Laser assotomia seguito da time-lapse imaging è un modo sensibile al test gli effetti delle mutazioni in<em> C. elegans</em> Sulla rigenerazione degli assoni. Una qualità elevata, ma economico, sistema di ablazione laser possono essere facilmente aggiunti alla maggior parte dei microscopi. Passa il tempo di imaging più di 15 ore richiede un'attenta immobilizzazione del worm.
Laser assotomia seguito da time-lapse microscopia è un test sensibile per fenotipi la rigenerazione degli assoni in C. elegans 1. La difficoltà principale di questo saggio è il costo percepito ($ 25-100K) e tecniche necessarie per implementare un sistema di ablazione laser 2,3. Tuttavia, laser a stato solido a impulsi dei costi modesti (<$ 10K) in grado di fornire prestazioni elevate per l'ablazione laser in preparati trasparenti in cui gli assoni di destinazione sono "vicini" alla superficie del tessuto. Costruzione e l'allineamento di un sistema può essere compiuto in un giorno. Il percorso ottico fornito dalla luce del condensatore focalizzato alla ablazione laser fornisce una comoda guida di allineamento. Un modulo intermedio con tutte le ottiche rimossa può essere dedicata alla ablazione laser e assicura che non gli elementi ottici devono essere spostati durante una sessione di ablazione laser. Un dicroico nel modulo intermedio permette l'imaging simultaneo e ablazione laser. Centrando il raggio laser to il raggio uscente dalla lente focalizzata condensatore microscopio guida l'allineamento iniziale del sistema. Una varietà di lenti utilizzata per il condizionamento ed espandere il raggio laser a riempire l'apertura posteriore della lente dell'obiettivo scelto. Allineamento finale e la prova viene eseguita con un fronte bersaglio superficie del vetrino di vetro specchiato. Potenza del laser è adeguato per dare un minimo posto ablazione dimensioni (<1um). Lo spot è centrato ablazione con regolazioni di precisione dello specchio ultimi cinematicamente montato di una croce fissa nella finestra di imaging. Laser di potenza per assotomia sarà di circa 10 volte superiore a quello necessario per il primo posto ablazione minima sulla diapositiva di destinazione (questo può variare con l'obiettivo di utilizzare). I worm possono essere immobilizzato per laser assotomia e time-lapse imaging montaggio su cuscinetti agarosio (o in camere di microfluidica 4). Pastiglie di agarosio sono fatti facilmente con il 10% di agarosio in soluzione salina bilanciata fuso in un forno a microonde. Una goccia di agarosio fuso viene posto su un vetrino e appiattito con un altrovetrino in un trampolino di circa 200 um di spessore (un singolo strato di nastro tempo scorre adiacente viene utilizzato come distanziatore). Un berretto "Sharpie" è usato per tagliare un pad circolare uniforme diametro di 13mm. Anestetico (1UL muscimolo 20mm) e microsfere (Chris Fang-yen comunicazione personale) (1UL 2,65% polistirolo 0,1 um in acqua) vengono aggiunti al centro del pad seguita da 3-5 vermi orientata in modo che siano coricati su un fianco sinistro. Un coprioggetto di vetro è applicata e poi vaselina viene utilizzato per sigillare il coprioggetto ed evitare l'evaporazione del campione.
