The analysis of skeletal muscle tissues to determine structural, functional, and biochemical properties is greatly facilitated by appropriate preparation. This protocol describes appropriate methods to prepare skeletal muscle tissue for a broad range of phenotyping studies.
Скелетных мышц является уникальным ткани из-за его структуры и функции, которые необходимы особые протоколы для сбора ткани для получения оптимальных результатов от функциональных, клеточном, молекулярном и патологических оценок. В связи с тонкостью некоторых патологических отклонений видели в врожденных мышечных расстройств и потенциал для фиксации мешать признанию этих особенностей, патологическая оценка замороженных мышцы предпочтительнее фиксированной мышцы при оценке скелетных мышц для врожденным пороком мышц. Кроме того, потенциал для производства серьезные артефакты замораживания в мышце требуется особых мер предосторожности при замораживании скелетные мышцы для гистологического исследования, которые обычно не используется при замораживании другие ткани. Эта рукопись описывает протокол для быстрого замораживания скелетных мышц с использованием изопентан (2-метилбутан) охлаждался жидким азотом, чтобы сохранить оптимальную морфологию скелета мышц. Эта процедура также эффективна для фreezing ткани, предназначенной для генетических или белковых исследований экспрессии. Кроме того, мы включили наш протокол замерзания в более широкий процедуры, которая также описывает предпочтительные методы для краткосрочного сортировки ткани для (1) одиночное волокно функциональных исследований и (2) культуры миобластов клетки, с акцентом на минимальных усилиях, необходимых для сбора ткани и транспортировать его в специализированных научно-исследовательских или справочных лабораторий своевременно завершить эти исследования. В целом, эта рукопись содержит набросок, как свежий ткань может быть эффективно распределены по разным фенотипических исследований и тем самым обеспечивает стандартные операционные процедуры (СОП) для патологических исследований, связанных с врожденным пороком мышц.
Skeletal muscle is a unique tissue because of its structure and function, which can present a number of challenges when evaluating its pathology. While it is sufficient, and often even optimal, to evaluate most tissues following formalin fixation and paraffin embedding, this process leads to the production of cell shrinkage artifacts that impair the evaluation of critical phenotypes in congenital muscle disease (including myofiber size and shape). Additionally, frozen muscle is required when performing many histochemical stains (including the reduced nicotinamide adenine dinucleotide (NADH), cytochrome oxidase (COX), succinate dehyrogenase (SDH), adenosine triphosphatase (ATPase), and Oil Red O stains) that are essential for the detection of specific pathological abnormalities required to diagnose a variety of congenital myopathies, mitochondrial myopathies, and storage diseases. Many antibodies and molecular tools used to characterize muscle morphology and function have consequently been developed and optimized only for frozen tissue, which further limits the usefulness of fixed tissue preparations in studies of skeletal muscle biology. As a result, it has become standard practice to freeze skeletal muscle specimens for most clinical and research indications in the field of congenital muscle disease, despite the technical challenges that appropriate freezing might pose.
The freezing of skeletal muscle can be technically challenging due to the high likelihood of ice crystal formation within myofibers when an inappropriate freezing protocol is followed1. In most cases, freezing artifacts are encountered when the water content of the tissue is too high or when the freezing process is too slow. The water content of tissue can be accidentally increased by immersion in fluid, such as transport of the muscle in saline; or freezing can be compromised if the tissue has been entirely immersed in OCT. Both of these procedures can lead to catastrophic freezing artifacts in muscle tissue. Additionally, a number of small missteps in the freezing process may cause slow freezing or accidental thawing of samples after appropriate freezing, and these issues can similarly complicate pathological evaluation.
As new models and treatments for skeletal muscle disease are developed, it will become increasingly useful to use standard operating procedures (SOPs) to evaluate skeletal muscle phenotypes and treatment efficacy. This is particularly important for the pathological evaluation of congenital muscle diseases, as the recognition of subtle phenotypes seen in many of these disorders can be impaired by improper tissue preparation. This report represents an effort by a Congenital Muscle Disease Consortium to establish a skeletal muscle freezing SOP for the study of congenital muscle disease models.
The protocol presented here describes a strategy used in our clinical and research labs to optimize assessment of frozen muscle pathology, while also being suitable for a variety of protein-based and genetic studies. Specific strategies to prepare skeletal muscle specimens for electron microscopy are also presented. Additionally, as single fiber functional testing of frozen tissue is possible2,3, experts in these techniques have provided details on optimal tissue handling protocols. Unfortunately, the isolation of myoblast cell lines cannot be effectively performed on pre-frozen tissue, so a strategy is presented herein for the short-term storage and transport of muscle tissue for myoblast culture establishment at outside laboratories. Overall, the methods described here provide guidelines for the appropriate processing of muscle tissue for a variety of pathological, functional, molecular and cellular studies, regardless of the on-site capabilities of a given laboratory.
