental Protection Agency, 2Technical Support Center, Office of Ground Water and Drinking Water,U.S Environmental Protection Agency

Summary

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Abstract

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

Introduction

Человека кишечные вирусы размножаются только в желудочно-кишечном тракте и распространяются через фекально-оральным путем. Эти вирусы часто встречаются в сточных водах в высоких концентрациях 1-3. Они могут сохраняться в очищенных сточных вод 4,5, а в поверхности 6,7, землю 8-10, и питьевая 11 воды. Если они присутствуют, то концентрация вируса в окружающей среде вод в США, как правило, слишком мала для прямого измерения 12,13. Это требует, чтобы вирусы быть сконцентрированы в больших объемах воды. Во Сбор информации Правило (ICR) результаты мониторинга, проведенного Агентством по охране окружающей среды (USEPA) 14, вирус концентрации положительных образцов в исходной воде крупных коммунальных услуг по всей стране колебалась от 0,009 до 19,7 наиболее вероятного числа инфекционных единиц (MPN) / Л. Медиана и средняя концентрация положительных образцов были 0,03 и 0,17 MPN / L для исходных вод от газовых потоках, 0,01до 0,07 MPN / л для тех, кто из озер и водохранилищ, 0,04 до 0,74 MPN / л для тех, кто использует грунтовые воды 11 (данные из базы данных 18 месяц доступа ICR AUX1 от 4/25/2000). Вирусные концентрации положительных образцов из исследования USEPA национальных грунтовых вод колеблется от 0,009 до 2,12 инфекционных единиц / л со средними и средних концентраций 0,13 и 0,29 инфекционных единиц / л 8. Концентрация вируса в положительных проб подземных вод была выше, чем в текучих потоках. Большинство объектов, использующих подземные воды в этих исследованиях получены воды из водоносных слоев, расположенных в карстовых регионах. Они, наряду с расположенными в известняке и кристаллических (перелом основополагающие) настройки, скорее всего, имеют более высокие концентрации вируса, чем в других местах, 8,15,16. Методы USEPA вирусов указать объемы выборки 200 л (ICR) 300 л (метод 1615) поверхностных вод и 1000 L (ICR) до 1500 л (метод 1615) подземных вод 17,18. Тем не менее, даже с использованиембольшие объемы проб, большинство поверхностных и грунтовых вод образцы являются отрицательными на вирус 8,11,19,20.

Вирусы, содержащиеся в поверхностных водах представляют собой потенциальную опасность для здоровья потребителей питьевой воды. Обработка поверхности воды Правило требует, чтобы все очистные сооружения с использованием поверхностных вод для снижения концентрации вируса, по крайней мере, 4-журнал. Даже с уменьшением в 4-журнала, инфекционные концентрации вируса в исходной воде, как малые, как 0,0044 MPN / л может привести к одной инфекции в день предполагая, что такой средний уровень воздействия и лечения условий и параметров доза-ротавирусной 11,21. Риск от вируса в необработанных подземных вод может быть еще больше из-за отсутствия лечения вирусной и возникновения. Борхардт и его коллеги считают, что до 22% пациентов с острым гастроэнтеритом у взрослых и 63% детей меньше, чем пять лет может быть связано с вирусом в питьевой воде в общинах Использование неочищенной подземных вод 19.

ЮСЕПА Mеню 1615 был разработан для обнаружения энтеровирус и Norovirus во время цикла третья Мониторинг Мониторинг Правил; нерегулируемого загрязнителей (UCMR3) 22, как национальная следовать до выводов Борхардт и коллег 19,23. Метод USEPA был разработан в первую очередь для измерения вирус в системах, использующих необработанные грунтовых вод, но была написана в более общем плане, включают другие типы матриц воды. Новый метод представляет собой гибрид с сохранением многих компонентов по сравнению с предыдущим способом вируса, используемого в течение 17 ICR, добавление молекулярных процедур на основе метода Борхардта и др. 19,23 и дополнительных наборов праймеров для норовируса 24. Целью настоящей работы является описание процедуры отбора образцов, а также мер, необходимых для поддержания целостности образца в процессе сбора и отгрузки. Оценка общего метода описан в Кэшдоллар соавт. 25. Этот протокол охватывает простом поле Collectioп поверхностных и подземных вод, где насос и фильтр грубой очистки не нужны, и где корректировки не требуются для рН или в присутствии дезинфицирующего средства в воде для отбора проб. Более сложные требования для отбора проб описаны в Fout и др., 17,18.

