Virale Tracing van genetische gedefinieerde neurale circuits
Summary
Werkwijze voor het traceren van synaptisch verbonden neuronen beschreven. We maken gebruik van TVA specificiteit van een upstream cel te peilen of een cel populatie van belang synaptische input van genetische gedefinieerde celtypes ontvangt.
Abstract
Klassieke methodes voor het bestuderen van neuronale circuits zijn vrij geringe capaciteit. Transsynaptic virussen, met name de pseudorabies (PRV) en rabiësvirus (RABV), en meer recent vesiculair stomatitis virus (VSV), voor het bestuderen schakelingen, wordt steeds populairder. Deze hogere doorvoersnelheid methoden gebruiken virussen die overbrengen tussen neuronen in zowel de anterograde of retrograde richting.
Onlangs werd een aangepaste RABV voor monosynaptic retrograde tracing ontwikkeld. (Figuur 1A). In deze methode wordt het glycoproteïne (G) gen verwijderd uit het virale genoom en alleen in bevoorraad gerichte neuronen. Infectie specificiteit wordt bereikt door het substitueren van een chimeer G, bestaande uit het extracellulaire domein van de ASLV-A glycoproteïne en het cytoplasmatische domein van de G-RABV (A / RG) voor de normale RABV-G 1. Deze chimere G infecteert specifiek cellen die de TVA-receptor 1. Het gen dat codeert TVA kan zijn delivered op verschillende manieren 2-8. Na RABV-G infectie van een TVA-expressie neuron kan de RABV verzenden naar andere, synaptisch verbonden neuronen in een achteruitgaande richting van nature eigen G was geleverd samen met TVA receptor. Deze techniek labels een relatief groot aantal ingangen (5-10%) 2 op een bepaald celtype, die een bemonstering van alle ingangen op een bepaald celtype starter.
We hebben onlangs gemodificeerd deze techniek VSV als een tracer transsynaptic 9. VSV heeft een aantal voordelen, waaronder de snelheid van genexpressie. Hier hebben we detail een nieuwe virale tracing systeem met behulp van VSV nuttig voor het sonderen van microcircuits met verhoogde resolutie. Terwijl de oorspronkelijke gepubliceerde strategieën Wickersham et al.. 4 en Beier et al.. 9 vergunning etiket van neuronen die aanvankelijk op geïnfecteerd TVA-expressie-cellen hier VSV werd ontworpen om slechts aan TVA-expressie brengende cellen (Figuur 1B). Het virus wordt eerst met pseudogetypeerd RABV-G infectie van neuronen stroomafwaarts van TVA-expressie neuronen mogelijk. Na het infecteren deze eerste populatie van cellen, het virus infecteren model alleen TVA tot expressie brengende cellen. Omdat de transsynaptic virale verspreiding beperkt tot TVA tot expressie brengende cellen, of afwezigheid van connectiviteit van gedefinieerde celtypes kunnen worden onderzocht met hoge resolutie. Een experimentele stroomschema van deze experimenten wordt getoond in Figuur 2. Hier laten we een model circuit, dat van richting-selectiviteit in de muis retina. We onderzoeken de connectiviteit van starburst amacrine cellen (SBZ) aan retinale ganglioncellen (RGC).
Protocol
Discussion
Met virussen neurale circuits studie een relatief high throughput werkwijze voor het analyseren verbonden neuronen. Echter, het genereren van zowel VSV en RABV virionen is niet triviaal. Hoewel het bovenstaande protocol voor reddings virus van cDNA wordt, is het nog steeds een lage waarschijnlijkheid event. De niveaus van elk van de N, P en L plasmiden moeten fijn worden aangepast en vele proeven en gerepliceerd moet worden gedaan om virale rescue waarborgen. De vorming van de ribonucleotide deeltjes waarin een volledig…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
We willen graag Sean Whelan erkennen voor hulp bij het redden van recombinante VSV-varianten, en Didem Goz en Ryan Chrenek voor technische ondersteuning. Dit werk werd ondersteund door HHMI (CLC), en # NS068012-01 (KTB).
