Visualizzazione e manipolazione genetica di dendriti e spine nella corteccia cerebrale e nell'ippocampo mouse utilizzando<em> In utero</em> Elettroporazione

Nel Regno Unito, i topi sono alloggiati, allevati e trattati secondo le linee guida approvate dal Ministero degli Interni sotto la Animal (Scientific Procedures) Act 1986. 1. Preparazione: Soluzione DNA e Needles Purificare il DNA con un plasmide libero Endotoxin Maxi-prep kit. Preparare la soluzione plasmide DNA iniettabile a concentrazioni desiderate in acqua e aggiungere Fast Green (concentrazione finale di 0,05%) per visualizzare iniezioni. L'efficienza di elettroporazione è altamente dipendente dalla concentrazione di DNA. Una concentrazione di 1 pg / pl viene generalmente utilizzato. Questa concentrazione è sufficiente per visualizzare i neuroni elettroporate senza compromettere il loro sviluppo. Tuttavia, secondo il promotore utilizzato nel vettore plasmidico (basso livello di espressione con promotore di citomegalovirus / enhancer, con forte livello di espressione del citomegalovirus enhancer precoce immediato e β-actina di pollo fusione promotore (CAG) promotore), nonché le dimensioni e la stabilità della proteina espressa, questa concentrazione può essere regolato (0,25 pg / pl a 5 pg / pl). Tirare aghi di vetro con un estrattore micropipetta. 2. Preparazione della Chirurgia Autoclavare strumenti chirurgici e saline tampone fosfato (PBS). Preparare la soluzione analgesico in PBS (buprenorfina, Vetergesic, concentrazione finale di 30 ug / ml). Pesare il mouse incinta iniettare per via sottocutanea e 0,1 mg / kg di Vetergesic almeno 30 minuti prima della chirurgia. Durante questo tempo, preparare la zona chirurgica. Accendere i rilievi di riscaldamento e la camera di recupero. Mettere PBS sterile in bagno di acqua calda e tutti gli strumenti sterili e materiali su teli sterili. Posizionare gli elettrodi di platino in un bicchiere pieno di PBS e connettersi al elettroporatore. Riempire l'ago con la soluzione di DNA con una punta microloader, collegare l'ago al titolare capillare e pizzicare la punta dell'ago con una pinza. e_title "> 3. Chirurgia Prima dell'iniezione del DNA ed elettroporazione Anestetizzare un topo in stato di gravidanza (E14.5, E15.5) con isoflurano in carrier di ossigeno (ossigeno 2 l / min) utilizzando una camera di anestetico di induzione. Attendere che l'animale perde il riflesso di raddrizzamento. Trasferire l'animale a una maschera di "pre-chirurgia". Mettere una goccia di gel occhio su ciascun occhio per evitare ulcerazioni della cornea degli occhi, mentre la madre è in anestesia generale. Utilizzare un rasoio elettrico a radersi i capelli dell'addome. Pulire la zona rasata una volta con clorhexidine per raccogliere i capelli volo. Trasferire l'animale a una seconda maschera nella zona di intervento. Posizionate il mouse con la schiena sul cuscino. Avviare la chirurgia quando il riflesso pedale è andato perduto. Indossare maschera e guanti sterili. Coprire l'animale con un telino sterile (con un piccolo foro sopra l'addome) per evitare che i tessuti e gli strumenti vengano contaminate dalle aree di pelle che non sono stati rasati e disinfettati. Pulire la zona rasata unot almeno 3 volte con clorhexidine. Usare un tampone di cotone sterile diverso ogni volta. Utilizzare un bisturi per fare una incisione verticale lungo la linea mediana (~ 1 pollice lungo) attraverso la pelle. Usando le forbici, praticare un'incisione simile del muscolo dell'addome lungo la linea alba (linea bianca composta principalmente di collagene del tessuto connettivo). Scegliere gli embrioni più accessibili e posizionare la pinza ad anelli tra due embrioni e tirare la catena embrionale dalla cavità addominale. Da questo punto in poi, tenere gli embrioni idratata con sterile preriscaldata PBS. N microscopio è richiesto per la visualizzazione. 