Protocol

1. Предварительные процедуры Сборка стандартный аппарат фильтра, как показано на рисунке 1, состоящей из модуля впуска, модуль корпуса картриджа, и модуль разряда, как описано в дополнительные материалы. Калибровка расходомеров / счетчика по ставкам потоков, которые используются для отбора проб перед первым использованием. Проверьте калибровку после первого использования, а затем после одного месяца использования. Если калибровка расхода изменилось после того, как обе первым использованием или после первого месяца использования, определить частоту проверок калибровки, как описано в дополнительные материалы. Подключите модуль разряда к модулю впуска, а затем подключить модуль впуска к водопроводному крану. Установите расходомер / счетчик для чтения расход. Включите кран полностью, а затем отрегулировать расход до 10 л / мин, с использованием бронзовой глобус клапан. После того, как расход стабилен при 10 л / мин, сброс расходомер / счетчик для чтения общего объема. Поместите отъездапусть модуля разряда в 4 л или больше мерный цилиндр и одновременно сбросить счетчик до нуля. Измерьте чтение счетчиков на 4-L знак и время, необходимое для достижения 4 L отпечаток на цилиндр. Изменение расходомер / счетчик обратно в режим расхода. ПРИМЕЧАНИЕ: Если расход упал до уровня ниже 9,95 л или увеличилось более чем 10,05 л после завершения Шаг 1.2.2, подождите, пока расход не стабилизируется и повторите Шаг 1.2.2. Правильно откалиброван прибор будет достичь 4 L знак мерного цилиндра в 24 ± 1 сек с сумматора чтения 4,0 ± 0,04 L. Если чтение счетчика меньше, чем 3,96 или более 4,04 л, рассчитать поправочный коэффициент, необходимый для корректировки наблюдаемых различий. Например, если расходомер / счетчик считывает 3,9 л на 4 л метки на мерном цилиндре, поправочный коэффициент будет 1,026 (4 ÷ 3,9). Таким образом, если требуемый объем образца поля были 300 л, объем собраны в соответствии с Reading на расходомера / счетчика должно быть 300 ÷ 1,026 = 292,4 L. Стерилизовать стандартный аппарат фильтра и подготовить его для сбора образцов. Стерилизовать впускные и картридж модули Корпус с 0,525% раствора гипохлорита натрия в течение по крайней мере 30 минут перед каждым использованием либо полностью погружая модули в растворах или путем циркуляции гипохлорит натрия, хотя модули с помощью насоса. Промыть модули стерильной дН 2 O и затем дехлорирование в растворе, содержащем 50 мл 1 М тиосульфата натрия на литр стерильной химически чистой водой в течение 5 мин. Крышка модуль Устройство для отбора образцов фильтра заканчивается стерильной алюминиевой фольги. Добавить электроположительную патронный фильтр на модуль Корпус патрона асептических. ПРИМЕЧАНИЕ: Следите за тем, что фильтрующий элемент установлен правильно в корпусах. Правильно установлен фильтры не будут течь, и фильтр не будет двигаться внутри корпуса при встряхивании. Прокладки на AProperly сидит фильтр будет иметь видимые углубления, показывающие, где контакты фильтровать их. Прокладки всегда должны быть проверены на углублений сразу же после того, как фильтр удаляется из кожуха. Запишите уникальный номер образца на примере таблицы данных (см Дополнительные материалы для примера), а затем принять или отправить устройство для отбора образцов фильтр и образец лист данных физического лица, будут собирать пробы поля, вместе со всеми необходимыми инструкциями относительно образца Сбор (например, объем пробы, местоположение выборки и т.д.). 