2D und 3D Chromosom Malerei in Malaria-Mücken
Summary
Chromosomenmalerei ist eine nützliche Methode, um die Organisation des Zellkerns und die Evolution des Karyotyps zu untersuchen. Hier zeigen wir einen Ansatz zur Isolierung und Verstärkung bestimmter Interessenbereiche von einzelnen Polytenchromosomen, die anschließend für die zwei- und dreidimensionale Fluoreszenz-In-situ-Hybridisierung (FISH) verwendet werden.
Abstract
Die fluoreszierende In-situ-Hybridisierung (FISH) von Ganzarm-Chromosomsonden ist eine robuste Technik zur Kartierung genomischer Regionen von Interesse, zur Erkennung chromosomaler Umlagerungen und zur Untersuchung der dreidimensionalen (3D) Organisation von Chromosomen im Zellkern. Das Aufkommen der Lasercapture-Mikrodissektion (LCM) und der gesamten Genomverstärkung (WGA) ermöglicht die Gewinnung großer DNA-Mengen aus einzelnen Zellen. Die erhöhte Empfindlichkeit von WGA-Kits veranlasste uns, Chromosomenfarben zu entwickeln und sie für die Erforschung der Chromosomenorganisation und Evolution in Nicht-Modellorganismen zu verwenden. Hier stellen wir eine einfache Methode zur Isolierung und Verstärkung der euchromatischen Segmente einzelner polytener Chromosomenarme aus Eierstock-Ammenzellen der Afrikanischen Malariamücke Anopheles gambiaevor. Dieses Verfahren bietet eine effiziente Plattform für die Gewinnung von Chromosomfarben bei gleichzeitiger Verringerung des Gesamtrisikos der Einführung fremder DNA in die Probe. Die Verwendung von WGA ermöglicht mehrere Runden der Re-Amplifikation, was zu hohen Mengen an DNA führt, die für mehrere Experimente verwendet werden können, einschließlich 2D und 3D FISH. Wir haben gezeigt, dass die entwickelten Chromosomfarben erfolgreich eingesetzt werden können, um die Übereinstimmung zwischen euchromatischen Teilen von Polyten und mitotischen Chromosomenarmen in An. gambiaeherzustellen. Insgesamt bietet die Vereinigung von LCM und Single-Chromosom WGA ein effizientes Werkzeug, um signifikante Mengen an Ziel-DNA für zukünftige zytogenetische und genomische Studien zu erstellen.
Introduction
Chromosomenmalerei ist eine nützliche Technik zur Untersuchung der Evolution der Karyotypen 1-5 und zur Visualisierung zytogenetischer Anomalien durch Hybridisierung fluoreszierend markierter chromosomaler DNA 1,6-8. Diese Methode wird auch angewendet, um die 3D-Dynamik von Chromosomengebieten in der Entwicklung 9 und Pathologie 10zu untersuchen. Differentialbeschriftete Chromosomfarben werden zur Visualisierung einzelner mitotischer 11,12,meiotischer 13,14oder interphasenweiser Nichtpolyten 15,16 und Polyten 9,11,17 Chromosomen verwendet. Ein einfaches und robustes Protokoll zur Gewinnung von Chromosomfarben wäre sehr nützlich, um diese Technik auf Nicht-Modellorganismen wie Mücken auszuweiten. Der Anopheles gambiae Komplex ist eine Gruppe von sieben morphologisch nicht unterscheidbaren Mücken, die in Verhalten und Anpassung variieren, einschließlich der Fähigkeit, Malaria zu übertragen. Diese Mücken dienen als ausgezeichnetes Modell, um die Evolution eng verwandter Arten besser zu verstehen, die sich in ihrer Vektorkapazität stark unterscheiden. Die meisten zytogenetischen Studien an Malariamücken wurden mit gut entwickelten, hochpolytenisierten Chromosomen durchgeführt (rezensiert in 18,19). Die lesbaren Banding-Muster von Polytenchromosomen ermöglichten es den Forschern, den Zusammenhang zwischen polymorphen Inversionen und ökologischen Anpassungen in Anopheles gambiae 20zu demonstrieren. Auch gewebespezifische 21 und artspezifische 22 Merkmale der 3D-Polytenchromosom-Organisation wurden im An. macullipennis-Komplex charakterisiert. Die Untersuchung von mitotischen Chromosomen könnte jedoch zusätzliche wichtige Informationen liefern. Zum Beispiel wurde ein höheres Niveau des Heterochromatin-Polymorphismus, das in mitotischen Chromosomen beobachtet wurde, mit einer reduzierten Paarungsaktivität und Fruchtbarkeit in An. gambiae 23korreliert. Die Übereinstimmung zwischen euchromatischen Segmenten von Polyten und mitotischen Chromosomenarmen könnte nur durch einen Vergleich ihrer relativen Längen schwer zu ermitteln sein. Dies liegt daran, dass Heterochromatin einen signifikanten Teil der mitotischen Chromosomen ausmacht, aber in Polytenchromosomen unterrepräsentiert ist 24. Die Verfügbarkeit von Chromosomenfarben für Malariamücken würde es den Forschern ermöglichen, zytogenetische Studien durch die Einbeziehung zusätzlicher Arten deutlich zu erweitern und gleichzeitig die Kosten und die Zeit bei der Analyse der karyotypischen Evolution und der 3D-Dynamik von Chromosomen in dieser Gruppe epidemiologisch wichtiger Insekten erheblich zu reduzieren.
