JoVE Journal > Environment
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Results
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Nederlands

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Environment

EPA Method 1615. Meting van Enterovirus en Norovirus Voorkomen in water per cultuur en RT-qPCR. I. Het verzamelen van Virus Samples

Published: March 28, 2015
doi:
10.3791/52067
, , , ,
1National Exposure Research Laboratory,U.S Environmental Protection Agency, 2Technical Support Center, Office of Ground Water and Drinking Water,U.S Environmental Protection Agency

Summary

EPA Method 1615 uses an electropositive filter to concentrate enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. This manuscript describes the procedure for collecting samples for Method 1615 analyses.

Abstract

EPA Method 1615 was developed with a goal of providing a standard method for measuring enteroviruses and noroviruses in environmental and drinking waters. The standardized sampling component of the method concentrates viruses that may be present in water by passage of a minimum specified volume of water through an electropositive cartridge filter. The minimum specified volumes for surface and finished/ground water are 300 L and 1,500 L, respectively. A major method limitation is the tendency for the filters to clog before meeting the sample volume requirement. Studies using two different, but equivalent, cartridge filter options showed that filter clogging was a problem with 10% of the samples with one of the filter types compared to 6% with the other filter type. Clogging tends to increase with turbidity, but cannot be predicted based on turbidity measurements only. From a cost standpoint one of the filter options is preferable over the other, but the water quality and experience with the water system to be sampled should be taken into consideration in making filter selections.

Introduction

Menselijke enterische virussen repliceren in het maagdarmkanaal en verspreid door de fecale-orale route. Deze virussen worden vaak gevonden in rioolwater in hoge concentraties 1-3. Ze kunnen volharden in het rioolwater van 4,5, en in het oppervlaktewater 6,7, gemalen 8-10, en behandelde het drinken van 11 wateren. Indien aanwezig, de concentratie van virus aard in water in de VS is meestal te laag voor directe meting 12,13. Dit vereist dat virussen concentreren van grote hoeveelheden water. Tijdens het verzamelen van informatie Rule (ICR) toezicht uitgevoerd door het Amerikaanse Environmental Protection Agency (US EPA) 14, het virus concentraties van de positieve monsters in het bronwater van grote nutsbedrijven landelijke varieerde ,009-19,7 meest waarschijnlijke aantal infectieuze eenheden (MPN) / L. Mediaan en gemiddelde concentraties van de positieve monsters waren 0,03 en 0,17 MPN / L voor bron wateren stromen beekjes, 0,01tot 0,07 MPN / L voor die van meren en reservoirs, en 0,04-0,74 MPN / L voor degenen met behulp van grondwater 11 (gegevens van de ICR Aux1 toegang tot 18 maanden databank gedateerd 2000/04/25). Virusconcentraties positieve monsters uit een US EPA studie van nationale grondwater varieerden ,009-2,12 infectieuze eenheden / L met een mediaan en gemiddelde concentraties van 0,13 en 0,29 infectieuze eenheden / L 8. De concentratie van virus in positieve grondwatermonsters hoger dan in stromende stromen. Het merendeel van de faciliteiten gebruik van grondwater in deze studies verkregen water uit aquifers gelegen in karst regio. Deze, samen met die in kalksteen en kristallijne (gebroken gesteente) instellingen zijn waarschijnlijk hoger virusconcentraties hebben dan in andere instellingen 8,15,16. USEPA virus methoden specificeren bemonstering volumes van 200 L (ICR) tot 300 L (Methode 1615) van het oppervlaktewater en 1.000 L (ICR) tot 1.500 L (Methode 1615) van het grondwater 17,18. Zelfs met het gebruik vangrote steekproef volumes, de meeste oppervlaktewater en grondwater monsters zijn negatief voor virus 8,11,19,20.

Virussen aanwezig in het oppervlaktewater vormen een potentieel gezondheidsrisico voor de consument van drinkwater. De Surface Water Treatment Regel vereist dat alle zuiveringsinstallaties met behulp van het oppervlaktewater te virusconcentraties verminderen met ten minste 4-log. Zelfs met een 4-log reductie kan infectieus virus concentratie in bronwater zo klein als 0,0044 MPN / L tot één infectie per dag er daardoor gemiddelde belichting en de behandeling en de dosis respons parameters voor rotavirus 11,21. Het risico van virus in onbehandeld grondwater kan zelfs groter vanwege het ontbreken van behandeling en virale voorkomen. Borchardt en collega's schatten dat tot 22% van acute gastro-enteritis bij volwassenen en 63% bij kinderen jonger dan vijf jaar zou te wijten zijn aan het virus in het drinkwater in gemeenschappen met behulp van onbehandeld grondwater 19.