2. Подготовка к сбора проб на Место отбора проб Мойте руки по прибытии в место сбора и Дон хирургические перчатки, чтобы свести к минимуму возможность загрязнения образца. Не собирайте образцы, если испытываете кишечную или респираторные симптомы. Изменение перчатки часто, и особенно после прикосновения водопроводных кранов и других предметов, которые могут быть продолжениеаминированный. Запись актуальны образец отслеживания информации на выборочной спецификации. Соответствующая информация включает сайт и идентификации образцов, имя сэмплер, а образцы техники и серийные номера. Включите кран подачи воды в течение 2-3 минут, чтобы очистить любой мусор, который поселился в линии. Если необходимо, используйте садовый шланг или трубку, чтобы достичь утечку во время этого шага. Если модули Устройство для отбора образцов связаны, отсоединить их и защитить открытые концы патрона корпусной модуль стерильной фольгой. Подключите модуль разряда к модулю впуска, а затем подключить как к водопроводному крану. Подключение садовый шланг на конце модуля разряда и поместите свободный конец в 1 л полипропиленовый контейнер. Включите кран и передавать по меньшей мере, 75 л воды, чтобы быть отобраны через устройство. Измерьте и запишите параметры качества воды во время промывки период на воды, протекающей в полипропиленовый контейнер-хлор кубовых остатковUAL, рН, температура и мутность. После выключения воды в кране, отключите модуль выделения из модуля впуска, а затем подключить модуль корпуса картриджа к выходу модуля впуска и модуля разряда на выходе из модуля корпуса картриджа. Сброс счетчика чтение к нулю. 3. Поле для забора пробы Запишите первоначальные показания счетчиков вместе с датой и временем, а затем медленно откройте водопроводный кран. Убедитесь, что корпус картриджа находится в вертикальном положении, и что он полностью заполняется водой. Некоторые кожухи имеют кнопку решетки, которая может быть нажата для удаления воздуха из корпуса в процессе наполнения. Откройте кран полностью. Отрегулируйте расход до 10 л / мин с использованием бронзовой глобус клапан, а затем записать начальную скорость потока. Пройдите 300 л поверхностного водного объекта или 1500 до 1800 л подземных вод через устройство с помощьюв показания счетчика (с учетом корректировок, если это необходимо). Если сабо фильтр перед необходимого объема достигается и более половины объема была собрана, используйте второй модуль корпуса фильтра для сбора оставшейся выборки, если таковой имеется. Соблюдайте расхода, как объем образца приближается к концу периода отбора проб, а затем отключить поток воды в образце крана. Запишите окончательный расход, дату, время суток, в окончательном чтении счетчиков, а общий объем выборки. Отключите устройство для отбора образцов фильтр из-под крана. Отключите модуль корпуса картриджа от других модулей. Включите корпус (ы) фильтра вверх дном и позволяют избыток воды не вытекать до тех пор, вода не будет стекать с обеих входной и выходной порты. Поверните корпус в вертикальном положении и покрывают быстро соединяется на каждом конце стерильной алюминиевой фольги. Поместите корпус в один или более герметичные пластиковые мешки. Слейте воду из забора и Discharge модули. Поместите модули в одном или более герметичные пластиковые мешки. 4. Пересылка образцов полевых Поместите модули для взятия проб фильтр в изолированном кулера хранения и транспортировки. Добавить замороженные пакеты со льдом или дважды в мешки кубики льда к хранению и транспортировке кулер для того, чтобы образец остается между 1-10 ° C во время транспортировки. Два больших или 6-8 небольших пакеты со льдом должно быть достаточно. Поместите устройство регистрации температуры в изолированном хранении и транспортировке груди в месте без контакта с пакетами льда или мешки льда. ПРИМЕЧАНИЕ: Устройство регистрации температуры не является обязательным, если аналитическая лаборатория будет использовать визуальный инфракрасный термометр для измерения температуры корпуса картриджа сразу по прибытии и открытия контейнера. Заполните любые пустоты упаковочным материалом, а затем поместить лист примерные данные, защищенные в закрывающийся пластиковый пакет, на Тсоч. Закройте изолированного хранения и транспортировки грудь и прикрепить ее, чтобы предотвратить любую утечку воды. Транспорт либо отправить образец к аналитической лаборатории. Убедитесь, что образец не приходит в аналитической лаборатории не позднее, чем через 24 часа после начала сбора образцов поля (т.е. времени, которые зарегистрированы на шаге 3.1).

