תיקון הקלטות קלאמפ מתאים עוברי דג הזברה מאוטנר
Summary
פיתחנו הכנת מוח השדרה שלמה כבל כדי להקליט ולעקוב אחר פעילות חשמלית באמצעות הקלטת מהדק תיקון מתאי העצב ותאי מאוטנר reticulospinal אחרים בעוברי דג הזברה. לפיכך, אנו מסוגלים להקליט זרמים מעוררים ומעכבים הסינפטי, פעילות ערוץ מתח מגודרת ופוטנציאל פעולה מתא העצב מרכזי בעובר מתפתחת.
Abstract
תאי מאוטנר (M-תאים) נוירונים reticulospinal גדולים הממוקמים במוח האחורי של דג חוליות. הם נוירונים מרכזיים מעורבים בהתנהגות אופיינית המכונה תגובת C-להתחיל או לברוח המתרחשת כאשר האורגניזם תופס את איום. M-התא נחקר בהרחבה בדג זהב המבוגר שבו הוכח לקבלת מגוון רחב של הגירוי, אותות מעכבים וneuromodulatory 1. אנחנו כבר בחינת פעילות M-תא בדג זברה עוברית כדי ללמוד היבטים של פיתוח הסינפטי בהכנת חוליות. בסוף 1990s עלי ועמיתיו פיתחו הכנה למהדק תיקון הקלטה מM-תאים בעוברי דג הזברה, שבו מערכת העצבים המרכזית היו 2,3,4 במידה רבה ללא פגע. המטרה באותו הזמן הייתה להקליט פעילות הסינפטית מתא עצב למוח האחורי, תאי עצב בחוט השדרה ושרירי שלד תא מטען, תוך שמירה על קשרים סינפטיים פונקציונליים בתוך הכנת כבל מוח השדרה בשלמותה.הכנה זו היא עדיין בשימוש במעבדה שלנו היום. כדי לבחון את הפלסטיות הסינפטית התפתחותיים הבסיסית מנגנונים, אנו רושמים מעוררים (בתיווך NMDA AMPA ו) 5,6 ו( GABA וגליצין) זרמים סינפטיים מעכבים מלפתח M-תאים. חשוב לציין, הכנה ייחודית זה מאפשרת לנו לחזור לאותו התא (M-תא) מהכנה להכנה לבחינת פלסטיות הסינפטית ונוירו התפתחות באורגניזם עוברי בזהירות. ההטבות הניתנות על ידי הכנה זו כוללות 1) ללא פגע, קשרים סינפטיים פונקציונליים על M-התא, 2) הכנות זולות יחסית, 3) היצע גדול של עוברים זמינים 4) את היכולת לחזור לאותו סוג התא (כלומר M- תא) בכל הכנה, כך שפיתוח הסינפטי ברמה של תא בודד יכול להיבחן מדג לדג, ו5) הדמיה של הכנות שלמות בשל האופי השקוף של העוברים.
Introduction
אחת השאלות הבולטות בנוירוביולוגיה התפתחותית נוגע לתפקידו של תופעות פלסטיות הסינפטית במהלך התבגרות הסינפטי. המחקר שלנו מתמקד בהבנת מנגנוני הפלסטיות העומדים בבסיס התפתחות סינפטיים עם מטרה כללית של הבנת התנהגות בעלי חיים בהקשר של פיתוח הסינפטי. על מנת לעשות זאת, פיתחנו הכנה שלמה ברובו באורגניזם (דג הזברה, Danio rerio) שצבר תאוצה רבה למחקרים התפתחותיים בסוף 1990s.
דג הזברה מציעה מספר יתרונות בולטים ללימודים התפתחותיות. למשל, הגנום שלו הוא רצף ואחד יכול לבצע knockdowns morpholino וטורנירי nuclease אבץ האצבע להשתיק את פעילות גן וביטוי חלבון. אפשר גם לבצע מחקרי ביטוי יתר וניתן לבנות קווים מהונדסים 7-9. הם עוברים בקלות יחסית ושפע לרכישה, והטבע השקוף של העובר משאיל את עצמו היטב להדמיה ומחקרי Opto-גנטי. בנוסף, ניתן לבצע ניתוח התנהגות, ויכולים להתבצע ניסויים אלקטרו על סיבי שריר, תאי עצב בחוט השדרה ובמוח אחוריים נוירונים באורגניזמים שלמים ברובו, ומאפשרים לבחון את תפקוד תא בגוף חי. חשוב מכך, אנו יכולים לבחון את הפעילות הסינפטית ולא רק באותו הסוג של תא, אך באותו הזוג של נוירונים, מהכנה להכנה. במילים אחרות, זו אחת הכנות חוליות נדירות שבו אחד לא יכול לחזור לאותו תא עצב, באתרו, ללמוד את התפתחותה.