Um große Chromosomenabschnitte zu erhalten, ist die Mikrodissektion zu einer integralen Technik geworden, um bestimmte Interessenbereiche des Chromosomenkomplementes zu manipulieren und zu isolieren. In Verbindung mit der gesamten Genomverstärkung (WGA) führt die Mikrodissektion zu leistungsstarken nachgeschalteten Anwendungen wie FISH 11,12 und genome Sequenzierung der nächsten Generation 25-27. Zuvor erforderte die Technik die Verwendung von speziellen Mikrodissektionsnadeln, die manuell von einem erfahrenen Benutzer kontrolliert werden mussten 28. Die Weiterentwicklung der Lasercapture-Mikrodissektion (LCM) hat zu einem vereinfachten Werkzeug geführt, das besser geeignet ist, einzelne Zellen 29,30 oder einzelne Chromosomen 31-33 mit einem verringerten Kontaminationsrisiko zu isolieren. Dieser Ansatz ermöglicht es dem Benutzer, die genetischen Heterogenitäten und Chromosomenanomalien zu untersuchen, die in einzelnen Zellen auftreten, anstatt einer Konsenslandschaft, die sich aus der Zusammenlegung mehrerer Zellen ergibt 34-36. Mehrere Methoden wurden verwendet, um die DNA aus Mikrodissektion zu verstärken. DOP-PCR, eine Technik, die für die Verstärkung von sehr repetitiven Sequenzen nützlich ist, wurde verwendet, um mikrosezierte Chromosomen von Arten wie dem Grashüpfer 37, dem Stachelaal 38und dem Niltilapia 39zu verstärken. In jüngerer Zeit sind das PCR-basierte GenomePlex WGA4 Single Cell Kit und das Multiple Displacement Amplification based (MDA) Repli-G Single Cell Kit zu wertvollen Werkzeugen für Experimente geworden, bei denen einzelne menschliche Zellen genetisch analysiert wurden, sowie Chromosomen40-42, einschließlich der B-Chromosomensysteme in Heuschrecken 37 und Heuschrecken 43. Diese beiden Kits haben jeweils Vor- und Nachteile, aber ihre scheinbare Überlegenheit gegenüber anderen verfügbaren Verstärkungssystemen wurde 44demonstriert.