USEPA Methode 1615 is ontwikkeld om enterovirus en norovirus detecteren tijdens de niet-gereglementeerde Verontreinigende Monitoring verordening derde controle cyclus (UCMR3) 22 als een nationale follow-up van de bevindingen van Borchardt en collega 19,23. Het US EPA methode werd in eerste instantie ontworpen voor het meten van het virus in systemen met onbehandeld grondwater, maar is meer in het algemeen geschreven om andere soorten water matrix bevatten. De nieuwe werkwijze is een hybride behouden veel onderdelen van de vorige virus methode die in de ICR 17 de toevoeging van moleculaire procedures gebaseerd op de werkwijze Borchardt et al. 19,23 en extra primer sets voor norovirus 24. Het doel van dit document is om de sampling procedure en de stappen die nodig zijn om de integriteit van het monster tijdens het verzamelen en de verzending te beschrijven. Een evaluatie van de algemene werkwijze beschreven in Cashdollar et al. 25. Dit protocol heeft betrekking op eenvoudige veld collen van oppervlakte- en grondwater waarbij een pomp en voorfilter niet nodig en wanneer aanpassingen niet nodig voor pH of de aanwezigheid van een ontsmettingsmiddel in het water te bemonsteren. De meer complexe bemonstering eisen worden beschreven in Fout et al. 17,18.

