Summary

Évaluer les changements métaboliques hépatiques pendant la colonisation progressive des axéniques de souris par 1 H NMR Spectroscopy

Published: December 15, 2011
doi:

Summary

Une procédure est décrite colonisation progressive pour mieux évaluer son impact sur le métabolisme hépatique hôte. La colonisation est surveillé non invasive, en évaluant l'excrétion urinaire de métabolites microbiens co-par RMN basée sur le profilage métabolique tandis métabolisme hépatique est évalué par la Haute Résolution angle magique (MAS RH) RMN de profilage intacte biopsie.

Abstract

Il est bien connu que les bactéries intestinales contribuent de manière significative à l'homéostasie hôte, offrant une gamme de prestations telles que la protection immunitaire et la synthèse de vitamine. Ils fournissent également l'hôte d'une quantité considérable de nutriments, ce qui rend cet écosystème un organe métabolique essentiel. Dans le contexte de plus en plus évident le lien entre la flore intestinale et le syndrome métabolique, la compréhension des interactions métaboliques entre l'hôte et sa microflore intestinale est devenue un enjeu important de la biologie moderne. 1-4

Colonisation (appelé aussi processus de normalisation) désigne la création de micro-organismes dans une ancienne exempte de germes d'origine animale. S'il est un processus naturel survenant à la naissance, il est aussi utilisé chez les adultes sans germes animaux pour contrôler l'écosystème intestinal floraux et de mieux déterminer son impact sur le métabolisme de l'hôte. Une procédure commune pour contrôler le processus de colonisation est d'utiliser la méthode de gavage avec un single ou un mélange de micro-organismes. Cette méthode conduit à une colonisation très rapide et présente l'inconvénient d'être extrêmement stressant 5. Il est donc utile de minimiser le stress et d'obtenir un processus plus lent de colonisation d'observer progressivement l'impact de la mise en place sur le métabolisme des bactéries hôtes.

Dans ce manuscrit, nous décrivons une procédure pour évaluer la modification du métabolisme hépatique au cours d'un processus de colonisation progressive en utilisant une technique non destructive métaboliques profilage. Nous proposons de suivre la colonisation microbienne intestinale en évaluant l'activité métabolique microbienne intestinale reflétée par l'excrétion urinaire de métabolites microbiens co-par une profilage métabolique par RMN H-fondée. Cela permet une appréciation de la stabilité de l'activité microbienne intestinale delà de l'établissement stable de l'écosystème microbien intestinal généralement évaluée par le suivi des bactéries fécales par DGGE (électrophorèse sur gel dénaturant gradient). 6 Lela colonisation se déroule dans un environnement ouvert et conventionnelles est initiée par une litière sale souillés par des animaux conventionnels, qui serviront de témoins. Les rongeurs sont des animaux coprophages, ce qui assure une colonisation homogène, comme décrit précédemment. 7

Profilage métabolique hépatique est mesurée directement à partir d'une biopsie du foie intact en utilisant 1 H High Angle magique Résolution Spinning spectroscopie RMN. Cette technique semi-quantitative offre un moyen rapide d'évaluer, sans endommager la structure cellulaire, les principaux métabolites tels que les triglycérides, de glucose et de glycogène afin de mieux estimer l'interaction complexe entre les processus de colonisation et le métabolisme hépatique 7-10. Cette méthode peut également être appliqué à toute une biopsie tissulaire 11,12.

Protocol

1. La colonisation du germe sans animaux et la collecte de l'échantillon Retirer les animaux sans germes d'isolateurs et de les héberger dans une salle de l'élevage dans des cages conventionnelles équipés d'un filtre à l'avant des animaux conventionnels qui servent de témoins (figure 1). Mélanger la moitié de la litière (3 jours) prises de la cage de commande classique avec la litière des animaux sans germes. Toujours garder un tiers de la litière sale conventionnels …

Discussion

Dans ce protocole, nous avons décrit une procédure de colonisation progressive dans un milieu ouvert aux autres d'étudier l'impact du microbiote intestinal sur le métabolisme hépatique évalué par 1 H RMN HR MAS profilage des intacte biopsie. Diverses méthodes de la colonisation ont été décrits dans la littérature. Les méthodes les plus communes de coloniser les animaux avec un microbiote sont définis par gavage oral ou de l'eau potable contaminée 19,20. L'inoculation …

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Tous les spectres RMN utilisées comme exemples sont tirés d'une étude publiés antérieurement 7 qui a été soutenu financièrement par Nestlé.

