Une méthode pour électrochimique systématique et l'évaluation électrophysiologique des neurones électrodes d'enregistrement
Summary
Différents revêtements d'électrodes affectent les performances d'enregistrement de neurones par des changements aux propriétés électrochimiques, chimiques et mécaniques. Comparaison des électrodes in vitro est relativement simple, mais la comparaison de la réponse in vivo est généralement compliquée par les variations de la distance électrode / des neurones et entre les animaux. Cet article fournit une méthode robuste de comparer les électrodes d'enregistrement de neurones.
Abstract
Les nouveaux matériaux et designs pour les implants neuronaux sont généralement testés séparément, avec une démonstration de performance, mais sans référence à d'autres caractéristiques des implants. Ceci s'oppose à une sélection rationnelle d'un implant particulier comme optimale pour une application particulière et le développement de nouveaux matériaux à base de paramètres de performance les plus critiques. Cet article développe un protocole pour in vitro et in vivo de dépistage d'électrodes d'enregistrement neural. Paramètres recommandés pour le test électrochimique et électrophysiologique sont documentés avec les étapes clés et les problèmes potentiels évoqués. Cette méthode élimine ou réduit l'incidence de nombreuses erreurs systématiques présentes dans plus simples vivo dans des paradigmes de test, en particulier les variations de la distance électrode / de neurones et entre les modèles animaux. Il en résulte une forte corrélation entre la critique in vitro et in vivo des réponses, telles que l'impédance et sirapport gnal sur bruit. Ce protocole peut être facilement adapté pour tester d'autres matériaux d'électrode et des dessins. Les techniques in vitro peuvent être étendus à toute autre méthode non destructive pour déterminer les indicateurs de performance encore importants. Les principes retenus pour l'approche chirurgicale dans la voie auditive peuvent également être modifiés à d'autres régions ou de tissus neuronaux.
Introduction
Implants neuronaux sont utilisés de plus en plus pour la recherche, le contrôle des prothèses et le traitement des troubles tels que la maladie de Parkinson, l'épilepsie et perte sensorielle 1,2. Mesurer et / ou contrôler à la fois la composition électrique du cerveau chimique et constitue la base de tous les implants neuronaux. Cependant, il est important d'administrer un traitement uniquement lorsque le tissu neural est dans l'état anormal pour réduire les effets secondaires 3. Par exemple, les stimulateurs cérébraux profonds pour traitement de l'épilepsie ne devraient s'appliquer qu'à une impulsion électrique au cerveau pendant une crise. Certains effets secondaires peuvent être dystonie, perte de mémoire, désorientation, altération des fonctions cognitives, hallucinations induites, la dépression ou anti-dépression 3,4. Dans de nombreux dispositifs, un système en boucle fermée est donc nécessaire d'enregistrer l'activité électrique et de déclencher une stimulation quand un état anormal est détecté. Électrodes d'enregistrement sont également utilisés pour contrôler prodispositifs Sthetic. Il est essentiel d'enregistrer l'activité neuronale cible avec le plus haut rapport signal-sur-bruit pour réaliser le déclenchement le plus précis et le contrôle de l'appareil. Un grand rapport signal sur bruit est également très souhaitable pour des applications de recherche, que des données plus fiables peuvent être obtenus, ce qui entraîne moins de sujets de test requises. Cela permettra également une meilleure compréhension des mécanismes et des voies de signalisation impliquées dans la stimulation et l'enregistrement de neurones.
Après un implant neural a été placé dans le cerveau, une réponse immunitaire est déclenchée 5,6. L'évolution dans le temps de la réaction est généralement divisé en phases aiguë et chronique, chacun étant constitué de différents processus biologiques 7. La réponse immunitaire peut avoir des effets dramatiques sur la performance de l'implant, telles que l'isolement des électrodes à partir des neurones cibles par encapsulation dans une cicatrice gliale ou de la dégradation chimique des matériaux d'implant 8.Cela peut réduire le rapport signal-sur-bruit d'une électrode d'enregistrement et de la puissance de sortie d'une électrode de stimulation, et le plomb à l'électrode 9 défaillance. Un choix judicieux de la conception et des matériaux implant sont nécessaires pour prévenir l'échec sur la durée de vie de l'implant.