Protocol

1. Voorafgaande Procedures Monteer een standaardfilter inrichting zoals weergegeven in figuur 1 bestaat uit een intake module, een patroonbehuizing module en een afvoer module zoals beschreven in Aanvullend Materiaal. Kalibreren van de flowmeter / totalisator op de debieten gebruikt voor de bemonstering voor het eerste gebruik. Controleer de kalibratie na het eerste gebruik en vervolgens na een maand gebruik. Als het debiet kalibratie veranderd, nadat de eerste gebruik of na de eerste maand van gebruik, bepalen de frequentie kalibratiecontroles zoals beschreven in Aanvullend Materiaal. Sluit een ontlading module om een ​​intake-module en de inname module sluit vervolgens aan op een kraan. Stel de debietmeter / teller met het debiet lezen. Zet de kraan volledig en pas dan het debiet tot 10 l / min met behulp van de bronzen bolklep. Zodra het debiet is stabiel op 10 l / min, reset de flowmeter / totalisator om het totale volume te lezen. Plaats de outlaten van de lozing module in een 4 L of groter maatcilinder en tegelijkertijd reset de totalisator op nul. Meet de totalisator lezing op de 4-L merk en de tijd die nodig is om de 4 L merk te bereiken op de cilinder. Wijzig de flowmeter / totalisator instelling terug naar de stroomsnelheid. OPMERKING: Als het debiet was gedaald tot onder de 9,95 L of verhoogd tot meer dan 10.05 L na het voltooien van stap 1.2.2, wacht tot het debiet is stabiel en herhaal stap 1.2.2. Een correct geijkte meter zal de 4 L merk te bereiken op de maatcilinder bij 24 ± 1 sec met een totalisator lezing van 4,0 ± 0,04 L. Als de totalisator meting lager is dan 3,96 of groter dan 4,04 L, berekenen correctiefactor nodig passen voor het waargenomen verschil. Als bijvoorbeeld de debietmeter / teller leest 3,9 L bij 4 L markering op de maatcilinder, zou de correctiefactor 1,026 (4 ÷ 3.9). Dus als het gewenste volume van een veldmonster 300 L, het volume geïnd volgens de reading op de flowmeter / totalisator moet 300 ÷ 1.026 = 292,4 L. Steriliseren van de standaard filter apparaat en voor te bereiden voor de monstername. Steriliseer de inlaat- en patroonbehuizing modules 0,525% natriumhypochloriet gedurende ten minste 30 minuten vóór elk gebruik door ofwel volledig onderdompelen van de modules in de oplossing of door het circuleren van het natriumhypochloriet hoewel de modules met behulp van een pomp. Spoel de modules steriele dH 2 O en daarna dechlorinate in een oplossing die 50 ml 1 M natriumthiosulfaat per liter steriel reagenskwaliteit water gedurende 5 min. Bedek het filter bemonsteringsapparaten module eindigt met een steriele aluminiumfolie. Voeg een elektropositieve cartridge filter om de cartridge behuizing module aseptisch. OPMERKING: Let erop dat de cartridge filter is goed in de behuizing. Goed geplaatst filters zal niet lekken en het filter niet bewegen binnen de behuizing tijdens het schudden. De pakkingen op aproperly gezeten filter zal zichtbaar inkepingen die laat zien waar het filter contacten te hebben. De pakkingen moeten altijd gecontroleerd indrukkingen onmiddellijk na het filter uit de behuizing. Het opnemen van een unieke sample nummer op een Sample Data Sheet (zie Aanvullend Materiaal voor een voorbeeld) en dan nemen of verzend het filter bemonsteringsapparaten en de Sample Data Sheet naar de persoon die zal het verzamelen van het veld monster, samen met alle noodzakelijke instructies betreffende monster verzameling (bijvoorbeeld, monstervolume, bemonstering locatie, etc.). 2. Voorbereiding voor Sample Collection bij de Sampling Site Handen wassen bij aankomst op de verzamelplaats en don chirurgische handschoenen om de mogelijkheid van contaminatie monster te minimaliseren. Laat monsters verzamelen als ervaren intestinale of respiratoire symptomen. Verandering handschoenen vaak, en vooral na het aanraken van waterkranen en andere items die kunnen cont zijngeamineerde. Record relevante steekproef tracking-informatie op een Sample Data Sheet. Relevante informatie website en monster identificatie, naam sampler's en apparatuur modellen en serienummers. Draai de waterkraan open voor 2-3 min om vuil dat zich gevestigd heeft in de lijn te wissen. Gebruik indien nodig een tuinslang of slang aan op een afvoer tijdens deze stap te bereiken. Als de monstername apparaat modules zijn aangesloten, koppelt hen en de bescherming van de open einden van de cartridge behuizing module met steriele folie. Sluit de afvoer module om de inname module en sluit vervolgens zowel op de waterkraan. Sluit een tuinslang aan het uiteinde van de afvoer module en plaats het vrije uiteinde in de 1 L polypropyleen container. Zet de kraan en laat ten minste 75 L van het water te bemonsteren door de inrichting. Meten en registreren van de parameters voor de waterkwaliteit tijdens de flush periode op het water stroomt in de polypropyleen container-chloor residugriteit, pH, temperatuur, troebelheid. Na het uitschakelen van het water bij de kraan, koppel de afvoer module uit de intake-module, en sluit vervolgens de cartridge behuizing module aan de uitlaat van de intake-module en de afvoer module aan de uitlaat van de cartridge behuizing module. Reset de totalisator lezen op nul. 3. Het gebied Sample Collection Noteer de aanvankelijke totalisator lezen samen met de datum en tijd en dan langzaam de kraan te openen. Zorg ervoor dat de cassette behuizing rechtop en dat het volledig vult met water. Sommige behuizingen hebben een beluchtingsknop die kan worden ingedrukt om lucht uit de behuizing tijdens het vulproces. Open de kraan volledig. Stel het debiet tot 10 l / min met behulp van de bronzen bolklep en noteer de initiële debiet. Pass 300 L van het oppervlaktewater of 1.500 tot 1.800 L van het grondwater door het apparaat met behulp vande totalisator lezingen (zoals aangepast, indien nodig). Als het filter verstopt voordat het gewenste volume is bereikt en meer dan de helft van het volume is verzameld, moet een tweede filterhuis module om de resterende monster te verzamelen, als die beschikbaar is. Observeer het debiet als het monster volume benadert het einde van de bemonsteringsperiode en zet de stroming van het water op het monster kraan. Noteer de laatste debiet, datum, tijdstip van de dag, de laatste totalisator lezen, en de totale steekproef volume. Sluit het filter bemonsteringsapparaten uit de kraan. Koppel de cartridge behuizing module uit de andere modules. Draai het filterhuis (s) op zijn kop en laat het overtollige water weg te laten stromen totdat er geen water meer zal drain uit zowel de inlaat- en uitlaatpoorten. Draai de behuizing rechtop en hebben betrekking op de snelkoppelingen aan elk uiteinde met steriele aluminiumfolie. Plaats de behuizing in één of meer afsluitbare plastic zakken. Tap het water uit de intake en duitscheiding modules. Plaats de modules in één of meer afsluitbare plastic zakken. 4. Verzending of Field Monsters Plaats het filter bemonsteringsapparaten modules in een geïsoleerde opslag en transport koeler. Voeg bevroren ijs packs of dubbel verpakt ijsblokjes aan de opslag en het transport koeler om ervoor te zorgen dat het monster blijft tussen 1-10 ° C tijdens het transport. Twee grote of 6-8 kleine ice packs moet voldoende zijn. Plaats een thermograaf in de geïsoleerde opslag en transport op de borst op een locatie zonder contact met ice packs of ijs zakken. OPMERKING: De temperatuur-opnameapparaat is facultatief indien de analytisch laboratorium wordt met een visueel infrarood thermometer de temperatuur van de patroonbehuizing direct na aankomst en de opening van de houder te meten. Vul elke lege ruimte met verpakkingsmateriaal en plaats dan de Sample Data Sheet, beschermd in een afsluitbare plastic zak, op top. Sluit de geïsoleerde opslag en transport op de borst en de tape aan elke lekkage van water te voorkomen. Vervoer of het schip het monster op de analytisch laboratorium. Zorg ervoor dat het monster arriveert bij het ​​analytisch laboratorium niet later dan 24 uur na het begin van het veld monstername (dat wil zeggen, de tijd genoteerd bij stap 3.1).