Representative Results

Засорения фильтра является одним из основных потенциальных проблем, которые могут встречаться с методом 1615. Засорение снижает расход воды через фильтр. В некоторых случаях это может быть преодолена путем открытия Запорный клапан, чтобы позволить больший поток. В других случаях фильтр станут полностью забиты до требуемого объема прошла через это. Таблица 1 показывает процент проб с сокращением объемов в зависимости от типа фильтра, типа воды и мутности. Засорение произошло как с грунтовых и поверхностных проб воды, с оксидом алюминия нановолокна на основе фильтра опережая четвертичного амина на основе фильтра для проб подземных вод, а наоборот был случай для проб поверхностных вод. В целом, 6% образцов, собранных с помощью четвертичного амина на основе фильтра были недостатки в объеме в то время как 10% проб, собранных с фильтрами оксид алюминия нановолокна на основе не соответствовала требуемой минимальной указанного объема из-за засорения. В родовл, засорение увеличивается с мутности, но количество различных компонентов способствовать мутности и некоторые из них не приведет к засорению. Например, 43% всех засорение событий, происходящих во время исследования ICR были ограничены двумя системами рек (данные не показаны). В МЦР минимальный объем мишенью для поверхностных вод составляет 200 L. средний объем, собранные в ходе исследования было 217 ± 32 L со средним объемом 208 л (данные из базы данных доступа 18 месяцев ICR AUX1 от 4/25/2000) , Таким образом, полный объем может быть собрана из вод многих даже при высоких мути. ICR требуется пробники использовать фильтр предварительной очистки, когда помутнения были более 75 NTU, но даже с предварительным фильтром, 34% образцов, собранных в водах мути более 75 NTU забиты. Метод 1615 рекомендует использовать предварительный фильтр с водой более 50 NTU; Однако после публикации Способ 1615, несколько различных вариантов предварительной очистки в дополнение к перечисленным в способе былитестирование. Ни один из них приводит к значительному улучшению в объеме образца (данные не показаны). Рисунок 1. Стандартный фильтрационный аппарат. Стандартный аппарат фильтр состоит из потребления, корпуса фильтра и разряда модулей (см Дополнительные материалы для описания каждого модуля). Пожалуйста, нажмите здесь, чтобы увидеть увеличенную версию этой цифры. Всего Образцы Количество дефицитных образцов В Процент Дефектные образцы Мутность (NTU) Подземные помощью NanoCeram Фильтры с 113 1 1 <20 Поверхностные воды с помощью NanoCeram Фильтры C 83 12 14 <20 d 8 4 50 20 – <50 6 5 83 ≥ 50 г Всего NanoCeram с 210 22 10 ≥ 0 Подземные помощью 1MDS Фильтры C 374 75 20 <20 EXT-присоединяются: центр "> Поверхностные воды с помощью 1MDS Фильтры C 2693 27 1 е <20 е 505 36 7 F 20 – <50 F 122 19 16 е 50 – <75 г 175 60 34 д, е ≥ 75 E, F, G Всего 1MDS с 3869 217 6 ≥ 0 Таблица 1. Фильтр Вместимость A Образцы из следующих исследований, из которых объем и мутности имеются данные: 1). ICR исследования АООС США (данные 18 месяцев доступа к базе данных ICR AUX1 от 4/25/2000), 2) исследование ЮСЕПА подземных 8, 3) ЮСЕПА Лоуренс и Лоуэлл, Массачусетс исследование (неопубликованные данные), 4) ЮСЕПА Миссисипи исследование (неопубликованные данные), 5) исследование ЮСЕПА Производство питьевой воды (неопубликованные данные), 6) USEPA метод 1615 Оценка исследование 25, и 7) за первые три месяца мониторинга UCMR3 (неопубликованные данные). б образцах, где фильтр забит до минимального объема воды, указанного для каждого исследования была собрана. Это было 200 L для поверхностных вод и 1500 л для подземных вод, но 200 л для исходных вод, которые были грунтовые под USEPA МЦР и 1893 л для подземных вод исследования USEPA. С Способность собрать полный минимум, указанный объем значительно отличается для Пробы, собранные с помощью NanoCeram и 1MDS фильтры (р = 0,002), а также между поверхностными и подземными водами как в целом (P <0,001) и для каждого типа фильтра (Р <0,001) с помощью теста Манна-Уитни суммы рангов. d & #8211; г групп с одинаковым индексом стоимости значительно отличаются (P <0,05) в соответствии с Крускала-Уоллиса дисперсионного анализа на тест ряды и попарно Multiple процедуры Данна сопоставлений. Для всех статистических тестов зависимой переменной является объем проходит через фильтр в виде доли от минимального указанного объема, но с максимальным значением 1,0.