Скелетных мышц является структурно и функционально уникальной ткани, и специализированные процедуры подготовки необходимы, чтобы позволить оптимальную оценку структурных и функциональных параметров. В то время как различные ткани, как правило, в замороженном патологических исследований в клинических и исследовательских контекстах, протоколы замораживания для не-мышечных тканей, как правило, связаны с полного погружения ткани в октябре перед замораживанием. Как показано на фиг.3, такой протокол не подходит для патологического оценки скелетных мышц и еще достаточно похож на протокол, описанный здесь, что это часто встречается ошибка. Целью данной работы является создание простой протокол для надлежащего обращения с мышцы, чтобы избежать проблем, как это. Консультации также был составлен на соответствующую обработки мышцы за пределы участка физиологических и клеточных исследований, с тем чтобы облегчить приобретение высококачественных данных по внешним основных лабораторий в случаях Wheповторно на месте исследования не являются предпочтительными или возможно.
Как отмечено в этом протоколе элементы, которые являются абсолютно необходимым в надлежащем обработки мышцы для патологических исследований включают минимизации содержание воды в тканях, снижение температуры, при которой мышца заморожены, и увеличить скорость, при которой замораживание достигается. Повышенная влажность в ткани или чрезмерной медлительности процесса замораживания (производства недостаточных температурах или отсутствием прямого контакта между агентом замерзания и ткани, как встречается с жидким азотом) приведет к замораживанию артефактов, которые могут повлиять на патологический анализ. Как октября обеспечивает дополнительный источник увлажнением тканей, многие лаборатории использовать другие клеи, как трагакантовая как вложения подложки. Даже в тех случаях, когда замораживание выполняется надлежащим образом, следует позаботиться, чтобы избежать впоследствии случайно оттаивания образцов при контакте с RT контейнерах или инструментов.Таким образом, успешный процесс замораживания требует определенной планирования, которая включает предварительно охлаждение всех инструментов и контейнеров, которые будут использоваться. Когда артефакты морозильные встречаются, существует метод, описанный здесь для восстановления тканей, которое является достаточным для большинства патологических оценок. Однако это замораживания / оттаивания не предлагает идеальный гистологию и имеет потенциал, чтобы нарушить другие молекулярные или ферментативные исследования ткани (в дополнение к времени, необходимого для повторного замораживания ткани), так с использованием соответствующих исходных практики замораживания является гораздо предпочтительнее . В случаях, когда замораживание артефакт, возникающих на предварительно замороженной ткани, однако, способ, описанный здесь, может быть чрезвычайно полезным.
Фиксация и обработка ткани для ЭМ может предложить конкретные технические проблемы, которые требуют планирования до сбора ткани. При сборе образцов для EM наиболее распространенная ошибка предполагает использование тканевых фрагментов, которые являются слишком толстым для glutaraldehydе проникнуть. Как глютаральдегид только проникает около 0,1 см в мышечную ткань от заданной поверхности, следует позаботиться, чтобы убедиться, что одно измерение образцов ЭМ является не толще 0,2 см. Кроме того, как EM является отличным средством непосредственно оценки сократительной аппарата, некоторые исследователи разработали стратегии для предварительного натяжения или предварительного натяжения мышц до фиксации, чтобы позволить измерение сократительных элементов в физиологически соответствующего напряжения. Там нет стандартного протокола для предварительного натяжения, но две стратегии кратко описаны в этом протоколе. Следует отметить, что попытки предварительного натяжения мышц может привести к непредсказуемым результатам, если они не сделаны в очень специфическим образом, и это может быть предпочтительным, чтобы исправить мышцы в ослабленном состоянии, чтобы предотвратить артефактом изменения длины саркомера через нестандартные предварительного натяжения процедура 8,9. Для мышц, в которых такие специфические измерения не нужны (в том числе большей Ъiopsies выполненные для клинических целей), усилия по предварительному натяжению мышц, как правило, не производится, и основной эффект на мышечную морфологии является неравномерное расстояние саркомеров в мышцах.