Beaucoup différents matériaux et modèles d'implants ont été développés récemment pour améliorer le rapport signal-sur-bruit et la stabilité de l'implant pour l'enregistrement de neurones. matériaux d'électrode ont inclus le platine, l'iridium, le tungstène, l'oxyde d'iridium, l'oxyde de tantale, de graphène, nanotubes de carbone, les polymères conducteurs dopés, et plus récemment, des hydrogels. matériaux de substrats testés comprend également du silicium, de l'oxyde de silicium, nitrure de silicium, la soie, le téflon, un polyimide, et de silicone. Diverses modifications d'électrodes ont également été étudiés, en utilisant des revêtements tels que la laminine, les neurotrophines, ou monocouches et des traitements auto-assemblées à l'aide électrochimique, le plasma et des techniques optiques. Conception de l'implants peut être de 1 -, 2 – ou 3-dimensionnelle avec les électrodes généralement à l'extrémité d'une sonde ou d'isolant le long du bord d'une tige pour pénétrer dans les électrodes ou dans un tableau à 2 dimensions de cortex implants de surface. Indépendamment de la conception ou de matériau électrode, la littérature antérieure a généralement démontré la performance du nouvel implant sans référence à d'autres constructions d'implants. Cela empêche une évaluation systématique de leurs propriétés.
Ce protocole fournit un procédé pour la comparaison de différents matériaux d'électrode par l'intermédiaire d'une gamme de techniques analytiques et électrophysiologiques. Il est basé sur un article récemment publié qui compare 4 dopé différente conduite revêtements de polymère (de polypyrrole (Ppy) et le poly-3 ,4-éthylènedioxythiophène (PEDOT) dopé avec du sulfate (SO 4) ou para-toluène sulfonate (PTS)) et 4 revêtement différentes épaisseurs 10. Cet article a trouvé un matériau, PEDOT-pts avec un temps de dépôt de 45 sec,eu le rapport le plus élevé et le pic comptage signal-sur-bruit avec le bruit de fond le plus petit et que ces paramètres étaient dépendants de l'impédance d'électrode. PEDOT-PTS également affiché biostabilité aigu supérieur comparé aux autres polymères dopées conductrice et les électrodes d'iridium nues. Le protocole permet aux paramètres critiques commander le rapport et la stabilité de signal-sur-bruit doit être déterminée et utilisée pour améliorer encore les performances d'électrodes d'enregistrement neural.
Protocol
Representative Results
Discussion
Ce protocole fournit une méthode de comparaison de neurones revêtements d'électrode d'enregistrement à l'intérieur d'un animal. La conception de l'électrode utilisée est idéal pour l'implantation dans un rat colliculus inférieur (IC), avec des dimensions de même ordre de grandeur. Des variantes de cette électrode tels que plus d'espace entre tiges empêcheraient tous les tiges étant chez le rat IC en même temps, alors que plus des tiges et un pas plus grand entre les électrodes …
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Materials
| Programmable Attenuator | TDT | PA5 | Controls the amplitude of the acoustic signal across frequencies |
| Electrostatic speaker driver | TDT | ED1 | Drives the electrostatic speakers (EC1) |
| Coupled electrostatic speaker | TDT | EC1 | Delivers sound to the animal |
| Processing base station | TDT | RZ2 | Records neural activity from electrode array (using PZ2 preamplifier) |
| Preamplifier | TDT | PZ2-256 | 256-channel high impedance preamplifier |
| Multifunction Processor | TDT | RX6 | Used to generate acoustic stimuli |
| Multichannel electrode | NeuroNexus Technologies | A4 × 8–5mm-200-200-413 | 4-shank 32-channel electrode array |
| Potentiostat | CH Instruments | CHI660B | Deposits electrode coatings and performs cyclic voltammetry and EIS (used with CHI684) |
| Multiplexer | CH Instruments | CHI684 | Switches between electrodes on the potentiostat |
| di-sodium phosphate | Fluka | 71644 | Used in the test solution |
| 3,4-ethylenedioxythiophene (EDOT) | Sigma Aldrich | 483028 | An electrode coating material |
| para-toluene sulfonate (Na2pTS) | Sigma Aldrich | 152536 | An electrode coating material |
| Urethane | Sigma Aldrich | U2500 | Used to anaesthetise the animal |
| Silver/Silver chloride electrode | CH Instruments | CHI111 | Used for testing the electrode in vitro |
| Platinum electrode | CH Instruments | MW4130 | Used for testing the electrode in vitro |
| Motorized microdrive | Sutter Instruments | DR1000 | To control the electrode array position during surgery |
| Enzymatic cleaner | Advanced Medical Optics | Ultrazyme | Cleans the protein off the electrode array after implantation |
| Acoustic enclosure | TMC Ametek | 83-501 | Isolates the animal from acoustic and electrical noise |
| Stereotaxic frame | David Kopf Instruments | 1430 | Secures and positions the animal |
| Temperature controller | World Precision Instruments | ATC1000 | Controls the animal temperature |
| Bone drill | KaVo Dental | K5Plus | Used to perform the craniectomy |
| Aspirator | Flaem | Suction pro | Used to perform the craniectomy |
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