Discussion

Различные типы фильтров для концентрации вирусов из окружающей среды водах были использованы на протяжении многих лет 26. Современные методы используют ультрафильтры 27 электроотрицательные фильтры 13,28,29, стекловата фильтры 23 и электроположительных фильтры 30. Электроотрицательные фильтры широко используются в течение многих лет, но Требование добавлением соли и регулирования рН воды в области до или во время выборки ограничивает их полезность 13. Наиболее практичным выбором фильтра для отбора проб поле электроположительные фильтры. Эти фильтры позволяют выборки больших объемов воды при высоких расходах и без кондиционирования воды. СТЕКЛОВАТА фильтры самый дешевый вариант, но есть более медленные темпы потока, чем электроположительных фильтров и нет в продаже. Ультрафильтры обеспечить самые высокие вирусов извлечения в широком диапазоне качества воды, но требуется оборудование для sampliнг не является легко поля портативным и время, необходимое для сбора образцов гораздо больше 27. Методы недавно были разработаны, что использование выдержано электроотрицательные фильтры, чтобы избежать необходимости корректировки в области, но они не могут быть применимы для сбора больших объемов образцов 28,29.

EPA Method 1615 использует электроположительных патронных фильтров, которые получают свой положительный заряд от либо нановолокон оксида алюминия или четвертичных аминов. Преимущества первого над последней в том, что он является менее дорогостоящим и эффективно собирает вируса вод в более широком диапазоне естественных значениях рН 30,31; Однако каждый картридж, а также стекловаты фильтры, используемые Борхардта и коллегами дают аналогичные извлечения из энтеровирус и норовируса из воды 23,31,32 (Кэшдоллар, неопубликованные данные). Картриджные фильтры помещают в простой для взятия проб, которая предназначена для упрощения сбора образцови уменьшить загрязнение во время отбора проб.

Стандартные методы бесценны, когда большие исследования проводятся с использованием нескольких аналитических лабораторий. EPA Method 1615 обеспечивает стандартные процедуры и руководства для минимизации два основных вопроса для взятия проб, которые могут повлиять данные, собранные в ходе этих исследований, ложно положительные результаты, вытекающие из загрязнения во время отбора проб или недостаточно вылеченные компонентов аппарата и засорение поры фильтра по компонентам в вода в выборку.