Die DNA-Menge, die aus einem einzelnen Chromosom oder einem Chromosomensegment gewonnen werden kann, ist deutlich geringer als die eines ganzen Kerns. Daher sind Mikrodissektion, Amplifikation und anschließende Analyse eines einzelnen Chromosoms viel anspruchsvoller, insbesondere bei Organismen mit kleinen Genomen wie in Drosophila oder Anopheles. Obwohl Farben aus einzelnen mikrosezierten Chromosomen eines Menschen 33 und einer Wespe 45entwickelt wurden, erforderte ein erfolgreiches FISH-Experiment mehrere (mindestens 10-15) mikrosezierte mitotische Chromosomen einer Fruchtfliege 11. Die Fähigkeit, ein einzelnes Chromosom zu mikrosektieren und zu verstärken, wäre jedoch wichtig, um (i) die Wahrscheinlichkeit einer Kontamination mit Material aus einem anderen Chromosom zu verringern, (ii) die Anzahl der Chromosomenpräparate, die für die Mikrodissektion benötigt werden, (iii) Senkung des Nukleotids und strukturellen Polymorphismus der mikrodissezierten Probe sowohl in FISH- als auch bei sequenziumierenden nachgeschalteten Anwendungen zu minimieren. Polytenchromosomen, die in vielen Dipteran-Arten gefunden werden, bieten eine einzigartige Gelegenheit, eine viel höhere Ausgangsmenge an DNA zu erwerben. Sie bieten auch eine höhere Auflösung und Chromosomenstruktur, die nicht durch die Verwendung von mitotischen Chromosomen erreicht werden kann. Diese zusätzliche Auflösung kann bei der Visualisierung chromosomaler Umlagerungen, Chromatinstruktur und zu mikrodissektierender Chromosomensegmente von entscheidender Bedeutung sein 28,46.
Hier stellen wir ein Verfahren vor, um ein euchromatisches Segment effizient von einem einzelnen polytenen Chromosomenarm zu isolieren, die DNA zu verstärken und in nachgelagerten FISH-Anwendungen bei Malariamücken einzusetzen. Zuerst wenden wir LCM an, um einen einzelnen Chromosomenarm aus speziell präparierten Membrangrutschen zu isolieren und zu extrahieren. Zweitens wird WGA verwendet, um die DNA aus dem mikrosezierten Material zu verstärken. Drittens hybridisieren wir die verstärkte DNA in FISH-Experimenten zu Polyten-Squashpräparaten 47, Metaphasen- und Interphasenchromosom-Dias 48sowie 3D-Eierstock-Vollmontageproben. Dieses Verfahren wurde durchgeführt, um erfolgreich einen Großteil des Euchromatins in chromosomalen Armen von An. gambiaezu malen.
Protocol
Representative Results
Discussion
Es gibt mehrere Schritte, die entscheidend sind, um DIE DNA aus mikrosezierten Polytenchromosomproben erfolgreich zu verstärken. Das Protokoll verwendet die Verwendung von LCM, einer Methode, die sowohl die Gesamteffizienz erhöht als auch die Exposition gegenüber fremder DNA reduziert, indem die Interaktion von physikalischen Werkzeugen mit der Probe entfernt wird. Die Amplifikation fremder DNA ist jedoch nach wie vor die größte potenzielle Falle dieses Experiments. Daher ist es während des gesamten Prozesses wichtig, die Proben vor Verunreinigungen zu schützen. Während der gesamten Gleitvorbereitungs- und Mikrodissektionsphase ist es wichtig, Dass Ethanol Seziernadeln, Rutschen, Deckelscheine sowie den Arbeitsbereich zu waschen. Es wird auch empfohlen, UV behandeln alle anwendbaren Geräte (Nadeln, Rutschen, Deckellips) vor der Verwendung.
Die Membran auf den Sezierschlitten erschwert die Ausbreitung der Chromosomen. Es ist wichtig, mehr vom Eierstock (halb bis ein volles Paar Eierstöcke) zu verwenden, wenn sie diese Dias machen, um eine größere Chance zu bieten, einen gut verteilten Zellkern zu finden. Es wird auch empfohlen, frisches Gewebe bei der Herstellung von Dias zu verwenden, da die Amplifikationsraten zu sinken scheinen, da Gewebe im Alter von 49 Jahren und die Chromosomenausbreitung schwieriger wird. Die Vorbereitung von Dias für die Mikrodissektion ist der zeitaufwändigste Schritt in diesem Protokoll. Chromosomen müssen gut gestreut sein, um den zufälligen Erwerb von unerwünschtem Material zu vermeiden. Die Giemsa-Färbung ermöglicht es dem Anwender, die Streuqualität mit einem Phasenkontrastmikroskop vor der Verwendung des Mikrodissektionssystems zu überprüfen.