על מנת לשמור על מעגלים עצביים קיימא ככל האפשר, פיתחנו תכשיר שבו המוח האחורי ואת חוט השדרה נותרו ללא פגע, ואילו תיקון clamping מM-התאים. בהכנה זו, עיניים, הלסת והעור שכיסה את המוח בעדינות הוסרו והמוח האחורי הוא peeleד מnotochord, המאפשר גישה אל פני השטח הגחון של המוח האחורי. נוירונים reticulospinal נמצאים מיקרומטרים אחדים עמוקים ויחסית בקלות. ב48 הודעה hr הפריה (hpf; כמה קיצורים שמותיהם מופיעים בטבלה 1) התאים חשמליים קומפקטיים ואחד בנאמנות יכול להקליט פעילות הסינפטית (שניהם מעורר וזרמים מעכבים), זרמי מתח מגודרת ופוטנציאל פעולה מהם.
הממצאים שלנו הראו כי היבטים רבים של התפתחות והתבגרות הסינפטי להתרחש בשעה 24 לפני הבקיעה, ועל אורגניזמים בטווח הגילים של 24 hpf 72 hpf לכן חלק גדול מתשומת הלב שלנו מתמקדת. עם זאת, על ידי 72 hpf, M-תאים פחות חשמלי קומפקטיים וקשה כראוי מהדק החלל. הטכניקה יכולה לשמש כדי להקליט לא רק מM-התאים, אלא גם מhomologs ס"מ MiD2 וסנטימטר MiD3. באופן תיאורטי, ניתן גם לבצע הקלטות כפולות, מspנוירון inal כבל כגון הנוירון מוטורי ראשוני ומM-התא, אבל זה קשה וזה ניתן לטעון כי היתרונות שנרכשו מטכניקה כזו קשה לא יכולים להיות שווה את המאמץ יוצא הדופן שנדרש.
Protocol
Representative Results
Discussion
הפרוטוקול שתואר לעיל מאפשר תיקון שיא מהדק מM-התאים וhomologs שלה. הטכניקה היא מאתגרת ויש להיזהר בכמה תחומי מפתח לאורך כל ההליך. נדונונו עתה בחלק מהאזורים אלה ויציע עצות מועילות כדי להבטיח את ההצלחה.
בנייה של החדר לנתח / הקלטה היא היבט קריטי של הניסוי. M-התאים קשה לראות, אלא אם כן הוא משמש התערבות ההפרש לעומת זאת. Nomarski דסק"ש עובד הכי טוב עם coverslips זכוכית נקייה, אבל אנחנו מצאנו ששכבה דקה מאוד של Sylgard (~ 1-2 מ"מ) לא לעוות את דסק"ש במידה כזו שהוא מפריע לזיהוי של M-התאים. לכן, אנו משתמשים בחדר הקלטה שיש coverslip זכוכית דק בתחתית שעליו ממוקם מכונת כביסה קטנה מפלסטיק (~ קוטר 5 מ"מ). אנחנו מערבבים Sylgard 184 בצלחת פטרי ולהוסיף בזהירות Sylgard הנוזל לחלק הפנימי של מכונת הכביסה עם פיפטה פסטר. סאיlgard ניתן לרפא בטמפרטורת חדר במשך כמה ימים או יכול להיות מחומם לריפוי מהיר. מכונת הכביסה ניתן להסיר לאחר Sylgard ריפא, אם כי זה לא הכרחי. ברגע שהחדר לנתיחה / ההקלטה נעשה, ניתן להשתמש בו במשך כמה שבועות לפני שיש צורך בשקופית זכוכית המצופה Sylgard טרי.
השלב הבא בהליך הוא להפוך את כל הפתרונות הרלוונטיים ביום של הניסוי (טבלת 3). פתרונות תאיים המכילים הכל, אבל ה-ATP וGTP נעשים מראש ולאחסן ב5 מיליליטר aliquots ב -20 ° C. ביום הקלטת aliquot מופשר לטמפרטורת חדר וATP הטרי וGTP הוא הוסיף. הפתרון מותאם ל280 mOsm וpH 7.4. בידיים שלנו, אנו מוצאים כי תוספת של ה-ATP הטרי וGTP על תוצאות בסיס יומיות בהקלטות טובות. כל הפתרונות צריכים להיות כל הזמן סטריליים לסיכוי הטוב ביותר של הצלחה.