Так же, как кишечные вирусы могут распространяться от человека к человеку, из-за недостаточной гигиены, вирусы могут быть введены в образцах из плохо промытых рук или рук с загрязненными перчатками 33. Очень важно, чтобы пробоотборники понять возможные пути заражения и использовать асептических технику во время отбора проб. Пробоотборники должны понимать, что перчатки используются в первую очередь для защиты сэмплер от воздействия и не рrotect устройство от загрязнения. Руки следует мыть перед началом отбора проб и ухода должны быть приняты во надевание перчатки, чтобы предотвратить руку перчатку загрязнения. Пробоотборники гастроэнтерит или респираторных симптомов не должны собирать образцы, поскольку они могут быть пролить энтеровирусы или норовирусами в высоких уровнях.

Во-вторых, необходимо позаботиться, чтобы предотвратить вынос вируса от предыдущих событий выборки. Чтобы свести к минимуму эту потенциальный источник загрязнения, устройство выборки в методе 1615 был изменен с, что в ICR, не включая регулятор давления и датчик давления между входом и модуля корпуса картриджа. Эти компоненты были удалены из-за давления, наблюдаемые во время отбора проб событий всегда были ниже максимального рейтинга жилья (например, 125 фунтов на квадратный дюйм для картриджей корпусов 5-дюймовых) и потому, что их было трудно лечить. Последняя проблема была продемонстрирована путем использования оборудования пустых контроля в Санкт-udies после МЦР 6,20. Степень, в которой это повлияло на данные ICR, неизвестно, но, скорее всего, мало; было только два ложных срабатываний отрицательные образцы оценки эффективности в ходе исследования (данные не показаны). Чтобы дополнительно уменьшить возможность уноса загрязнений, он также рекомендуется, чтобы модуль трубки на входе быть заменены после каждого события выборки. Это особенно важно для обеспечения адекватного дезинфекции, если устройство используют для контроля качества и производительности, что вносили затравку вируса. Перед выполнением дезинфекции, концентрация свободного хлора должна быть измерена по какой-либо потери при хранении. В дополнение к изменениям в конфигурации устройства, описанного выше, важно, чтобы оборудование обычная заготовки быть запущен, чтобы продемонстрировать, что лечение является эффективным. Способ 1615 требует, чтобы оборудование заготовки быть выполнены с использованием аппаратов, которые были вылечены после того, как используется для вирусных семенами управления, тем самым упрощаяПроцедура, устраняя необходимость пройти вируса семенами решение через устройство до лечения. Концентрация дезинфицирующего средства была увеличена до 0,525% раствором гипохлорита для метода 1615, как эта концентрация требуется как для инактивации любых жизнеспособных вирусов на оборудование и деградировать нуклеиновых кислот. Таким образом, оборудование заготовки должны быть проанализированы с использованием как культуры клеток и КПЦР анализов.

Оба типа электроположительных фильтры подвергали засорения во время исследований, опубликованных в таблице 1. Неизвестное количество образцов с сокращением объемов может быть связано с ошибками выборки, например, ошибочное толкование сумматора или преднамеренного начале остановки выборки для удовлетворения другой Срок, особенно для воды с показаниями мутности менее чем 20 NTU. Степень засорения зависит как от параметров типа фильтра и качества воды. Предварительные фильтры обеспечивают некоторую степень улучшения, но если они используются, должны быть обработаны и проанализированыотдельно от электроположительной фильтра. Текущая рекомендация для UCMR3 в том, что образец быть собраны без предварительных фильтров с использованием двух оксида алюминия нановолокна на основе фильтров, если по крайней мере половина объема могут быть собраны с помощью первого фильтра.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Авторы благодарят многочисленного персонала EPA, взносы которых мониторинга, проведенного во время МГП и UCMR3 возможно, следующие ведущие исследователи других исследований EPA сообщил: Даниэль Dahling, Альфред Dufour, Андрей Егоров, Сьюзен Glassmeyer, Ася Korajkic, Ричард Либерман, Роберт Safferman, и Тим Уэйд; и Шеннон Гриффин и Майкл Посуда для критически рассматривает эту рукопись. Авторы благодарят Индиан-Хилл водных сооружений для использования одного из своих насосных станций, чтобы продемонстрировать коллекцию образцов. Хотя эта работа была рассмотрена охране окружающей среды США и одобрены для публикации, не обязательно отражают официальную политику агентства. Упоминание торговых наименований или коммерческих продуктов не означает одобрения или рекомендации к использованию.