Die Kombination von Mikrodissektion und Amplifikation bietet die Möglichkeit, Chromosomenfragmente von kleinen Interessengebieten bis hin zu einem Großteil der Arme zu extrahieren und zu analysieren. Dieses Protokoll ermöglicht es dem Benutzer, DNA aus morphologisch unterschiedlichen Regionen wie Inversionen, spezifischen euchromatischen Bändern und Interbands, telomerischen, zentrotorischen und interkalären Heterochromatin zu erhalten. Der Benutzer kann die erzeugten Malsonden auf die Untersuchung von abnormen Chromosomen anwenden, die studienweise speziesübergreifende Homologie an bestimmten Loci oder die räumliche Organisation von Chromosomen in einem intakten 3D-Kern charakterisieren. Für die Entwicklung von Chromosomenfarben haben wir euchromatic Segmente ausgewählt, um eine Hybridisierung von sich wiederholender DNA mit mehreren Chromosomenregionen zu vermeiden. Als Ergebnis erhielten wir eine armspezifische Lackierung ohne Verwendung eines Konkurrenten, wie der gesamten genomischen DNA oder derC0t-1 DNA-Fraktion.
Wir haben uns für die GenomePlex WGA und REPLI-G Kits entschieden, basierend auf Bewertungen, die die Effizienz und Dropout-Rate von mehreren Amplifikationskits 40,44verglichen haben. Beide Kits schnitten bei beiden Abbrechern am besten ab (GenomePlex hatte eine Rate von 12,5 % im Vergleich zu 37,5% von REPLI-g). und Prozentsatz der verstärkten Marker (GenomePlex hatte eine Amplifikationsrate von 45,24% im Vergleich zu REPLI-g 30,0%) 40. Das GenomePlex-Kit lieferte auch eine höhere Menge an DNA und machte es zu einem besseren Kandidaten für mehrere nachgeschaltete Techniken. Ein Re-Amplifikationskit für das GenomePlex-System ist ebenfalls verfügbar, das eine weitere Amplifikation der DNA ermöglicht. Es ist jedoch wichtig zu beachten, dass die Verstärkung nicht perfekt ist. Es bleibt die Möglichkeit, dass eine erfolgreiche Verstärkung Zufall von Fehlern oder eine Neigung zu bestimmten Loci in der Ziel-DNA haben kann. Es ist wichtig, die endgültige Fragmentgröße der verfügbaren Genomverstärkungsmethoden zu berücksichtigen. Die GenomePlex-Fragmentierung führt zu einer Bibliothek mit Fragmenten von 200-500 bp, während das REPLI-g-Kit Fragmente mit einer Größe von etwa 10-20 kb produziert. Die beabsichtigte nachgeschaltete Anwendung dieses Protokolls ist FISH, wodurch das GenomePlex-Kit eine praktikablere Option wird, da es die gewünschte Fragmentgröße und die Möglichkeit bietet, DNA-Fragmente direkt über WGA zu kennzeichnen. Lange DNA-Moleküle, die durch die REPLI-g-Amplifikation entstehen, müssen in der nachgeschalteten Nick-Translation-Etikettierungsreaktion fragmentiert werden.
Dieses Protokoll wurde angepasst, um die DNA eines einzelnen Polyten-Chromosomarms erfolgreich zu verstärken. Andere Protokolle erfordern das Pooling vieler (typischerweise 10-30) Chromosomenfragmente, um die Probe erfolgreichzu verstärken 7,11,28,40. Obwohl die Bündelung mehrerer Chromosomen mit unserer Methode möglich ist, unterstreicht die erhöhte Wahrscheinlichkeit einer Probenkontamination die Bedeutung des Versuchs mit so wenig Chromosomen wie möglich. Wenn Polytenchromosomen nicht verfügbar sind, könnte unser Protokoll für den Einsatz in mitotischen Chromosomen angepasst werden. Es kann jedoch notwendig sein, 10-15 mitotische Chromosomen vor der Amplifikation für erfolgreiche FISH 11zu bündeln. Amplifikationsverzerrung ist niedriger mit hohen Mengen an Startschablon DNA 50. Polytenchromosomen liefern etwa 512 Kopien einer einzigen DNA-Sequenz und 1024 Kopien von zwei homologen DNA-Sequenzen. So wird das Pooling von mitotischen Chromosomen dazu beitragen, die Gesamtqualität des DNA-Produkts nach der Amplifikation zu erhöhen.