Materials

Table of specific reagents and equipment:

Name of the reagent Company Catalogue number Comments
2.5 mm microtube New Era NE-H5/2.5-V-Br
1.7 mm capillary tube Sigma-Aldrich NORS175001
Capillary adapter New Era NE-325-5/1.7
Extraction rod New Era NE-341-5
HR-MAS rotor BL4 with 50 μL
spherical Teflon spacer kit
Bruker HZ07213
Tool kit for 50 μL inserts Bruker B2950
Advance III 600 MHz NMR Bruker
1H HR MAS NMR solid probe Bruker
Deuterium oxide 99.9 % Sigma-Aldrich 530867-1L
3-(trimethylsilyl)propionic
acid-d4 (TSP)
Sigma-Aldrich 269913

References

  1. Cani, P. D., Delzenne, N. M. Gut microflora as a target for energy and metabolic. Curr. Opin. Clin. Nutr. Metab. Care. 10, 729-734 (2007).
  2. Ley, R. E., Turnbaugh, P. J., Klein, S., Gordon, J. I. Microbial ecology: human gut microbes associated with obesity. Nature. 444, 1022-1023 (2006).
  3. Raoult, D. Obesity pandemics and the modification of digestive bacterial flora. Eur. J. Clin. Microbiol. Infect. Dis. 27, 631-634 (2008).
  4. Turnbaugh, P. J., Backhed, F., Fulton, L., Gordon, J. I. Diet-induced obesity is linked to marked but reversible alterations in the mouse distal gut microbiome. Cell. Host. Microbe. 3, 213-223 (2008).
  5. Balcombe, J. P., Barnard, N. D., Sandusky, C. Laboratory routines cause animal stress. Contemp. Top. Lab. Anim. Sci. 43, 42-51 (2004).
  6. Muyzer, G., Smalla, K. Application of denaturing gradient gel electrophoresis (DGGE) and temperature gradient gel electrophoresis (TGGE) in microbial ecology. Antonie van Leeuwenhoek. 73, 127-141 (1998).
  7. Claus, S. P. Colonization-induced host-gut microbial metabolic interaction. MBio. 2, (2011).
  8. Waters, N. J. High-resolution magic angle spinning 1H NMR spectroscopy of intact liver and kidney: optimization of sample preparation procedures and biochemical stability of tissue during spectral acquisition. Anal. Biochem. 282, 16-23 (2000).
  9. Bollard, M. E. High-resolution 1H and 1H-13C magic angle spinning NMR spectroscopy of rat liver. Magnetic resonance in medicine. 44, 201-207 (2000).
  10. Lindon, J. C., Holmes, E., Nicholson, J. Pattern recognition methods and applications in biomedical magnetic resonance. Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. 39, 1-40 (2001).
  11. Tate, A. R. Distinction between normal and renal cell carcinoma kidney cortical biopsy samples using pattern recognition of (1)H magic angle spinning (MAS) NMR spectra. NMR. Biomed. 13, 64-71 (2000).
  12. Wang, Y. Topographical variation in metabolic signatures of human gastrointestinal biopsies revealed by high-resolution magic-angle spinning 1H NMR spectroscopy. Journal of Proteome Research. 6, 3944-3951 (2007).
  13. Meiboom, S., Gill, D. Modified spin-echo method for measuring nuclear relaxation times. The review of scientific instruments. 29, 688-691 (1958).
  14. Nicholson, J. K., Holmes, E., Wilson, I. D. Gut microorganisms, mammalian metabolism and personalized health care. Nat. Rev. Microbiol. 3, 431-438 (2005).
  15. Martin, F. P. Effects of probiotic Lactobacillus paracasei treatment on the host gut tissue metabolic profiles probed via magic-angle-spinning NMR spectroscopy. Journal of Proteome Research. 6, 1471-1481 (2007).
  16. Swann, J. R. Variation in Antibiotic-Induced Microbial Recolonization Impacts on the Host Metabolic Phenotypes of Rats. J. Proteome. Res. , (2011).
  17. Jacobs, D. M., Gaudier, E., van Duynhoven, J., Vaughan, E. E. Non-digestible food ingredients, colonic microbiota and the impact on gut health and immunity: a role for metabolomics. Curr. Drug. Metab. 10, 41-54 (2009).
