Summary

Odorant-geïnduceerde responsen Opgenomen van olfactorische receptor neuronen met behulp van de zuignap Pipet Techniek

Published: April 05, 2012
doi:

Summary

Olfactorische receptor neuronen (ORNs) om te zetten geur signalen eerst in een receptor stroom die op zijn beurt actiepotentialen die worden overgebracht naar de tweede orde neuronen in de bulbus olfactorius triggers. Hier beschrijven we de zuig-pipet techniek om tegelijkertijd op te nemen van de geurstof-geïnduceerde receptor huidige en actiepotentialen van muis ORNs.

Abstract

Dieren proeven van de geurige omgeving om hen heen door de chemosensoring systemen in de neusholte. Chemosensoring signalen van invloed zijn complex gedrag zoals voedsel keuze, roofdier, soortgenoten en mate erkenning en andere maatschappelijk relevante cues. Olfactorische receptor neuronen (ORNs) bevinden zich in het dorsale deel van de neusholte ingebed in het reukepitheel. Deze bipolaire neuronen stuur een axon naar de bulbus olfactorius (zie Fig. 1, Reisert & Zhao 1, oorspronkelijk gepubliceerd in het Journal of algemene fysiologie) en uitbreiding van een enkele dendriet aan de epitheliale grens van waar trilharen uitstralen in het slijm dat de olfactorische dekt epithelium. De trilharen bevat de signaaltransductie machinerie die uiteindelijk leidt tot huidige instroom prikkelend door de ciliaire transductie kanalen, een cyclisch nucleotide-gated (CNG) kanaal en een Ca2 +-geactiveerde Cl kanaal (Fig. 1). De daaruit voortvloeiende depolarization triggers actiepotentiaal generatie aan het cellichaam 2-4.

In deze video beschrijven we het gebruik van het "suction pipet techniek" naar geurstof-geïnduceerde responsen opnemen ORNs. Deze methode is oorspronkelijk ontwikkeld om op te nemen vanaf stang fotoreceptoren 5 en een variant van deze methode is te vinden op jove.com aangepast om op te nemen van de muis kegel fotoreceptoren 6. De zuig-pipet techniek werd later aangepast om ook op te nemen van ORNs 7,8. Kort na dissociatie van het reukepitheel en celisolatie wordt het gehele lichaam van een cel ORN gezogen in de punt van een pipet opname. De dendrieten en de cilia blijven blootgesteld aan de badoplossing en dus toegankelijk voor oplossing verandert om bijvoorbeeld geurstof of farmacologische blocker toepassing mogelijk. In deze configuratie is geen toegang tot de intracellulaire omgeving verkregen (no whole-cell voltage clamp) en de intracellulaire spanning blijft vrij variëren. Dit allesdankt het gelijktijdig opnemen van de langzame receptor stroom die afkomstig zijn van de cilia en snelle actie potentialen afgevuurd door het cellichaam 9. Het verschil in kinetiek tussen deze twee signalen kunnen ze worden gescheiden met verschillende instellingen weer. Deze techniek kan worden gebruikt op elk wild type of knockout muis of selectief opnemen ORNs die tegelijk GFP specifieke subsets van ORNs label, bijv. een gegeven expressie geurstof receptor of ionkanaal.

Protocol

1. De Opname-instelling De opname kamer is gemonteerd op een Nikon Eclipse TE2000U omgekeerde microscoop met fasecontrast optica die is aangebracht op een lucht tafel en elektrisch afgeschermd met een Faraday kooi. De plexiglas opname kamer bestaat uit twee delen gedeeltelijk gescheiden door een barrière en gelijmd op een gesilaniseerde glasplaatje. Een deel van de kamer wordt gebruikt om de cellen te regelen terwijl de andere wordt gebruikt voor stimulus-blootstelling tijdens de opname voort…

Discussion

<p class="jove_content"> De zuig pipet techniek is een elektrofysiologische methode die wordt gebruikt om de geur-geïnduceerde receptor langzaam lopende en snel bifasisch actiepotentialen van een ORN tegelijk opnemen. Aangezien de plasmamembraan van de cel niet wordt doorbroken, laat deze methode de intracellulaire milieu ongestoord zodat de geurstof reacties niet door veranderingen van de cytoplasmatische ion concentraties of verdunning van intracellulaire factoren veranderd. Cellen kunnen worden opgenomen van en langdurig (tot 4 h in kikk…

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Dit werk werd ondersteund door NIH DC009613, het Human Frontier Science Program en een Morley Care Fellowship (naar JR).