פתרונות תאיים חייבים להיות מסוננים througחה מסנן מיקרומטר 0.22 (Sigma) כדי להסיר חלקיקים קטנים ופסולת שעשויה להשפיע על ההקלטה. כדי לעשות זאת, אנו מפנים הראשונים הפתרון תאיים לתוך מזרק 1 מיליליטר, להדביק את המסנן לסוף המזרק ולהוסיף טיפ פיפטה פלסטיק שהיה מחומם ומשך עד לקצה בסדר, בסופו של המסנן. זה מאפשר לנו ליישם את הפתרון תאיים המסונן ישירות לחלק הפנימי של טפטפות תיקון זכוכית.
ברגע שהפתרונים מוכנים, העובר יכול להיות מורדם וגזור. לפני הנתיחה, יש להקפיד על מנת להעריך את גיליו של האורגניזם במידה מספקת. כל עובר בגילי מצמד בקצב שונה במקצת. לכן כאשר מעריכים את גיליו של האורגניזם זה חשוב לעשות זאת על פי נהלים שנקבעו 10,13, על ידי שימוש ברמזי phenotypical כגון מספר somites, את הצורה הכללית של הגוף ואת הזמן של הפריית ביצית. כל הניתוחים מבוצעים עם # 5 זוג יפה של דומוןמלקחיים. אלה צריכים להיות חדים ובמצב עבודה טוב אחר זה יהיה קשה מאוד להסיר את העור שכיסה את המוח האחורי וכל רקמת חיבור על פני השטח הגחון של המוח האחורי. לעתים קרובות יש לנו לחדד את המלקחיים אחרי כמה שבועות של שימוש, ועושים לעצמנו את זה עם אבן השחזה.
כדי להצמיד את הדג בשכבה דקה של sylgard, אנו משתמשים בסיכות המעוצבות מחוט טונגסטן בסדר 0.001 סנטימטרים קוטר. הפינים לחתוך עם מספריים תחת מיקרוסקופ לנתח ישנים, מיקרו לנתיחה, והם קטנים מספיק כדי להתאים ישר דרך notochord. מצמיד את העוברים בכל נקודה אחרת לא לשתק אותם ועושה ניתוחים כמעט בלתי אפשריים לביצוע. כאשר לומד לראשונה לבצע הקלטות, זה יכול להיות קשה לזהות M-התא מhomologs שלה (במיוחד סנטימטר MiD2 הנמצא בrhombomere השכן – rhombomere 5). בחלק מהעוברים שני זוגות של תאים אלה נראים דומים בגודלם. Otoliths פרוvide ציון דרך נוחה כדי לסייע בזיהוי של M-תאים. ב48 HPF M-התאים ממוקמים ממש ליד otoliths, ולמרות שotoliths יוסרו במהלך הנתיחה, הם משאירים מאחור אזור פגום מעט לרוחב של המוח האחורי, המשמש כסמן למיקום המקורי שלהם. דג מהונדס המבטא GFP או כמה סמן פלואורסצנטי אחר בM-התא, לספק הכנות מצוינות לנסיינים חדשים. בידיים שלנו יש את M-תאי קיבול הממברנה של כ 18-24 pF ב48 hpf, בעוד homologs הקטן יותר קרובים יותר ל12-14 pF. יש תאים עם שטח פנים גדול יותר ערכים גדולים יותר קרום קיבול (נמדדו בFarads פיקו (PF)) בהשוואה לתאים קטנים יותר. לכן, קיבול קרום יכול לשמש כמדד גס של גודל תא, שבו יש תאים גדולים יותר ערכי קיבול גדולים יותר. מאפיין אלקטרו זה משמש כנכס אחר שבו M-התא ניתן לזהות מhomologs שלה. לבסוף, לעתים קרובות אנו משתמשים Lucifer הצהוב בהקלטה הפתרונות (תאיים), המאפשר לנו לנהל הזדהות איתנה של סוג התא תחת חקירה באמצעות דימות פלואורסצנטי פעם אחת ההקלטות הן מלאים שלנו.