Representative Results

Verstopping is een belangrijke potentiële problemen die kunnen worden aangetroffen methode 1615. Verstopping verlaagt de stroomsnelheid van water door het filter. In sommige gevallen kan dit worden ondervangen door het openen van de regelafsluiter grotere doorstroming mogelijk. In andere gevallen zal het filter volledig verstoppen voordat het vereiste volume passeerden. Tabel 1 toont het percentage monsters met lagere volumes als functie van het type filter, watertype en troebelheid. Verstopping plaatsgevonden met zowel grond- en oppervlaktewater monsters, met het aluminiumoxide nanovezel-gebaseerde filter beter dan de quaternaire amine gebaseerde filter voor het grondwater monsters terwijl het omgekeerde het geval is voor oppervlaktewater monsters was. Over het algemeen, 6% van de monsters verzameld met behulp van de quaternaire amine-gebaseerde filter waren een tekort aan volume, terwijl 10% van de monsters verzameld met de aluminium oxide nanovezel-gebaseerde filters niet aan de vereiste minimale bepaald volume te voldoen als gevolg van verstopping. In general, verstopping vermeerderd met troebelheid, maar een aantal verschillende componenten bijdragen tot troebelheid en sommige niet tot verstopping. Zo werden 43% van verstopping gebeurtenissen tijdens de ICR onderzoek beperkt tot twee riviersystemen (gegevens niet getoond). Tijdens de ICR de minimale doelvolume voor oppervlaktewater bedroeg 200 L. Het gemiddelde volume tijdens het onderzoek verzameld was 217 ± 32 L met een mediane volume van 208 L (de gegevens van de ICR Aux1 18 maanden toegang tot de database gedateerd 2000/04/25) . Zo kan het volledige volume worden verzameld van vele wateren, zelfs met hoge troebelingen. De ICR vereiste samplers om een ​​voorfilter te gebruiken wanneer troebelheidsgraden waren meer dan 75 NTU, maar zelfs met een voorfilter, 34% van de in de wateren verzameld met troebelingen meer dan 75 monsters NTU verstopt. Methode 1615 adviseert het gebruik van een voorfilter met water meer dan 50 NTU; Maar sinds de publicatie van methode 1615, verschillende voorfilter mogelijkheden naast die in de werkwijze weergegeven zijngetest. Geen van deze resulteerden in een significante verbetering monstervolume (gegevens niet getoond). Figuur 1. Standaard filterapparaat. De standaard filter apparaat bestaat uit intake, filterhuis, en afvoer modules (zie Aanvullend Materiaal voor een beschrijving van elke module). Klik hier om een grotere versie van deze afbeelding te bekijken. Totaal Monsters een Aantal deficiënt Monsters b Procent Deficient Monsters Troebelheid (NTU) Grondwater mbv NanoCeram Filters c 113 1 1 <20 Oppervlak van het water met behulp van NanoCeram Filters c 83 12 14 <20 d 8 4 50 20 – <50 6 5 83 ≥ 50 d Totaal NanoCeram c 210 22 10 ≥ 0 Grondwater mbv 1MDS Filters c 374 75 20 <20 ext-align: center "> Surface Water behulp 1MDS Filters c 2693 27 1 e <20 e 505 36 7 f 20 – <50 f 122 19 16 e 50 – <75 g 175 60 34 e, f ≥ 75 e, f, g Totaal 1MDS c 3869 217 6 ≥ 0 Tabel 1. Filter Capaciteit een monsters zijn afkomstig uit de volgende studies waaruit volume en troebelheid gegevens beschikbaar zijn:. 1) US EPA's ICR studie (gegevens van de ICR Aux1 18 maanden toegang tot de database gedateerd 4/25/2000), 2) USEPA grondwater studie 8, 3) USEPA Lawrence en Lowell, MA studie (ongepubliceerde gegevens), 4) USEPA Mississippi River studie (ongepubliceerde gegevens), 5) USEPA drinkwaterbehandelingsinstallatie studie (ongepubliceerde gegevens), 6) USEPA Methode 1615 evaluatiestudie 25, en 7) de eerste drie maanden van het UCMR3 bewaking (ongepubliceerde gegevens). b Monsters waar het filter verstopt voor de minimale hoeveelheid water die voor elke studie werd verzameld. Dit was 200 L voor oppervlaktewater en 1500 L voor grondwater, maar was 200 L voor bron wateren dat het grondwater onder de USEPA ICR en 1893 L voor de USEPA grondwater studie waren. C De mogelijkheid om de volledige minimum bepaald volume verzamelen is significant verschillend voor monsters met behulp van NanoCeram en 1MDS filters (P = 0,002) en tussen oppervlakte- en grondwater zowel in het algemeen (p <0,001) en voor elk type filter (p <0,001) met behulp van de Mann-Whitney Rank Sum test. d & #8211, g groepen met dezelfde waarde superscript zijn significant verschillend (P <0,05) volgens de Kruskal-Wallis One factoren variantieanalyse op rangen testen en Dunn's Multiple Paarsgewijze vergelijking Procedure. Voor alle statistische tests de afhankelijke variabele is het volume door het filter als een fractie van het minimum bepaald volume, maar met een maximale waarde van 1,0.