Dieses Verfahren hat viele mögliche Anwendungen in zytogenetischen und genomischen Studien. Hier haben wir Chromosomfarben verwendet, um die Übereinstimmung zwischen euchromatischen Segmenten von Polyten und mitotischen Chromosomenarmen in An. gambiaezu ermitteln. Die gleichen Malsonden können auf die zytogenetische Charakterisierung von An. gambiae Zelllinien angewendet werden. Umfangreiche genomische Umlagerungen und Veränderungen der Chromosomenzahlen sind häufige Merkmale der Zelllinien 51,52. Aneuploidie, Polyploidie und chromosomale Umlagerungen wie Translokationen, Inversionen, Deletionen und Ringchromosomen wurden in verschiedenen Mückenzelllinien 53,54nachgewiesen. Klassische zytogenetische Beobachtungen 55 und physikalische Kartierung 56 haben das Auftreten von ganzarm-chromosomalen Translokationen in der Evolution von Malariamücken gezeigt. Daher kann mikroseziertes Material in Verbindung mit FISH-Experimenten verwendet werden, um die Homologie chromosomaler Regionen zwischen Denspezies zu vergleichen. Wir haben erfolgreich 3D FISH mit der 2R-Malsonde auf Polytenchromosomen in ganzen Mount-Ovarial-Pflegezellen durchgeführt. Diese Methode wird die Rückverfolgung von Chromosomenbahnen und das Studium der Kernarchitektur in Anopheleserleichtern. Techniken wie DNA-Genotypisierung 57,58, Genomsequenzierung der nächsten Generation 26,27, physikalische und Linkage-Kartenentwicklung und die Erzeugung von Sonden für die Chromosomenmalerei 33,59 können alle von der arm- und regionsspezifischen Mikrodissektion profitieren. Durch die Kombination der LCM-Technologie und die Weiterentwicklung der einzelligen WGA zeigen wir eine effiziente, praktische Methode zur Herstellung angemessener DNA-Mengen aus einem einzelnen Polyten-Chromosomarm.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Diese Arbeit wurde durch den Zuschuss der National Institutes of Health 1R21AI094289 an Igor V. Sharakhov unterstützt.
Materials
| Acetic acid | Fisher Scientific | A491-212 | |
| Methanol | Fisher Scientific | A412-4 | |
| Propionic acid | Sigma-Aldrich | 402907 | |
| Membrane slides 1.0 PET | Zeiss | 415190-9051-000 | |
| Buffer tablets “GURR” | Life Technologies | 10582-013 | |
| KaryoMAX Giemsa Stain | Life Technologies | 10092-013 | |
| ThermoBrite Slide Denaturation/Hybridization System | Abbott Molecular | 30-144110 | |
| Vacufuge vacuum concentrator | Eppendorf | 22820001 | |
| Spectroline Microprocessor-Controlled UV Crosslinker XL-1000 | Fisher Scientific | 11-992-89 | |
| Thermo Scientific NanoDrop | Fisher Scientific | ND-2000 | |
| REPLI-g Single Cell Kit | Qiagen | 150343 | |
| GenomePlex Single Cell Kit (WGA4) | Sigma-Aldrich | WGA4-10RXN | |
| GenomePlex WGA Reamplification Kit (WGA3) | Sigma-Aldrich | WGA3-50RXN | |
| MZ6 Leica stereomicroscope | Leica | VA-OM-E194-354 | A different stereomicroscope can be used |
| Olympus CX41 Phase Microscope | Olympus | CX41RF-5 | A different phase microscope can be used |
| PALM MicroBeam Laser Microdissection Microscope | Zeiss | ||
| Thermomixer | Eppendorf | 22670000 | |
| 10x PBS | Invitrogen | P5493 | |
| 50x Denhardt’s solution | Sigma-Aldrich | D2532 | |
| 99% Formamide | Fisher Scientific | BP227500 | |
| Dextran sulfate sodium salt | Sigma | D8906 | |
| 20x SSC buffer | Invitrogen | AM9765 | |
| ProLong Gold antifade reagent with DAPI | Invitrogen | P-36931 | |
| dATP, dCTP, dGTP, dTTP | Fermentas | R0141, R0151, R0161, R0171 | |
| Cy3-dUTP, Cy5-dUTP | GE Healthcare | PA53022, PA55022 | |
| BSA | Sigma-Aldrich | A3294 | |
| DNA polymerase I | Fermentas | EP0041 | |
| DNase I | Fermentas | EN0521 | |
| Spermine | Sigma-Aldrich | S3256-1G | |
| Spermidine | Sigma-Aldrich | S0266-1G | |
| Potassium Chloride (KCl) | Fisher Scientific | BP366-500 | |
| Sodium Chloride (NaCl) | Fisher Scientific | BP3581 | |
| EGTA | Sigma-Aldrich | E0396-25G | |
| PIPES | Sigma-Aldrich | P6757-25G | |
| EDTA | Fisher Scientific | S311-500 | |
| Digitonin | Sigma-Aldrich | D141-100MG | |
| Triton-X100 | Fisher Scientific | BP151-100 | |
| AdhesiveCap 500 clear | Zeiss | 415190-9211-000 | |
| QIAamp DNA Micro Kit (50) | Qiagen | 56304 | |
| Genomic DNA Clean and Concentrator Kit | Zymo Research | D4010 | |
| 37% Paraformaldehyde | Fisher Scientific | F79-500 |
References
- Ried, T., Schrock, E., Ning, Y., Wienberg, J. Chromosome painting: a useful art. Human molecular genetics 7. , 1619-1626 (1998).