התנגדויות קצה פיפטה בטווח של 3.5-4.5 MΩ הן הפשרה הטובה ביותר בין גודל קצה והתנגדות גישה נמוכה, אשר בדרך כלל נע 8-15 MΩ. הדבר חשוב במיוחד לאירועים עם קינטיקה מהירה; ~ 0.1 אלפיות שניות (20-80%) יעלו פעמים ו~ 0.5 מעריכי msec דועך 12,14,15 (3A ואיורים 3 ב). הנתונים שנרכשו בשיעור דיגיטציה של 50-100 קילוהרץ ומסונן עם תדר נמוך לעבור של 5-10 KHz. בהתייחס לטפטפות התיקון, מצאנו שהם לא צריכים להיות כדי להשיג הקלטת אש מלוטשת, אבל אנקדוטות, נראה להציע סיכוי מעט טוב יותר של קבלת חותמות טובות בהשוואה לטפטפות לא מלוטש. מאחר הטיפים פיפטה הם גדולים יחסית, אנחנו לא להוסיף verלחץ y הרבה חיובי לפיפטה לפני הכניסה לפתרון. זה לוקח בפועל יחליט על הכמות המתאימה של לחץ חיובי לחול עודף של לחץ יעברו לתא יותר מדי, וימנע היווצרות חותם. זה גם עלול לגרום נזק לקשרים סינפטיים כתא הוא עקור בעדינות ממקומו המקורי. מצד השני, תוצאות לחץ מעט מדי בטיפים מלוכלכים ולא הצליחו לנקות את פני השטח של התא מספיק טוב כדי ליצור חותמות טובות. שמח בינוני מושגת רק על ידי תרגול וניסיון משמעותיים. היווצרות Seal יכולה להיות משופרת עם יישומים של מתח השלילי לפיפטה. בדרך כלל יש לנו חותמות של 1.2-2 GΩ, שהם מעולים לפריצות דרך לכל מצב התא.
כאשר סוכנים תרופתיים צריכים להיות מיושמים על הציטופלסמה של התא, אנו לכלול אותם בפתרון תאיים לפני מילוי פיפטה. יש להקפיד בעת הכנת פתרונות פיפטה כדי למנוע אובדן של הסוכניםעל ידי בעלה לאגד את מסנן 0.22 מיקרומטר. לכן, אנו מסננים את המדיום תאיים ראשון, ולאחר מכן להוסיף בזהירות את הסוכן התרופתי לפתרון המסונן. יישום של תרכובות לתא תאיים יש סט ייחודי משלו של אתגרים. לדוגמא, תוספת של תרופות למדיום תאיים בדרך כלל מפחיתה את הסיכוי ליצירת חותם GΩ, אבל לא עד לנקודה שבה הוא מכשול עיקרי לניסוי.
אחד צריך להבין כי היישום של סוכנים תרופתיים באופן זה אינו מאפשר הנסיין כדי להקליט את השליטה המתאימה ביותר שכן יש סוכן גישה מיידית לתא מההתחלה של כל תצורת התא. לכן, בזמן שאנו רושמים נתונים ברחבי סוג זה של ניסוי, אחד חייב להיות מודע לכך שהשליטה הטובה הבאה היא היישום תאיים של צורה פעילה של הסוכן. במקרים רבים זה לוקח את הצורה של מתחם חום מומת, o פפטיד מקושקשתr האיזומר פעיל המתקבל מהספק.
אנו רוכשים את הנתונים בצורה של זרמים סינפטיים (mPSCs), זרמי מתח מגודרת ופוטנציאל פעולה. זרמי מיניאטורות עשויים להיות מנותחים על ידי כמה תוכניות מצוינות (pClamp, Axograph, וכו '), אם כי אנו מעדיפים להשתמש Axograph X (ג'ון קלמנטס). Axograph X פועל על שני הפלטפורמות של Windows ו-Macintosh ויכול לשמש הן לרכישה והניתוח של נתונים אלקטרו. mEPCs נרכש בעזרת תבנית של הבחירה של הנסיין, המתקבלת מהרישום עצמו. אירועים בודדים ניתן לנתח למאפיינים כגון זמן עלייה, משרעת, חצי רוחב וריקבון זמן, וכו 'אנחנו לייצא את הגיליון האלקטרוני של נתונים לKaleidagraph (Synergy תוכנה) שבו אנחנו יכולים לייצר דמויות, כוללים עותקים של עקבות אירוע מAxograph X.