  18. Beckonert, O. High-resolution magic-angle-spinning NMR spectroscopy for metabolic profiling of intact tissues. Nat. Protoc. 5, 1019-1032 (2010).
  19. Hooper, L. V., Sansonetti, P., Zychlinsky, A. . Methods in microbiology. 31, 559-589 (2002).
  20. Rahija, R. J., Fox, J. G. Ch. 7. The mouse in biomedical research. , 217-234 (2007).
  21. Goodwin, B. L., Ruthven, C. R., Sandler, M. Gut flora and the origin of some urinary aromatic phenolic compounds. Biochemical Pharmacology. 47, 2294-2297 (1994).
  22. Koopman, J. P. ‘Normalization’ of germfree mice after direct and indirect contact with mice having a ‘normal’ intestinal microflora. Lab Anim. 20, 286-290 (1986).
  23. Nishikata, N., Shikata, N., Kimura, Y., Noguchi, Y. Dietary lipid-dependent regulation of de novo lipogenesis and lipid partitioning by ketogenic essential amino acids in mice. Nutrition and Diabetes. 1, 1-12 (2011).
  24. Spagou, K. A GC-MS metabolic profiling study of plasma samples from mice on low- and high-fat diets. J. Chromatogr. B. Analyt. Technol. Biomed. Life. Sci. 879, 1467-1475 (2011).
  25. Sanchez-Patan, F., Monagas, M., Moreno-Arribas, M. V., Bartolome, B. Determination of microbial phenolic acids in human faeces by UPLC-ESI-TQ MS. J. Agric. Food. Chem. 59, 2241-2247 (2011).
  26. Roux, A., Lison, D., Junot, C., Heilier, J. F. Applications of liquid chromatography coupled to mass spectrometry-based metabolomics in clinical chemistry and toxicology: A review. Clin. Biochem. 44, 119-135 (2011).
  27. Ryan, D., Robards, K., Prenzler, P. D., Kendall, M. Recent and potential developments in the analysis of urine: a review. Anal. Chim. Acta. 684, 8-20 (2011).
  28. Nagayama, K., Wuthrich, K., Bachmann, P., Ernst, R. R. Two-dimensional J-resolved 1H n.m.r. spectroscopy for studies of biological macromolecules. Biochem. Biophys. Res. Commun. 78, 99-105 (1977).
  29. Aue, W. P., Bartholdi, E., Ernst, R. R. Two-dimensional spectroscopy. Application to nuclear magnetic resonance. J. Chem. Phys. 64, 2229-2246 (1975).
  30. Bodenhausen, G., Ruben, D. J. Natural abundance 15N NMR by enhanced heteronuclear spectroscopy. Chemical. Physics. Letters. 69, 185-189 (1980).
  31. Fan, T. W. -. M. Metabolite profiling by one- and two-dimensional NMR analysis of complex mixtures. Progress in nuclear magnetic resonance spectroscopy. 28, 161-219 (1996).
  32. Fan, T., Lane, A. Structure-based profiling of metabolites and isotopomers by NMR. Progress in Nuclear Magnetic Resonance Spectroscopy. 52, 48-48 (2008).
  33. Fonville, J. M. The evolution of partial least squares models and related chemometric approaches in metabonomics and metabolic phenotyping. Journal of Chemometrics. 24, 636-649 (2010).
  34. Merrifield, C. A. A metabolic system-wide characterisation of the pig: a model for human physiology. Mol. Biosyst. , (2011).
  35. Tugnoli, V. Molecular characterization of human gastric mucosa by HR-MAS magnetic resonance spectroscopy. International Journal of Molecular Medicine. 14, 1065-1071 (2004).
  36. Sitter, B. Comparison of HR MAS MR spectroscopic profiles of breast cancer tissue with clinical parameters. NMR Biomed. 19, 30-40 (2006).
  37. Beckonert, O. Metabolic profiling, metabolomic and metabonomic procedures for NMR spectroscopy of urine, plasma, serum and tissue extracts. Nat. Protoc. 2, 2692-2703 (2007).

Play Video

Cite This Article
Heath, P., Claus, S. P. Assessing Hepatic Metabolic Changes During Progressive Colonization of Germ-free Mouse by 1H NMR Spectroscopy. J. Vis. Exp. (58), e3642, doi:10.3791/3642 (2011).

View Video