Materials

Name of the reagent/Equipment Company Catalogue number Comments/Description
1-L polypropylene bottle Nalgene 2104-0032
Aluminum foil squares Cole-Parmer 06275-40
Autoclave Steris Amsco Lab Series
Bubble wrap U.S. Plastics 50776
Closable bag Uline S-12283
Closable bag Fisher Scientific S31798C
Commercial ice packs Cole-Parmer 06345-20
Cool safe box Diversified Biotech CSF-BOX
Gauze sponge Fisher Scientific 22-415-469
Graduated cylinder Cole-Parmer 06135-90 4-L or larger
Hype Wipe Fisher Scientific 14-412-56
iButtons temperature data logger Maxim DS1921G
Insulated storage and transport chest Fisher Scientific 11-676-12
Packing tape U.S. Plastics 50083
Portable chlorine colorimeter II test kit Hach 5870062
Portable pH and temperature probe Omega PHH-830
Portable turbidity meter Omega TRB-2020-E
PTFE thread tape Cole-Parmer 08270-34 Use on all threaded connections
Pump, Centrifugal Magnetic Drive Cole-Parmer 72010-20
Reduction nipple Cole-Parmer 06349-87
Sodium hypochlorite (NaClO) Use locally available household bleach
Sodium thiosulfate (Na2S2O3) Sigma Aldrich 217247
Surgical gloves Fisher Scientific 19-058-800
Waterproof marker Fisher Scientific 22-290546
Media Composition
0.525% sodium hypochlorite (NaClO) Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O.  Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature.
1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O.  Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature.
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Katayama, H., et al. One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan. Water Res. 42 (6-7), 1441-1448 (2008).
  2. La Rosa, G., Pourshaban, M., Iaconelli, M., Muscillo, M. Quantitative real-time PCR of enteric viruses in influent and effluent samples from wastewater treatment plants in Italy. Annali Dell Istituto Superiore Di Sanita. 46 (3), 266-273 (2010).
  3. Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994 to december 2002. Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (1994).
  4. Berg, H., Lodder, W., van der Poel, W., Vennema, H., de Roda Husman, A. M. Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water. Res Microbiol. 156 (4), 532-540 (2005).
  5. Haramoto, E., et al. Seasonal profiles of human noroviruses and indicator bacteria in a wastewater treatment plant in Tokyo, Japan. Water Sci Technol. 54 (11-12), 301-308 (2006).
  6. Denis-Mize, K., Fout, G. S., Dahling, D. R., Francy, D. S. Detection of human enteric viruses in stream water with RT-PCR and cell culture. J Water Health. 2 (1), 37-47 (2004).
  7. Hamza, I. A., Jurzik, L., Stang, A., Sure, K., Uberla, K., Wilhelm, M. Detection of human viruses in rivers of a densly-populated area in Germany using a virus adsorption elution method optimized for PCR analyses. Water Res. 43 (10), 2657-2668 (2009).
  8. Lieberman, R. J., et al. . Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , (2002).
  9. Parshionikar, S. U., et al. Waterborne outbreak of gastroenteritis associated with a norovirus. Appl. Environ. Microbiol. 69 (9), 5263-5268 (2003).
  10. Hewitt, J., Bell, D., Simmons, G. C., Rivera-Aban, M., Wolf, S., Greening, G. E. Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort. Appl. Environ. Microbiol. 73 (24), 7853-7857 (2007).
  11. Shaw, S., Regli, S., Chen, J., Maguire, M. J., McLain, J. L., Odolensky, A. Virus occurrence and health risks in drinking water. Information Collection Rule Data Analysis. , 437-462 (2002).
  12. Sobsey, M. D., Wallis, C., Henderson, M., Melnick, J. L. Concentration of Enteroviruses from Large Volumes of Water. Appl Microbiol. 26 (4), 529-534 (1973).
  13. Hill, W. F., Akin, E. W., Benton, W. H., Metcalf, T. G. Virus in water. II. Evaluation of membrane cartridge filters for recovering low multiplicities of poliovirus from water. Appl Microbiol. 23 (5), 880-888 (1972).