אחד ההיבטים הקשים יותר של הניסוי הוא לקבוע האם ההקלטה בוצעה מספיק טוב כדי לספק נקי,נתונים אמינים. לדוגמא, בעיות מהדק חלל עלולות להתעורר בעת הקלטת mPSCs מM-תאים שיש להם אקסונים גדולים ותהליכים דנדריטיים נרחבים. כאשר הידוק מתח, אפשר בדרך כלל לשלוט במתח בקצה פיפטה בצורה סבירה (במיוחד אם את התנגדות הגישה (R) היא נמוכה), אך ייתכן שלא תהיה בקרה נאותה של פוטנציאל הממברנה בתהליכים או אקסונים הדנדריטים, כי הם רחוקים הרחק בקצה פיפטה. אחת שיטות לקביעה אם התא היה כראוי השטח מהודק היא לייצר עלילת פיזור של זמן העלייה לעומת המשרעת של mPSCs שנרשמו. מתאם בין הנתונים המעידים על הידוק שטח לוקה בחסר. במילים אחרות, אם את מהדק החלל הוא עני אז mPSCs המתרחשים קרוב לפיפטה יהיה מהיר יותר לעלות פעמים ואמפליטודות גדולות יותר מאירועים המתרחשים במרחק מה מפיפטה. אם קשר אכן קיים, אז הנתונים הוא בעייתיים ולא ניתן להשתמש בם.
היבט נוסףשל קלטות אלקטרו שצריך להיות מטופל הוא זה של זרמי דליפה. הדבר נכון במיוחד כאשר מתח הידוק תא על מנת לרשום זרמי מתח מגודרת כמו Na + K + או זרמים. כאשר פוטנציאל הממברנה הוא סטה משאר, ניתן להקליט זרמי דליפה יחד עם פעילות תלוית מתח. זרמי דליפה (אני L), שילוב של אשלגן (אני K), נתרן (אני Na) וכלוריד הנוכחי (אני Cl) דרך הלא מתח מגודרת ערוצים יהיו לטשטש את פעילותו של עניין וזה חייבים להיות מופחת ההקלטה. המגבר הוא מסוגל לבצע את התפקיד הזה באינטרנט בזמן ההקלטה על ידי הפעלה מה שנקרא פרוטוקול P / N בדרך כלל. במהלך פרוטוקול P / N המגבר יפעל כמה depolarizations הקטן (או hyperpolarizations) ממנוחה וירשום הנוכחיים דליפה וכתוצאה מכך המתרחש. חשוב להשתמש מספיק פולסים קטנים שלא יפעילו ערוצי מתח מגודרת. הנוכחישל המתרחשים במהלך פולסים אלו נרשמים בממוצע, כך שיכולים להיות מופחתים זרמי דליפה אלה מפעילות ערוץ המתח מגודרת.
לבסוף, צריך לקחת בחשבון את פוטנציאל צומת, אשר מתרחש בקצה האלקטרודה בין תאית ופתרונות תאיים. פתרונות תאיים וחוץ תאיים מורכבים בדרך כלל של יונים שונים, עם פעילויות וmobilities שונים. יונים גדולים יותר עם mobilities הנמוך יציעו התנגדות גדולה יותר לתנועת יון מאשר קטן וזה יכול לגרום להבדל פוטנציאל קטן אך משמעותי בצומת של הפתרונות. פוטנציאל צומת זה חייב להילקח בחשבון בקביעת המתח המתאים חווה על ידי התא.
הטכניקה המוצגת כאן היא אחד בשימוש על ידי המעבדה שלנו במשך שנים רבות. עם זאת, ישנן שיטות חלופיות של הקלטה מM-התא. בעיקר, יוסף Fetcho ועמיתיו לפתחed הכנה מצוינת שבו אפשר להקליט מM-התאים של זחלים מבוגרים (בן 4-5 ימים) באופן פחות פולשני מכפי שהוצג כאן, שבו M-התא פנה מהמשטח הגבי 16. ניסיתי אנחנו טכניקה דומה אבל מצאנו את זה קל יותר להתקרב M-התא מהצד הגחוני של המוח האחורי, שבו התא קרוב יותר אל פני השטח של המוח, בעיקר בדגים צעירים (כלומר 24 hpf 72 hpf). יתר על כן, גישה מהמשטח הגבי דורשת בדרך כלל שימוש בקו מהונדס המבטא את תג ניאון M-התא, שבו יש את הפוטנציאל להציג את משתנים נוספים להקלטה. בעיה זו לא קיימת כאשר משתמשים בדגים מסוג בר. עם זאת, עם הטכניקה שהוצגה כאן, אנחנו מוגבלים ללימוד בעלי חיים צעירים (24 hpf 72 hpf). לכן, לכל גישה יש יתרונות ומגבלות שלה.