Discussion

Verschillende types filter voor het concentreren van virussen milieu wateren zijn gebruikt gedurende de jaren 26. Huidige methoden gebruiken ultrafilters 27, elektronegatief filters 13,28,29, glaswol filters 23 en elektropositieve filters 30. Elektronegatieve filters werden op grote schaal gebruikt voor vele jaren, maar een vereiste voor de toevoeging van zout en de aanpassing van het water pH in het gebied vóór of tijdens bemonstering beperkt hun bruikbaarheid 13. De meest praktische filter keuze voor veld bemonstering is elektropositief filters. Deze filters laten de bemonstering van grote hoeveelheden water bij hoge debieten en zonder enige conditionering van het water. Glaswol filters zijn de minst dure optie, maar hebben lagere debieten dan elektropositief filters en zijn niet in de handel verkrijgbaar. Ultrafilters bieden de hoogste virus terugvorderingen over een groot bereik van de waterkwaliteit, maar de apparatuur die nodig is voor sampling is niet gemakkelijk draagbaar veld en de tijd nodig om monsters te veel langer 27. Werkwijzen recent ontwikkeld dat gebruik geconditioneerd elektronegatieve filters om verstelling in het veld voorkomen, maar deze kunnen niet voor verzamelen grote monstervolumes 28,29 zijn.

EPA Method 1615 gebruikt elektropositief cartridge filters, die hun positieve lading van ofwel aluminiumoxide nanovezels of quaternaire aminen verkrijgen. De voordelen van de eerstgenoemde over is dat het minder duur en efficiënt verzamelt virus van water over een breder scala van natuurlijke pH waarden 30,31; echter elk patroon, alsmede de glaswol filters gebruikt Borchardt en collega geven soortgelijke recuperatie van enterovirus en norovirus uit water 23,31,32 (Cashdollar, ongepubliceerde gegevens). Cartridge filters worden in een eenvoudige steekproef apparaat dat is ontworpen om de monsters te vereenvoudigen geplaatsten vermindering van verontreiniging tijdens de bemonstering.

Standaard methoden zijn van onschatbare waarde wanneer grote studies worden uitgevoerd met behulp van meerdere analytische laboratoria. EPA Method 1615 biedt standaard procedures en richtsnoeren om de twee belangrijkste monstername kwesties die gegevens die tijdens deze verzameld van invloed kan minimaliseren studies-vals-positieve resultaten als gevolg van besmetting tijdens het nemen van monsters of van onvoldoende ontsmette apparatuur onderdelen, en de verstopping van filterporiën door componenten in het water wordt bemonsterd.

Net zoals enterische virussen kunnen worden verspreid van persoon tot persoon als gevolg van onvoldoende hygiëne, kunnen virussen worden geïntroduceerd in monsters van slecht gewassen handen of handen met besmette handschoenen 33. Het is essentieel dat samplers begrijpen de mogelijke routes van verontreiniging en het gebruik van aseptische techniek tijdens de bemonstering. Sampler moeten begrijpen dat handschoenen hoofdzakelijk worden gebruikt om de sampler beschermen tegen blootstelling en niet protect het apparaat tegen besmetting. De handen moeten worden gewassen vóór de aanvang van de bemonstering en de zorg moet worden genomen tijdens het aantrekken van de handschoenen om de hand te voorkomen dat besmetting handschoen. Samplers met gastro-enteritis of respiratoire symptomen mag geen monsters te verzamelen, als ze zouden kunnen worden vergieten enterovirussen of noroviruses in hoge niveaus.