  14. USEPA. 40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule. Federal Register. 61 (94), 141 (1996).
  15. Pang, L. Microbial removal rates in subsurface media estimated from published studies of field experiments and large intact soil cores. J Environ Qual. 38 (4), 1531-1559 (2009).
  16. Johnson, T. B., et al. Viruses and Bacteria in Karst and Fractured Rock Aquifers in East. Ground Water. 49 (1), 98-110 (2011).
  17. Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. . ICR Microbial Laboratory Manual. , (1996).
  18. Fout, G. S., et al. . Method 1615: Measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and RT-qPCR. , 1-91 (2012).
  19. Borchardt, M. A., Spencer, S. K., Kieke, B. A., Lambertini, E., Loge, F. J. Viruses in nondisinfected drinking water from municipal wells and community incidence of acute gastrointestinal illness. Environ Health Perspect. 120 (9), 1272-1279 (2012).
  20. Francy, D. S., Bushon, R. N., Stopar, J., Luzano, E. J., Fout, G. S. Scientific Investigations Report 2004-5219, U.S. Geological Survey. Environmental factors and chemical and microbiological water-quality constituents related to the presence of enteric viruses in ground water from small public water supplies in southeastern Michigan. , 1-54 (2004).
  21. Regli, S., Rose, J. B., Haas, C. N., Gerba, C. P. Modeling the Risk from Giardia and Viruses in Drinking-Water. Journal American Water Works Association. 83 (11), 76-84 (1991).
  22. USEPA. Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems; Final Rule. Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).
  23. Lambertini, E., Spencer, S. K., Bertz, P. D., Loge, F. J., Kieke, B. A., Borchardt, M. A. Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters. Appl. Environ. Microbiol. 74 (10), 2990-2996 (2008).
  24. Butot, S., Le Guyader, F. S., Krol, J., Putallaz, T., Amoroso, R., Sanchez, G. Evaluation of various real-time RT-PCR assays for the detection and quantitation of human norovirus. J Virol Methods. 167 (1), 90-94 (2010).
  25. Cashdollar, J. L., et al. Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water. Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).
  26. Cashdollar, J. L., Wymer, L. Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies. J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).
  27. Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from water. J Virol Methods. 176 (1-2), 38-45 (2011).
  28. Katayama, H., Shimasaki, A., Ohgaki, S. Development of a virus concentration method and its application to detection of enterovirus and norwalk virus from coastal seawater. Appl. Environ. Microbiol. 68 (3), 1033-1039 (2002).
  29. Haramoto, E., Katayama, H., Utagawa, E., Ohgaki, S. Recovery of human norovirus from water by virus concentration methods. J Virol Methods. 160 (1-2), 206-209 (2009).
  30. Sobsey, M. D., Jones, B. L. Concentration of poliovirus from tap water using positively charged microporous filters. Appl. Environ. Microbiol. 37 (3), 588-595 (1979).
  31. Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water. Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).
  32. Ko, G., et al. Evaluation of electropositive filtration for recovering norovirus in water. J Water Health. 9 (1), 27-36 (2011).
  33. Liu, P., et al. Laboratory Evidence of Norwalk Virus Contamination Levels on the Hands of Infected Individuals. Appl. Environ. Microbiol. 79 (24), 7875-7881 (2013).

Tags

EPA Method 1615EnterovirusNorovirusVirus SamplingElectropositive Cartridge FilterSurface WaterFinished/ground WaterFilter CloggingTurbidity

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Fout, G. S., Cashdollar, J. L., Varughese, E. A., Parshionikar, S. U., Grimm, A. C. EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples. J. Vis. Exp. (97), e52067, doi:10.3791/52067 (2015).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image