מבחן t של הסטודנט ניתן להשתמש כדי להשוות בין שתי קבוצות של נתונים תוך ניתוח של ריאןלסה"נ (אנובה) ניתן להשתמש כדי להשוות בין מספר קבוצות. יש להקפיד לבחור את מבחן post hoc-המתאים לפרמטרית לעומת נתונים שאינם פרמטרית.
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
עבודה זו נתמכה על ידי מענקים ממדעי הטבע והנדסת מועצת מחקר של קנדה (NSERC) והקרן הקנדית עבור חדשנות (CFI), כדי DWA.
Materials
| Equipment Name | Company | Catalogue Number |
| Dissecting Dish | Warner Instruments | 64-0291 |
| 0.001″ Tungsten Wire | Scientific Instruments Services Inc. | W406 |
| Dissecting microscope | Leica Microsystems | MZ9.5 |
| Pipette Puller | Sutter Instruments Co. | P-97 |
| Microforge | Narishige Group | MF-900 |
| Upright Patch clamp microscope | Leica Microsystems | DMLFSA |
| Micromanipulator | Siskiyou Inc. | MX7500 |
| Digidata | Molecular Devices | 1322A |
| Amplifier | Molecular Devices | 200B |
| Acquisition software | Molecular Devices | pClamp9 |
| Axograph X | Axograph | Axograph X |
References
- Korn, H., Faber, D. S. The Mauthner cell half a century later: a neurobiological model for decision-making. Neuron. 47, 13-28 (2005).
- Ali, D. W., Buss, R. R., Drapeau, P. Properties of miniature glutamatergic EPSCs in neurons of the locomotor regions of the developing zebrafish. J. Neurophysiol. 83, 181-191 (2000).
- Ali, D. W., Drapeau, P., Legendre, P. Development of spontaneous glycinergic currents in the Mauthner neuron of the zebrafish embryo. J. Neurophysiol. 84, 1726-1736 (2000).
- Drapeau, P., Ali, D. W., Buss, R. R., Saint-Amant, L. In vivo recording from identifiable neurons of the locomotor network in the developing zebrafish. J. Neurosci. Methods. 88, 1-13 (1999).
- Patten, S. A., Ali, D. W. AMPA receptors associated with zebrafish Mauthner cells switch subunits during development. J. Physiol. 581, 1043-1056 (2007).
- Patten, S. A., Ali, D. W. PKCgamma-induced trafficking of AMPA receptors in embryonic zebrafish depends on NSF and PICK1. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S .A. 106, 6796-6801 (2009).
- Ekker, S. C. Morphants: a new systematic vertebrate functional genomics approach. Yeast. 17, 302-306 (2000).
- Nasevicius, A., Ekker, S. C. Effective targeted gene ‘knockdown’ in zebrafish. Nat. Genet. 26, 216-220 (2000).
- Tallafuss, A., et al. Turning gene function ON and OFF using sense and antisense photo-morpholinos in zebrafish. Development. 139, 1691-1699 (2012).
- Kimmel, C. B., Ballard, W. W., Kimmel, S. R., Ullmann, B., Schilling, T. F. Stages of embryonic development of the zebrafish. Dev. Dyn. 203, 253-310 (1995).
- Hamill, O. P., Marty, A., Neher, E., Sakmann, B., Sigworth, F. J. Improved patch-clamp techniques for high-resolution current recording from cells and cell-free membrane patches. Pflugers Archiv : European Journal of Physiology. 391, 85-100 (1981).
- Patten, S. A., Ali, D. W. AMPA receptors associated with zebrafish Mauthner cells switch subunits during development. J. Physiol. 581, 1043-1056 (2007).
- Westerfield, M. . The Zebrafish Book: A Guide for the Laboratory use of Zebrafish (Danio rerio). 1, (2007).
- Patten, S. A., Ali, D. W. PKCgamma-induced trafficking of AMPA receptors in embryonic zebrafish depends on NSF and PICK1. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 106, 6796-6801 (2009).
- Patten, S. A., Roy, B., Cunningham, M. E., Stafford, J. L., Ali, D. W. Protein kinase Cgamma is a signaling molecule required for the developmental speeding of alpha-amino-3-hydroxyl-5-methyl-4-isoxazole-propionate receptor kinetics. The European Journal of Neuroscience. 31, 1561-1573 (2010).
- Kinkhabwala, A., et al. A structural and functional ground plan for neurons in the hindbrain of zebrafish. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 1164-1169 (2011).