- Yang, F., et al. Reciprocal chromosome painting illuminates the history of genome evolution of the domestic cat, dog and human. Chromosome Res. 8, 393-404 (2000).
- Badenhorst, D., Dobigny, G., Robinson, T. J. Karyotypic evolution of hapalomys inferred from chromosome painting: a detailed characterization contributing new insights into the ancestral murinae karyotype. Cytogenet Genome Res 136. , 83-88 (2012).
- Trifonov, V. A., et al. Chromosomal evolution in Gekkonidae. I. Chromosome painting between Gekko and Hemidactylus species reveals phylogenetic relationships within the group. Chromosome Res. 19, 843-855 (2011).
- Nie, W., et al. Chromosomal rearrangements and karyotype evolution in carnivores revealed by chromosome painting. Heredity (Edinb. , 108-1017 (2012).
- Guan, X. Y., et al. Detection of chromosome 6 abnormalities in melanoma cell lines by chromosome arm painting probes). Cancer Genet Cytogenet. 107, 89-92 (1998).
- Guan, X. Y., et al. Characterization of a complex chromosome rearrangement involving 6q in a melanoma cell line by chromosome microdissection. Cancer genetics and cytogenetics 134. , 65-70 (2002).
- Breen, M., et al. Detection of equine X chromosome abnormalities in equids using a horse X whole chromosome paint probe (WCPP). Vet J. 153, 235-238 (1997).
- Kokhanenko, A. A., Anan’ina, T. V., Stegniy, V. N. The changes in chromosome 6 spatial organization during chromatin polytenization in the Calliphora erythrocephala Mg. (Diptera: Calliphoridae) nurse cells. Protoplasma 250. , 141-149 (2013).
- Timme, S., et al. Nuclear position and shape deformation of chromosome 8 territories in pancreatic ductal adenocarcinoma. Anal Cell Pathol (Amst. 34, 21-33 (2011).
- Drosopoulou, E., et al. Sex chromosomes and associated rDNA form a heterochromatic network in the polytene nuclei of Bactrocera oleae (Diptera: Tephritidae). Genetica. 140, 169-180 (2012).
- Pazian, M. F., Shimabukuro-Dias, C. K., Pansonato-Alves, J. C., Oliveira, C., Foresti, F. Chromosome painting of Z and W sex chromosomes in Characidium (Characiformes). Crenuchidae). Genetica. 141, 1-9 (2013).
- Howe, E. S., Murphy, S. P., Bass, H. W. Three-dimensional acrylamide fluorescence in situ hybridization for plant cells. Methods Mol Biol 990. , 53-66 (2013).
- Lysak, M. A., Mandakova, T. Analysis of plant meiotic chromosomes by chromosome painting. Methods Mol Biol 990. , 13-24 (2013).
- Ji, Z., Zhang, L. Chromosomics: detection of numerical and structural alterations in all 24 human chromosomes simultaneously using a novel OctoChrome FISH assay. J Vis Exp. 10, (2012).