Ten tweede moet ervoor worden gezorgd dat overdracht van het virus te voorkomen dat vorige steekproeven. Om deze mogelijke bron van besmetting te minimaliseren, de monstername apparaat Method 1615 werd gewijzigd van die van de ICR door het weglaten van een drukregelaar en drukmeter tussen de inlaat en het cassettehuis module. Deze componenten werden verwijderd omdat de waargenomen tijdens de bemonstering gebeurtenissen druk waren altijd onder de maximaal behuizing beoordeling (bv, 125 psi voor 5-inch cartridge behuizingen) en omdat ze moeilijk te desinfecteren waren. Het laatste probleem werd aangetoond door middel van het gebruik van apparatuur blancobepalingen in studies na de ICR 6,20. De mate waarin het invloed de ICR gegevens onbekend, maar waarschijnlijk klein; Er waren slechts twee valse positieve negatieve evaluatie van de prestaties monsters tijdens de studie (gegevens niet getoond). Om de mogelijkheid van overdracht besmetting verder terug te dringen, is het ook wordt aanbevolen dat de inlaat module slangen worden vervangen na elke bemonstering evenement. Het is vooral belangrijk om voldoende ontsmetting wanneer de inrichting werd gebruikt voor een kwaliteit of controlefuncties die werd geënt met virus. Vóór het uitvoeren desinfectie moet de concentratie vrij chloor worden gemeten verlies tijdens opslag. Naast de veranderingen in de configuratie van de hierboven beschreven inrichting is het essentieel dat de gebruikelijke apparatuur spaties worden uitgevoerd om aan te tonen dat desinfectie effectief. Methode 1615 mandaten die apparatuur blanks worden uitgevoerd met behulp van apparaten die zijn ontsmet nadat ze gebruikt voor virus-geplaatste bedieningselementen, waardoor de vereenvoudigingde procedure waardoor de noodzaak om een ​​virus-geënte oplossing door de inrichting voorafgaand doorgeven desinfectie. De concentratie ontsmettingsmiddel werd verhoogd tot 0,525% hypochloriet Method 1615, aangezien deze concentratie is zowel vereist elke levensvatbare virussen op de apparatuur inactiveren en om nucleïnezuren af ​​te breken. Daarom moet apparatuur blanks worden geanalyseerd met behulp van zowel celculturen en qPCR assays.

Beide soorten elektropositief filters werden onderworpen aan verstopping tijdens de studies gerapporteerd in tabel 1. Een onbekend aantal monsters met lagere volumes kan te wijten zijn aan bemonstering fouten, zoals een onjuiste lezing van de totalisator of een opzettelijke vroege stop van de bemonstering naar het andere te ontmoeten deadline, vooral voor wateren met troebelheid lezingen minder dan 20 NTU. De mate van verstopping hangt zowel van de parameters filtertype waterkwaliteit. Voorfilters bieden een zekere mate van verbetering, maar als het gebruikt, moeten worden verwerkt en geanalyseerdlos van de elektropositieve filter. De huidige aanbeveling voor de UCMR3 is dat de steekproef worden verzameld zonder voorfilters met behulp van twee aluminium oxide-nanovezel gebaseerde filters indien ten minste de helft van het volume kunnen worden verzameld met behulp van de eerste filter.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

De auteurs danken talrijke EPA personeel van wie de bijdragen die de controle uitgevoerd tijdens de ICR en UCMR3 mogelijk, de volgende onderzoekers leiden van andere EPA studies gerapporteerd: Daniel Dahling, Alfred Dufour, Andrey Egorov, Susan Glassmeyer, Asja Korajkic, Richard Lieberman, Robert Safferman, en Tim Wade; en Shannon Griffin en Michael Ware voor het kritisch beoordelen van dit manuscript. De auteurs danken de Indian Hill Water Works voor het gebruik van een van hun pomp huizen te monstername te tonen. Hoewel dit werk werd beoordeeld door de US EPA en goedgekeurd voor publicatie, kan het niet noodzakelijk overeen met het officiële beleid Agency. Vermelding van handelsnamen of commerciële producten vormt geen goedkeuring of aanbeveling voor gebruik.