Эта статья представляет собой первый в серии, чтобы обеспечить СОП для проведения испытаний в области врожденного заболевания мышц, и это являет собой результат труда более чем 20 специалистов в врожденной мышечной области заболевания, которые обычно выполняют клеточном, молекулярном, функциональный, физиологические и патологическое исследование. Диапазон опубликованных СОП будут доступны в течение следующего года, и были обсуждены необходимые протоколы и соответствующие форматы публикации для каждого при врожденном мышц Болезнь Консорциум семинара, проведенного в апреле 2013 года в Вашингтоне, округ Колумбия Цель этой SOP усилий является обеспечение дорожная карта необходимого тестирования и анализа образцов в врожденной области заболевания мышц, чтобы 1) стандартизации практики и конечные точки, используемые в нашей области, как муч насколько возможно, и 2) обеспечить обучение на стандартной практикой для новых исследователей в нашей области. Мы считаем, что эти ресурсы будут способствовать появлению новых исследователей в нашей под изученный поле и тем самым улучшить сферу исследований, которые могут быть выполнены. Кроме того, стандартизация практики будет чрезвычайно полезно сравнить данные по исследованиям и определить конечные точки при планировании и выполнении доклинические и клинические испытания.
В то время как основное внимание в этой статье связано с соответствующей замораживания и приготовления ткани для различных исследований, наша совместная группа также обсудила полезные конечные точки для патологического анализа мышечных образцов. В настоящее время нет официального консенсуса на подходе принять при выполнении патологический анализ, и множество различных исследований выполнено связать новые данные с предыдущими публикаций для каждого соответствующего заболевания. Таким образом, мы думали, что было бы полезно, чтобыпредложить некоторые общие рекомендации по планированию патологических конечных точек в мышечной патологии характеристики. До количественного патологию в исследовании, значительная мысль должна быть введена в 1) метод измерения размера волокно, 2) возможность аномалий волоконно-типоспецифических или эффектов лечения, 3) возможность аномалий или эффектов, которые ограничены в отдельных мышц, и 4) стратегия для количественного патологических, которые характерны для этой болезни в исследовании. Размер волокна является необходимым конечная точка для большинства исследований, и, к сожалению, весьма обширен изменение в том, как она количественно. Многие исследования показывают эти результаты, используя автоматизированные методы количественной предоставляемые проприетарного программного обеспечения визуализации, но многие из этих программ срезать углы (например, если предположить, что волокна представляют собой окружности или эллипсы), которые могут сделать эти автоматизированные измерения неточны. Надо понять, как эти автоматизированные программы делают их измерения бEfore имея уверенность в измерениях, и мы призываем следователей включить эти данные в методах бумаги. Кроме того, удельный измерение используется для обозначения размера волокна является чрезвычайно переменным, и некоторые измерения предпочтительнее других 10,11. Обычно используется измерение размера волокон является площадь поперечного сечения волокна (CSA), в частности, потому, что исследователи, выполняющие физиологических исследований стандартизировать свои результаты измерений, полученных с помощью CSA свои инструменты. К сожалению, в то время как измерения CSA может точно отражать размер волокна в идеальных секций поперечными, они широко в зависимости от ориентации волокон (в том случае, продольные или наклонно-секционные слои будут иметь искусственно завышенные размеры CSA) и, таким образом, не идеальными для измерения размера волокон. Предпочтительным измерение размера волокон, которые меньше зависит от волокна площади поперечного сечения является минимальной диаметр Фере (диаметр MinFeret), который является измерение гое малый диаметр в мышечной клетке 12. Это измерение слабо зависит от ориентации волокон и, как правило, клиническая золотым стандартом для измерения волокна, и следователи поощряются двигаться к использованию этой техники. Эти измерения часто можно сделать с помощью того же программного обеспечения, который генерирует измерений CSA 13, и также просто для измерения вручную. Что касается оценки патологических данных в зависимости от типа волокна, определенной мышцы, и в контексте патологических, связанных с конкретным заболеванием, они менее спорные вопросы, которые должны просто быть рассмотрены при планировании исследования. Тип волокна можно оценить с помощью иммуногистохимического или АТФазную окрашивание, но это полезно рассмотреть, что конкретные мышцы и животных имеют особые смеси этих типов волокон (что требует разные ожидания и тестирование стратегии). Мышцы конкретных патологических участие или эффективность леченияможет иметь место, и общий вес мышц по сравнению с контрольной может быть использован, чтобы идентифицировать степень гетерогенности заболевания, прежде чем решить на мышцы к патологически оценки. Наконец, хорошо известно, что многие заболевания мышц, связанные с конкретными патологических отклонений (например, немалиновой стержней в немалиновой миопатия) 14,15, и поэтому он также полезно рассмотреть, являются ли эти нарушения обнаружены в волоконно-типа или мышцы конкретных распределение при выполнении анализа 16,17. В целом, в то время как мы не предлагаем негибкий набор стандартов для оценки мышцы, мы считаем, что эти вопросы должны рассматриваться до исполнения патологических исследований в любой скелетной мышечных заболеваний.