Materials
| Reagent | Company | Catalogue number | |
| Tissue Culture | |||
| Baby Hamster Kidney (BSRT7) cells | available upon request | ||
| vaccinia (vTF7-3) | available upon request | ||
| pN, pP, pl plasmids | available upon request | ||
| Calcium Chloride | Sigma | C1016 | |
| Magnesium Chloride | Sigma | M8266 | |
| HEK 293T cells | Open Biosystems | HCL4517 | |
| 60 mm TC-Treated Culture Dish | Corning | 430166 | |
| 75 cm2 Rectangular Canted Neck Cell Culture Flask with Vent Cap | Corning | 430641 | |
| Media : DMEM (Dulbecco’s Modified Eagle Medium) | Invitrogen | 12491-015 | |
| 1 M HEPES pH 7.4 | Gibo | 15630-080 | |
| FBS: Fetal Bovine Serum | Gibco | 10437-028 | |
| PKS | Invitrogen | 15140-163 | |
| Lipofectamine 2,000 Transfection Reagent | Invitrogen | 11668-019 | |
| Syringe: 5 ml Luer-Lock syringe | Sigma | Z248010-1PAK | |
| Syringe Filters | Nalgene | 190-2520 | |
| PEI: High Potency Linear PEI | Polysciences | 23966 | |
| Viral Centrifugation | |||
| Corning 150 ml Tube Top Vacuum Filter System, 0.45 μm Pore | Corning | 430314 | |
| Thinwall, Ultra-Clear, 38.5 ml, 25 x 89 mm ultracentrifuge tubes | Beckman-Coulter | 344058 | |
| Ultracentrifuge | Beckman-Coulter | optima XL-80K | |
| SW28 Ultracentrifuge rotor | Beckman-Coulter | 342207 | |
| Mouse Injection | |||
| Capillary micropipets | Drummond | 5-000-2005 | |
| Stereotax | Narishige | SR-5M | |
| Micromanipulator | Narishige | SM-15 | |
| Ump injector | World Precision Instruments | Sys-Micro4 | |
| Four channel microcontroller | World Precision Instruments | UMP3 | |
| M.TXB Bench Motor with C.EMX-1 Dial Control, 115 Volt | Foredom | M.TXB-EM | |
| H.10 Handpiece, Quick Change | Foredom | H.10 | |
| Step Drill, 0.5 mm | Foredom | A-58005P | |
| Microelectrode holder | World Precision Instruments | MEH2S | |
| Ketamine | Henry Schein | 995-2949 | |
| Xylazine | Henry Schein | 4015809TV | |
| Buprenorphine | Henry Schein | 1118217 | |
| 1 ml syringe | Becton-Dickinson | 309628 | |
| 30 gauge injection needle | Becton-Dickinson | 305106 | |
| Protective Ophthalmic Ointment | Doctors Foster and Smith | 9N-014748 | |
| Ethanol | Sigma | 493511 | |
| Iodine | Sigma | PVP1 | |
| Surgery and Dissection tools | |||
| Scissors | Fine Science Tools | 91402-12 | |
| Standard Forceps | Fine Science Tools | 11000-12 | |
| Fine Forceps | Fine Science Tools | 11255-20 | |
| Vannas spring scissors | Fine Science Tools | 15000-00 | |
| Scalpel handle | Fine Science Tools | 10003-12 | |
| Scalpel blades | Fine Science Tools | 10015-00 | |
| Sutures | Robbins Instruments | 20.SK640 | |
| Dissection and antibody staining | |||
| paraformaldehyde | Sigma | P6148 | |
| Phosphate Buffered Saline | Sigma | P4417 | |
| Triton X-100 | Sigma | T9284 | |
| Donkey Serum | Jackson Immunoresearch | 017-000-121 | |
| Antibodies | |||
| Antibodies | millipore | AB144P | |
| Anti-gfp | Abcam | ab13970 | |
| Donkey anti-chicken Dylight 488 | Jackson immunoresearch | 703-545-155 | |
| Donkey anti-chicken Alexa Fluor 647 | Jackson immunoresearch | 705-605-147 | |
| DAPI | Invitrogen | D1306 | |
| Tissue mounting | |||
| Superfrost plus microscope slides | Fisher | 12-550-100 | |
| Cover glass 22 x 22, 0 thickness | Electron Microscopy Sciences | 72198-10 | |
| Silicone elastomer | Rogers Corp | HT-6220 | |
| Clear nail polish | Electron Microscopy Sciences | 72180 | |
| Prolong Gold antifade reagent | Invitrogen | P36930 |
References
- Wickersham, I. R. Monosynaptic restriction of transsynaptic tracing from single, genetically targeted neurons. Neuron. 53, 639-647 (2007).
- Marshel, J. H., Mori, T., Nielsen, K. J., Callaway, E. M. Targeting single neuronal networks for gene expression and cell labeling in vivo. Neuron. 67, 562-574 (2010).
- Wall, N. R., Wickersham, I. R., Cetin, A., De La Parra, M., Callaway, E. M. Monosynaptic circuit tracing in vivo through Cre-dependent targeting and complementation of modified rabies virus. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 107, 21848-21853 (2010).
- Wickersham, I. R. Monosynaptic restriction of transsynaptic tracing from single, genetically targeted neurons. Neuron. 53, 639-647 (2007).
- Yonehara, K. Spatially asymmetric reorganization of inhibition establishes a motion-sensitive circuit. Nature. 469, 407-410 (2011).
- Stepien, A. E., Tripodi, M., Arber, S. Monosynaptic rabies virus reveals premotor network organization and synaptic specificity of cholinergic partition cells. Neuron. 68, 456-472 (2010).
- Beier, K. T., Samson, M. E. S., Matsuda, T., Cepko, C. L. Conditional expression of the TVA receptor allows clonal analysis of descendents from Cre-expressing progenitor cells. Dev. Biol. 353, 309-320 (2011).
- Seidler, B. A Cre-loxP-based mouse model for conditional somatic gene expression and knockdown in vivo by using avian retroviral vectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 105, 10137-10142 (2008).
- Beier, K. T. Anterograde or retrograde transsynaptic labeling of CNS neurons with vesicular stomatitis virus vectors. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 108, 15414-15419 (2011).
- Whelan, S. P., Ball, L. A., Barr, J. N., Wertz, G. T. Efficient recovery of infectious vesicular stomatitis virus entirely from cDNA clones. Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 92, 8388-8392 (1995).
- Fuerst, T. R., Niles, E. G., Studier, F. W., Moss, B. Eukaryotic Transient-Expression System Based on Recombinant Vaccinia Virus That Synthesizes Bacteriophage T7 RNA Polymerase. PNAS. 83, 8122-8126 (1986).
- Young, J. A., Bates, P., Varmus, H. E. Isolation of a chicken gene that confers susceptibility to infection by subgroup A avian leukosis and sarcoma viruses. J. Virol. 67, 1811-1816 (1993).
- Madisen, L. A robust and high-throughput Cre reporting and characterization system for the whole mouse brain. Nat Neurosci. 13, 133-140 (2010).
- Franklin, K., Paxinos, G. . The Mouse Brain in Stereotaxic Coordinates. , (1997).
- van den Pol, A. N. Viral strategies for studying the brain, including a replication-restricted self-amplifying delta-G vesicular stomatis virus that rapidly expresses transgenes in brain and can generate a multicolor golgi-like expression. J. Comp. Neurol. 516, 456-481 (2009).