Materials

Name of the reagent/Equipment Company Catalogue number Comments/Description
1-L polypropylene bottle Nalgene 2104-0032
Aluminum foil squares Cole-Parmer 06275-40
Autoclave Steris Amsco Lab Series
Bubble wrap U.S. Plastics 50776
Closable bag Uline S-12283
Closable bag Fisher Scientific S31798C
Commercial ice packs Cole-Parmer 06345-20
Cool safe box Diversified Biotech CSF-BOX
Gauze sponge Fisher Scientific 22-415-469
Graduated cylinder Cole-Parmer 06135-90 4-L or larger
Hype Wipe Fisher Scientific 14-412-56
iButtons temperature data logger Maxim DS1921G
Insulated storage and transport chest Fisher Scientific 11-676-12
Packing tape U.S. Plastics 50083
Portable chlorine colorimeter II test kit Hach 5870062
Portable pH and temperature probe Omega PHH-830
Portable turbidity meter Omega TRB-2020-E
PTFE thread tape Cole-Parmer 08270-34 Use on all threaded connections
Pump, Centrifugal Magnetic Drive Cole-Parmer 72010-20
Reduction nipple Cole-Parmer 06349-87
Sodium hypochlorite (NaClO) Use locally available household bleach
Sodium thiosulfate (Na2S2O3) Sigma Aldrich 217247
Surgical gloves Fisher Scientific 19-058-800
Waterproof marker Fisher Scientific 22-290546
Media Composition
0.525% sodium hypochlorite (NaClO) Prepare a 0.525% NaClO solution by diluting household bleach 1:10 in dH2O.  Store 0.525% NaClO solutions for up to 1 week at room temperature.
1 M sodium thiosulfate (Na2S2O3) pentahydrate Prepare a 1 M solution by dissolving 248.2 g of Na2S2O3 in 1 L of dH2O.  Store sodium thiosulfate for up to 6 months at room temperature.
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Katayama, H., et al. One-year monthly quantitative survey of noroviruses, enteroviruses, and adenoviruses in wastewater collected from six plants in Japan. Water Res. 42 (6-7), 1441-1448 (2008).
  2. La Rosa, G., Pourshaban, M., Iaconelli, M., Muscillo, M. Quantitative real-time PCR of enteric viruses in influent and effluent samples from wastewater treatment plants in Italy. Annali Dell Istituto Superiore Di Sanita. 46 (3), 266-273 (2010).
  3. Sedmak, G., Bina, D., MacDonald, J. Assessment of an enterovirus sewage surveillance system by comparison of clinical isolates with sewage isolates from milwaukee, wisconsin, collected august 1994 to december 2002. Appl. Environ. Microbiol. 69 (12), 7181-7187 (1994).
  4. Berg, H., Lodder, W., van der Poel, W., Vennema, H., de Roda Husman, A. M. Genetic diversity of noroviruses in raw and treated sewage water. Res Microbiol. 156 (4), 532-540 (2005).
  5. Haramoto, E., et al. Seasonal profiles of human noroviruses and indicator bacteria in a wastewater treatment plant in Tokyo, Japan. Water Sci Technol. 54 (11-12), 301-308 (2006).
  6. Denis-Mize, K., Fout, G. S., Dahling, D. R., Francy, D. S. Detection of human enteric viruses in stream water with RT-PCR and cell culture. J Water Health. 2 (1), 37-47 (2004).
  7. Hamza, I. A., Jurzik, L., Stang, A., Sure, K., Uberla, K., Wilhelm, M. Detection of human viruses in rivers of a densly-populated area in Germany using a virus adsorption elution method optimized for PCR analyses. Water Res. 43 (10), 2657-2668 (2009).
  8. Lieberman, R. J., et al. . Microbial monitoring of vulnerable public groundwater supplies. , (2002).
  9. Parshionikar, S. U., et al. Waterborne outbreak of gastroenteritis associated with a norovirus. Appl. Environ. Microbiol. 69 (9), 5263-5268 (2003).
  10. Hewitt, J., Bell, D., Simmons, G. C., Rivera-Aban, M., Wolf, S., Greening, G. E. Gastroenteritis outbreak caused by waterborne norovirus at a New Zealand ski resort. Appl. Environ. Microbiol. 73 (24), 7853-7857 (2007).
  11. Shaw, S., Regli, S., Chen, J., Maguire, M. J., McLain, J. L., Odolensky, A. Virus occurrence and health risks in drinking water. Information Collection Rule Data Analysis. , 437-462 (2002).
  12. Sobsey, M. D., Wallis, C., Henderson, M., Melnick, J. L. Concentration of Enteroviruses from Large Volumes of Water. Appl Microbiol. 26 (4), 529-534 (1973).
  13. Hill, W. F., Akin, E. W., Benton, W. H., Metcalf, T. G. Virus in water. II. Evaluation of membrane cartridge filters for recovering low multiplicities of poliovirus from water. Appl Microbiol. 23 (5), 880-888 (1972).
  14. USEPA. 40 CFR Part 141 National Primary Drinking Water Regulations: Monitoring Requirements for Public Drinking Water Supplies; Final Rule. Federal Register. 61 (94), 141 (1996).