4. L'iniezione di DNA e di elettroporazione Inizia con uno dei laterali più embrioni, rendendo più facile tenere traccia di quali sono state elettroporate embrioni. Non tirare troppo sugli embrioni in quanto ciò aumenta il rischio di emorragia. Manipolare la posizione dell'embrione all'interno del sacco amniotico utilizzando i pinza ad anelli estabilizzare la testa degli embrioni tra gli anelli. Premere delicatamente per spingere verso l'alto l'embrione più vicino alla parete uterina. Con l'altra mano, prendere il titolare capillare e inserire l'ago attentamente in mezzo dell'emisfero per indirizzare il ventricolo laterale. Premere il pedale per iniettare circa 1 pl di soluzione di DNA miscelato con Fast Green (meno di 1 pl per studiare dendriti). Si dovrebbe osservare il colorante verde di riempimento del ventricolo laterale. Passaggi critici: – la nitidezza l'ago è fondamentale per forare correttamente la parete uterina. È importante ridurre al minimo il movimento dell'ago alla superficie della parete uterina e dopo l'inserimento nel ventricolo causa un allargamento del foro porterà alla fuoriuscita di liquido amniotico e morte embrionale. Evitare di vasi sanguigni penetranti nella parete uterina, come questo si tradurrà in emorragia e la morte dell'embrione. – È importante non iniettare un volume troppo grande di DNA nel ventricolo laterale perché indurràidrocefalo (non superino il 2 ul a E14.5). Il volume di DNA viene regolato secondo lo scopo dell'esperimento. Se 1ml è generalmente utilizzato per la maggior parte degli esperimenti, un volume minore di DNA (circa 0,5 pl) è richiesto per dendrite e l'analisi della colonna vertebrale. Infatti poche cellule isolate devono essere mirate al fine di visualizzare e misurare il pergolato dendritica dei neuroni elettroporate. Posizionare gli elettrodi sui lati della testa dell'embrione con il polo positivo (+) paddle sullo stesso lato come il ventricolo iniettato per elettroporazione corteccia o sul lato opposto del ventricolo iniettato per elettroporazione dell'ippocampo (Figura 2). Quindi applicare cinque impulsi elettrici 30V (50 msec durata) ad intervalli di 1 sec. Passaggio critico: Evitare l'applicazione di corrente attraverso la placenta in quanto ciò può provocare la morte dell'embrione. Tutti gli embrioni di un topo in stato di gravidanza può essere elettroporate, di solito con lo stesso DNA costrutto per evitare qualsiasi confusione. Tuttavia, una diminuzione lungo intervento chirurgico è il tasso di sopravvivenza degli embrioni. La cavità addominale non deve essere aperta più di 30 min. 5. Chirurgia Post-elettroporazione Dopo electroporating gli embrioni, aggiungere PBS nella cavità addominale e utilizzare le pinza ad anelli per sostituire il corno uterino nella sua posizione originale. Suturare la parete addominale e pelle con Vicryl suture riassorbibili. Mettete l'animale in una camera di recupero fino a quando non si sveglia (min di solito 5-10) e poi trasferirli in una gabbia posta su un rilievo del heating. 6. Post-operatorio Controllare il comportamento dei topi per valutare il dolore, sofferenza o angoscia e pesare gli animali 24 h e 48 h dopo l'intervento chirurgico. Se necessario, analgesici può essere somministrata per minimizzare il dolore e disagio. 