The authors have nothing to disclose.
This publication is funded through Cure CMD, an Association Contre Les Myopathies (AFM) grant (project 16297), and the National Institutes of Health (grant numbers K08 AR059750 and L40 AR057721). We would also like to thank Dr. Julie Tetzlaff for her assistance in revising this manuscript.
For tissue freezing | |||
Liquid nitrogen Dewar with a liquid withdrawal device | Custom Biogenic Systems | Lab-5 Series | Any other liquid nitrogen dewar could substitute. |
Cold-conductive container | Fisher | 02-583A | |
Wide insulated container capable of holding liquid nitrogen | Nalgene | 4150-2000 | |
Oakton Temp 10 Thermocouple Thermometer | Thomas Scientific | 1228Y01 | Optional, but can be very useful in identifying the point at which isopentane is freezing. |
For single fiber functional testing | |||
Petri dish | Fisher Scientific | 08-757-11 | |
Sylgard coating | Ellsworth Adhesives | 3-6636 | |
Dissection stereomicroscope | Harvard Apparatus | 693101 | Any other dissection microscope could substitute. |
For cell culture | |||
Sterile laminar flow hood | Thermo Scientific | 51022485 | Any other cell culture hood could substitute. |
Materials | |||
For tissue freezing | |||
Plastic bags/containers | Nasco | B01009WA | |
Thermal safety gloves | Denville | G4162 | |
Face shield | Fisher Scientific | S47640 | |
Long forceps | Fisher Scientific | 12-460-807 | |
Marker | Staples | 125328 | |
For cell culture | |||
Sterile 50 mL conical tubes | Denville | C1060-P | |
PES filter unit, 500 mL, 0.22 µm | Denville | F5227 | |
Sterile forceps | Fisher Scientific | 644320 | |
Ice packs | Fisher Scientific | NC9909223 | |
Insulated Styrofoam box | Polar Tech | 207F | |
Packing tape | Staples | 795570 | |
Reagents | |||
Tissue Freezing | |||
Liquid nitrogen | Airgas | NI NF160LT350 | Store liquid nitrogen in containers designed for low-temperature liquids |
Isopentane (2-methylbutane) | Sigma | M32631-4L | Store Isopentane in a flammable materials cabinet. |
EM fixative (choose one) | The buffers without fixative should also be available, as EM-fixed tissues should be transferred from fixative to buffer after several hours or days if they are not immediately processed for EM. | ||
2.5% glutaraldehyde in 0.1M cacodylate buffer | Electron Microscopy Sciences | 16537-15 | |
Karnovsky's fixative (3% glutaraldehyde + 2% paraformaldehyde in 0.1M phosphate buffer) | Electron Microscopy Sciences | 15732-10 | |
For functional studies (if desired) | |||
Relaxing solution, containing (in mmol/L) | |||
40 BES | Sigma | B9879 | |
10 EGTA | Sigma | E4378 | |
6.56 MgCl2 | Sigma | M8266 | |
5.88 Na-ATP | Sigma | A3377 | |
1.0 DTT | RPI | D11000 | |
46.35 K-propionate | Make a solution by mixing proprionic acid (Sigma P1386) and KOH (Fisher P250) 1:1 | ||
15 creatine phosphate, pH 7.0 | Sigma | P7936 | |
0.4 leupeptin | Calbiochem | 10895 | |
0.1 PMSF | Sigma | P7676 | |
Skinning solution, containing | |||
Relaxing solution (See Above) | |||
0.5% Triton X-100 | Sigma | T8787 | |
Indicating silica granules | |||
Flat pieces of cork (1 x 1 inch) | Electron Microscopy Sciences | 63305 | |
Glycerol | Sigma | G2025 | |
For cell culture (if desired) | |||
Complete Growth Medium, containing (for 500 mL) | Sterilize by filtering the solution through a 500 mL 0.22 µm PES filter unit. Store at 4°C and use within 1 month. | ||
395 mL of high glucose Dulbecco’s Modified Eagle’s Medium (DMEM) | Sigma | D5671 | |
100 mL of fetal bovine serum (FBS) | Sigma | F6178 | |
5 mL of 100X Penicillin-Streptomycin-Glutamine (PSG) | Sigma | G1146 | |
Storage requriements | |||
See the materials safety data sheet (MSDS) for all other reagents for storage specifications |