  15. Pang, L. Microbial removal rates in subsurface media estimated from published studies of field experiments and large intact soil cores. J Environ Qual. 38 (4), 1531-1559 (2009).
  16. Johnson, T. B., et al. Viruses and Bacteria in Karst and Fractured Rock Aquifers in East. Ground Water. 49 (1), 98-110 (2011).
  17. Fout, G. S., Schaefer, F. W., Messer, J. W., Dahling, D. R., Stetler, R. E. . ICR Microbial Laboratory Manual. , (1996).
  18. Fout, G. S., et al. . Method 1615: Measurement of enterovirus and norovirus occurrence in water by culture and RT-qPCR. , 1-91 (2012).
  19. Borchardt, M. A., Spencer, S. K., Kieke, B. A., Lambertini, E., Loge, F. J. Viruses in nondisinfected drinking water from municipal wells and community incidence of acute gastrointestinal illness. Environ Health Perspect. 120 (9), 1272-1279 (2012).
  20. Francy, D. S., Bushon, R. N., Stopar, J., Luzano, E. J., Fout, G. S. Scientific Investigations Report 2004-5219, U.S. Geological Survey. Environmental factors and chemical and microbiological water-quality constituents related to the presence of enteric viruses in ground water from small public water supplies in southeastern Michigan. , 1-54 (2004).
  21. Regli, S., Rose, J. B., Haas, C. N., Gerba, C. P. Modeling the Risk from Giardia and Viruses in Drinking-Water. Journal American Water Works Association. 83 (11), 76-84 (1991).
  22. USEPA. Parts 141 and 142 Revisions to the Unregulated Contaminant Monitoring Regulation (UCMR3) for Public Water Systems; Final Rule. Federal Register. 77 (85), 26072-26101 (2012).
  23. Lambertini, E., Spencer, S. K., Bertz, P. D., Loge, F. J., Kieke, B. A., Borchardt, M. A. Concentration of enteroviruses, adenoviruses, and noroviruses from drinking water by use of glass wool filters. Appl. Environ. Microbiol. 74 (10), 2990-2996 (2008).
  24. Butot, S., Le Guyader, F. S., Krol, J., Putallaz, T., Amoroso, R., Sanchez, G. Evaluation of various real-time RT-PCR assays for the detection and quantitation of human norovirus. J Virol Methods. 167 (1), 90-94 (2010).
  25. Cashdollar, J. L., et al. Development and Evaluation of EPA Method 1615 for Detection of Enterovirus and Norovirus in Water. Appl. Environ. Microbiol. 79 (1), 215-223 (2013).
  26. Cashdollar, J. L., Wymer, L. Methods for primary concentration of viruses from water samples: a review and meta-analysis of recent studies. J Appl Microbiol. 115 (1), 1-11 (2013).
  27. Rhodes, E. R., Hamilton, D. W., See, M. J., Wymer, L. Evaluation of hollow-fiber ultrafiltration primary concentration of pathogens and secondary concentration of viruses from water. J Virol Methods. 176 (1-2), 38-45 (2011).
  28. Katayama, H., Shimasaki, A., Ohgaki, S. Development of a virus concentration method and its application to detection of enterovirus and norwalk virus from coastal seawater. Appl. Environ. Microbiol. 68 (3), 1033-1039 (2002).
  29. Haramoto, E., Katayama, H., Utagawa, E., Ohgaki, S. Recovery of human norovirus from water by virus concentration methods. J Virol Methods. 160 (1-2), 206-209 (2009).
  30. Sobsey, M. D., Jones, B. L. Concentration of poliovirus from tap water using positively charged microporous filters. Appl. Environ. Microbiol. 37 (3), 588-595 (1979).
  31. Karim, M. R., Rhodes, E. R., Brinkman, N., Wymer, L., Fout, G. S. New electropositive filter for concentrating enteroviruses and noroviruses from large volumes of water. Appl. Environ. Microbiol. 75 (8), 2393-2399 (2009).
  32. Ko, G., et al. Evaluation of electropositive filtration for recovering norovirus in water. J Water Health. 9 (1), 27-36 (2011).
  33. Liu, P., et al. Laboratory Evidence of Norwalk Virus Contamination Levels on the Hands of Infected Individuals. Appl. Environ. Microbiol. 79 (24), 7875-7881 (2013).

Tags

EPA Method 1615EnterovirusNorovirusVirus SamplingElectropositive Cartridge FilterSurface WaterFinished/ground WaterFilter CloggingTurbidity

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Fout, G. S., Cashdollar, J. L., Varughese, E. A., Parshionikar, S. U., Grimm, A. C. EPA Method 1615. Measurement of Enterovirus and Norovirus Occurrence in Water by Culture and RT-qPCR. I. Collection of Virus Samples. J. Vis. Exp. (97), e52067, doi:10.3791/52067 (2015).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image