- Idziak, D., et al. Painting the chromosomes of Brachypodium: current status and future prospects. Chromosoma. 120, 469-479 (2011).
- Fuchs, J., Kuhfittig, S., Reuter, G., Schubert, I. Chromosome painting in Drosophila. Chromosome Res. 6, 335-336 (1998).
- Zhimulev, I. F. . Morphology and structure of polytene chromosomes. 34, 1-490 (1996).
- Sharakhov, I. V., Sharakhova, M. V. in Chromosome Mapping Research Developments eds. J.F. Verrity & L.E. Abbington) (Nova Science. , (2008).
- Coluzzi, M., Sabatini, A., Torre, d. e. l. l. a., Di Deco, A., A, M., Petrarca, V. A polytene chromosome analysis of the Anopheles gambiae species complex). Science. 298, 1415-1418 (2002).
- Stegnii, V. N. Systemic reorganization of the architectonics of polytene chromosomes in the onto- and phylogenesis of malaria mosquitoes. Genetika. 23, 821-827 (1987).
- Stegnii, V. N. Systemic reorganization of the architectonics of polytene chromosomes in the onto- and phylogenesis of malarial mosquitoes. II. Species specificity in the pattern of chromosome relations with the nuclear envelope of nutrient ovarian cells. Genetika. 23, 1194-1199 (1987).
- Bonaccorsi, S., Santini, G., Gatti, M., Pimpinelli, S., Colluzzi, M. Intraspecific polymorphism of sex chromosome heterochromatin in two species of the Anopheles gambiae complex. Chromosoma. 76, 57-64 (1980).
- Zhimulev, I. F. Polytene chromosomes, heterochromatin, and position effect variegation. Adv Genet. 37, 1-566 (1998).
- Seifertova, E., et al. Efficient high-throughput sequencing of a laser microdissected chromosome arm. BMC Genomics. 14, 1471-2164 (2013).
- Weise, A., et al. High-throughput sequencing of microdissected chromosomal regions. European journal of human genetics. EJHG. 18, 457-462 (2010).
- Murphy, S. J., et al. Mate pair sequencing of whole-genome-amplified DNA following laser capture microdissection of prostate cancer. DNA research : an international journal for rapid publication of reports on genes and genomes 19. , 395-406 (2012).
- Moshkin, Y. M., et al. Microdissection and sequence analysis of pericentric heterochromatin from the Drosophila melanogastermutant Suppressor of Underreplication. Chromosoma. 111, 114-125 (2002).
- Decarlo, K., Emley, A., Dadzie, O. E., Laser Mahalingam, M. capture microdissection: methods and applications. Methods Mol Biol 755. , 1-15 (2011).
- Iyer, E. P., Cox, D. N. Laser capture microdissection of Drosophila peripheral neurons. J Vis Exp. 10, (2010).
- Kubickova, S., Cernohorska, H., Musilova, P., Rubes, J. The use of laser microdissection for the preparation of chromosome-specific painting probes in farm animals. Chromosome Res. 10, 571-577 (2002).
- Fukova, I., et al. Probing the W chromosome of the codling moth, Cydia pomonella, with sequences from microdissected sex chromatin. Chromosoma. 116, 135-145 (2007).
- Thalhammer, S., Langer, S., Speicher, M. R., Heckl, W. M., Geigl, J. B. Generation of chromosome painting probes from single chromosomes by laser microdissection and linker-adaptor PCR. Chromosome Res. 12, 337-343 (2004).
- Sims, C. E., Allbritton, N. L. Analysis of single mammalian cells on-chip. Lab on a chip 7. , 423-440 (2007).
- Hutchison, C. A., 3rd, J. C., Venter, Single-cell genomics. Nature biotechnology. 24, 657-658 (2006).
- Lasken, R. S., Egholm, M. Whole genome amplification: abundant supplies of DNA from precious samples or clinical specimens. Trends in biotechnology 21. , 531-535 (1016).
- Teruel, M., et al. Microdissection and chromosome painting of X and B chromosomes in the grasshopper Eyprepocnemis plorans. Cytogenet Genome Res. 125, 286-291 (2009).
- Liu, J. D., et al. Sex chromosomes in the spiny eel (Mastacembelus aculeatus) revealed by mitotic and meiotic analysis. Cytogenet Genome Res. 98, 291-297 (2002).