Materials

Name of the material Type Company Catalogue /
Model number
Comments
Air table equipment Newport
Air Pump equipment Newport ACGP
Pipette Puller equipment Sutter P-97
Borosilicate glass equipment WPI 1B150-4
Nikon Eclipse Inverted microscope equipment Nikon TE2000U Equipped with Hg lamp, GFP filter and objectives 20X and 5X at least
Amplifier PC-501A equipment Warner 64-0008 Headstage 1 GΩ
Diamond knife Equipment Custom-made
Digitizer Mikro1401 A/D equipment Cambridge Electronic Design
Filter unit 3382 equipment Krohn Hite corporation
Signal software Cambridge Electronic Design
Molded Ag/AgCl Pellet equipment WPI 64-1297
Pipette holder equipment Warner 64-0997 Custom modified to fit
headstage
Recording chamber Equipment Custom-made
Micromanipulator
MP85-1028
equipment Sutter Instrument Micromanipulator
MP85-1028
Mineral oil Solution Sigma 330779-1L
Oscilloscope TDS 1001 equipment Tektronix
Three-barreled square glass tube Equipment Warner 64-0119 0.6 mm ID , 5 cm long
Valve equipment The Lee Company
Valvelink 8.2 equipment Automate Scientific
SF-77B Perfusion fast step equipment Warner

References

  1. Reisert, J., Zhao, H. Perspectives on: Information and coding in mammalian sensory physiology: Response kinetics of olfactory receptor neurons and the implications in olfactory coding. J. Gen. Physiol. 138, 303-310 (2011).
  2. Kaupp, U. B. Olfactory signalling in vertebrates and insects: differences and commonalities. Nat. Rev. Neurosci. 11, 188-200 (2010).
  3. Tirindelli, R., Dibattista, M., Pifferi, S., Menini, A. From pheromones to behavior. Physiol. Rev. 89, 921-956 (2009).
  4. Kleene, S. J. The electrochemical basis of odor transduction in vertebrate olfactory cilia. Chem. Senses. 33, 839-859 (2008).
  5. Baylor, D. A., Lamb, T. D., Yau, K. W. Responses of retinal rods to single photons. J. Physiol. 288, 613-634 (1979).
  6. Wang, J., Kefalov, V. J. Single-cell Suction Recordings from Mouse Cone Photoreceptors. J. Vis. Exp. (35), e1681 (2010).
  7. Lowe, G., Gold, G. H. The spatial distributions of odorant sensitivity and odorant-induced currents in salamander olfactory receptor cells. J. Physiol. 442, 147-168 (1991).
  8. Reisert, J., Matthews, H. R. Na+-dependent Ca2+ extrusion governs response recovery in frog olfactory receptor cells. J. Gen. Physiol. 112, 529-535 (1998).
  9. Reisert, J., Matthews, H. R. Adaptation of the odour-induced response in frog olfactory receptor cells. J. Physiol. 519, 801-813 (1999).
  10. Matthews, H. R. A compact modular flow heater for the superfusion of mammalian cells. J. Physiol. 518P, 13 (1999).
  11. Reisert, J., Matthews, H. R. Simultaneous recording of receptor current and intraciliary Ca2+ concentration in salamander olfactory receptor cells. J. Physiol. 535, 637-645 (2001).

Play Video

Cite This Article
Ponissery Saidu, S., Dibattista, M., Matthews, H. R., Reisert, J. Odorant-induced Responses Recorded from Olfactory Receptor Neurons using the Suction Pipette Technique. J. Vis. Exp. (62), e3862, doi:10.3791/3862 (2012).

View Video