7. Tissue Processing Raccogliere gli embrioni elettroporate o cuccioli nelle fasi embrionali o post-natale necessari per l'esperimento. ove_content "> – Per l'analisi in fasi embrionali (per esempio per studiare la proliferazione cellulare o la migrazione): Euthanize madre via dislocazione cervicale e raccogliere gli embrioni. Dopo decapitazione, selezionare i cervelli che sono state elettroporate correttamente, come indicato dalla quantità e la posizione del segnale fluorescente, visualizzato attraverso il cranio con un binoculare fluorescente. Sezionare il cervello fuori dal cranio e fissare una notte in 4% PFA e poi posto in 20% di saccarosio / PBS durante la notte. Incorpora in compound ottobre, il congelamento a -80 ° C e la sezione con un criostato. – Per l'analisi in una fase post-natale (per esempio per studiare dendriti e spine): Anestetizzare cuccioli o topi adulti con iniezione intraperitoneale di pentobarbitone (40-60 mg / kg) ed eseguire perfusione transcardial con PBS, seguito da 4% in PBS PFA. Sezionare il cervello fuori dal cranio e post-fix in 4% PFA durante la notte. Dopo lavaggi in PBS, la sezione cervello utilizzando un vibratomo (100 sezioni micron per dendrite analisi). Montare le sezioni in Poly Aqua / mount utilizzando coprioggetto 0.16-0.19 mm di spessore per dendriti delle immagini e spine. 8. Rappresentativi risultati La figura 3 mostra esempi di cellule elettroporate nella corteccia cerebrale (Figure 3A, B), nella CA1 (figure 3C, D) e nel giro dentato dell'ippocampo (figure 3e, F). Topi wild-type sono state elettroporate a E14.5 con un costrutto GFP (PCA-b-EGFPm5 silenziatore 3) e il cervello sono state raccolte al giorno postnatale (P) 14. Iniettando un piccolo volume di soluzione di DNA (0,5 pl o meno di una soluzione a 1 pg / pl), alcune celle sono etichettati, che permette la visualizzazione del arborizzazione dendritica di isolate GFP + cellule (figura 3) così come le loro spine con un ingrandimento maggiore (Figura 4). <strong> Figura 1. Rappresentazione schematica di elettroporazione protocolli che possono essere utilizzati per studiare dendriti e spine. (A) elettroporazione di un costrutto GFP per confrontare i dendriti e spine nei topi wild-type e mutanti. (B) Elettroporazione di GFP-shRNA (GFP è espressa dal costrutto stesso) per confrontare dendriti e spine in topi elettroporata con un costrutto shRNA specifico per un gene di interesse (X) o un shRNA controllo. (C) IUE possono essere utilizzati insieme con un sistema inducibile Cre per limitare l'espressione del shRNA al periodo di tempo auspicabile. In questo esperimento, un vettore che esprime una forma di ricombinasi Cre che può essere attivato da 4-hydroxytamoxifen (CAG-ER T2 CREER T2; 1 pg / pl) 10, viene elettroporata con un vettore che esprime una shRNA specifica in un Cre dipendente modo (1 pg / pl, e con un indicatore di ricombinazione (CALNL-GFP costrutto, espressione inducibile GFP da Cre;. 1 pg / pl) 10 Il efficienzecy del knockdown può essere migliorata aumentando la concentrazione del shRNA così come l'aumento CAG ER-T2 CREER concentrazione T2. Figura 2. Controllo spaziale di elettroporazione. Questa figura mostra dove posizionare gli elettrodi paletta secondo la sito di iniezione del DNA per indirizzare la corteccia cerebrale e nell'ippocampo. Figura 3. Visualizzazione del pergolato dendritiche in utero elettroporate di cellule nella corteccia cerebrale e nell'ippocampo. (A, B) sezioni coronali che mostrano GFP + cellule piramidali della corteccia cerebrale, (CD) cellule piramidali di CA1 dell'ippocampo e (E, F), cellule granulari del giro dentato a P14. Un costrutto GFP (PCA-b-EGFPm5 silenziatore 3) è stato elettroporate a E14.5. Immagini maggiore ingrandimento (B, D, F) mostrano che IUE è un metodo efficace per visualizzare dendriti. Barre di scala rappresentano 50 micron (B, D e F), 150 micron (A, C, E). Figura 4. Visualizzazione di spine dendritiche in P14 neuroni che sono stati elettroporate in utero ad E14.5 con un costrutto che esprime GFP. (A, B) le immagini ad alto ingrandimento di spine da dendriti basali dei neuroni piramidali dell'ippocampo. Barre di scala rappresentano 5 micron (A) e 2 micron (B).