- Harvey, S. C., et al. Molecular-cytogenetic analysis reveals sequence differences between the sex chromosomes of Oreochromis niloticus: evidence for an early stage of sex-chromosome differentiation. Cytogenet Genome Res. 97, 76-80 (2002).
- Hockner, M., Erdel, M., Spreiz, A., Utermann, G., Kotzot, D. Whole genome amplification from microdissected chromosomes. Cytogenet Genome Res. 125, 98-102 (2009).
- Kitada, K., Taima, A., Ogasawara, K., Metsugi, S., Aikawa, S. Chromosome-specific segmentation revealed by structural analysis of individually isolated chromosomes. Genes Chromosomes Cancer. 50, 217-227 (2011).
- Ma, L., et al. Direct determination of molecular haplotypes by chromosome microdissection. Nature methods. 7, 299-301 (2010).
- Teruel, M., et al. Microdissection and chromosome painting of X and B chromosomes in Locusta migratoria. Chromosome Res. 17, 11-18 (2009).
- Treff, N. R., Su, J., Tao, X., Northrop, L. E., Scott, R. T. Single-cell whole-genome amplification technique impacts the accuracy of SNP microarray-based genotyping and copy number analyses. Molecular human reproduction 17. , 335-343 (2011).
- Rutten, K. B., et al. Chromosomal anchoring of linkage groups and identification of wing size QTL using markers and FISH probes derived from microdissected chromosomes. in Nasonia(Pteromalidae : Hymenoptera). Cytogenetic and Genome Research 105. , 126-133 (2004).
- Post, R. J., Kruger, A., Somiari, S. B. Laser-assisted microdissection of polytene chromosomes from Diptera for the development of molecular markers. Molecular Ecology Notes. 6, 634-637 (2006).
- George, P., Sharakhova, M. V., Sharakhov, I. V. High-throughput physical mapping of chromosomes using automated in situ hybridization. Journal of visualized experiments : JoVE. 10, (2012).
- Timoshevskiy, V. A., Sharma, A., Sharakhov, I. V., Sharakhova, M. V. Fluorescent in situ Hybridization on Mitotic Chromosomes of Mosquitoes. J Vis Exp. 10, (2012).
- Frumkin, D., et al. Amplification of multiple genomic loci from single cells isolated by laser micro-dissection of tissues. BMC biotechnology. 8, 10-1186 (2008).
- Raghunathan, A., et al. Genomic DNA amplification from a single bacterium. Applied and environmental microbiology 71. , 3342-3347 (2005).
- Cassio, D. Long term culture of MDCK strains alters chromosome content. BMC Res Notes. 6, 162-1610 (2013).
- Landry, J. J., et al. The Genomic and Transcriptomic Landscape of a HeLa Cell Line. G3. , (1534).
- Steiniger, G. E., Mukherjee, A. B. Insect chromosome banding: technique for G- and Q-banding pattern in the mosquito Aedes albopictus. Can J Genet Cytol. 17, 241-244 (1975).
- Brown, S. E., et al. Toward a physical map of Aedes aegypti. Insect Mol Biol. 4, 161-167 (1995).
- Green, C., Hunt, R. Interpretation of variation in ovarian polytene chromosomes of Anopheles funestus Giles. A. parensis Gillies, and A. aruni? Genetica. 51, 187-195 (1980).
- Sharakhova, M. V., Xia, A., Leman, S. C., Sharakhov, I. V. Arm-specific dynamics of chromosome evolution in malaria mosquitoes. BMC evolutionary biology. 11, 10-1186 (2011).
- Gu, L. H., et al. DNA genotyping of oral epithelial cells by laser capture microdissection]. Fa yi xue za zhi 22. , 196-197 (2006).
- Rook, M. S., Delach, S. M., Deyneko, G., Worlock, A., Wolfe, J. L. Whole genome amplification of DNA from laser capture-microdissected tissue for high-throughput single nucleotide polymorphism and short tandem repeat genotyping. The American journal of pathology 164. , 23-33 (2004).
- Houen, A., Field, B. L., Saunders, V. A. Microdissection and chromosome painting of plant B chromosomes. Methods in cell science : an official journal of the Society for In. Vitro Biology. 23, 115-124 (2001).