Ci sono diverse discussioni in buona laser microchirurgia con sistemi laser diversi 3,5-11. I laser a femtosecondi IR sono il "gold standard" per l'ablazione laser subcellulare 12 e conveniente se associato ad un impianto di imaging, ma spesso sono troppo costosi per i singoli utenti. Se avete bisogno di un laser a femtosecondi per l'imaging IR il campione a causa della profondità delle immagini allora si avrà probabilmente bisogno di un laser per assotomia. Tessuti trasparenti con assoni target entro 30-50 um della superficie sono probabilmente fattibile con impulsi laser blu e verde nel UJ / impulso 20 target range attraverso una lente ad alta immersione na. Ci saranno danni collaterali di più con il laser nano e pico secondi rispetto al laser a femtosecondi, tanto più che la profondità aumenta assone il bersaglio. C. elegans è trasparente e tutti gli assoni sono entro 20-30 um della superficie. Noi abitualmente taglio assoni motori che si trovano entro 5 um della superficie. Abbiamo anche facilmente tagliare asciaons all'interno dell'anello nervose che sono circa 20 um dalla superficie della cuticola. Abbiamo trovato il limite per il taglio di assoni di essere di circa 30-50 um attraverso il diametro di un verme adulto. E 'probabile che il sistema di ablazione laser qui descritto dovrebbe funzionare bene con molti preparazioni diverse che soddisfano i criteri di trasparenza e la profondità degli assoni di destinazione. Eppure, è un po 'sorprendente, dato il vantaggio teorico del laser a femtosecondi IR, che 355 nm nano e picosecondo e 532 nm laser svolgere così bene per laser assotomia in C. elegans 6,13. Non vediamo differenze nella rigenerazione degli assoni in risposta al laser assotomia con nanosecondo 440 nm, 532 nm nanosecondo, infrarossi e laser a femtosecondi.
Stato solido 355 nm laser UV sono circa lo stesso costo della 532 nm diodo pompato passivamente Q-Switched laser a stato solido, ma richiedono potenze superiori o ottiche che passano in modo efficiente queste lunghezze d'onda più corta. La maggior parte delle ottiche sono progettati per eseguire ben visibile con 400 -700 nm di luce. 355 nm laser offrirebbe alcuni vantaggi 6 come soglia plasmatiche ridotte, dimensione dello spot più piccoli, e un dicroico passaggio lungo in modo efficiente diretta del 100% del laser ablazione al target e permettere l'imaging simultaneo di GFP senza perdita di segnale campione. I laser blu 440 nm avrebbe mantenuto i vantaggi di lavorare con un laser a luce visibile (buone prestazioni con ottica standard e di sicurezza). Purtroppo, il costo di un DPP Q-switched a stato solido 440 nm laser è 3 volte il costo di un laser 355nm o 532 nm di potenza simile in questo momento. Se dovessimo progettare un nuovo sistema per la C. elegans, dove la profondità obiettivo è minimo, dovremmo optare per una lente trasparente UV (costo circa $ 3.000 per una lente 40X olio 1.3na con 50-70% di trasmittanza a 355nm) e un laser a 355 nm, la produzione di 5-10 UJ / impulso a 1 -20 kHz.
Ablazione assone è pensato per essere causa di formazione di plasma. Impulsi più brevi produrrà soglie di plasma a bassa potenza e il volume del plasma w malati più piccolo 6. L'obiettivo è quello di produrre il plasma più piccolo e più breve durata, regolando l'energia dell'impulso al minimo potere. Grandi longevi plasma genera bolle di cavitazione che danneggiano le cellule circostanti. Abbiamo trovato generalmente che l'ablazione con circa 50-100 impulsi a frequenza più alta (cioè 2,5 kHz) dà i migliori risultati. Ciò suggerisce che il danno può essere gradualmente integrati su una serie di impulsi per controllare meglio l'entità del danno. Il sistema di ablazione laser qui descritto è molto indulgente se il fascio è allineato ed espanso con precisione. Partiamo taglio assoni in vermi adulti in potenza del laser del 10% (media di 0,3 mW misurata a 2500 Hz e circa 1 UJ / impulsi) e può tagliare con danni limitati localizzato a 14% di potenza. È possibile osservare grandi aree di danno 15-39% della potenza laser, ma solo al di sopra del 40% di potenza (circa 1 mW media misurata a 2500 Hz) fare i vermi esplodere a causa di bolle di cavitazione e grandi danni al cuticola del worm.
e_content "> I et al. 2010 2 carta è una risorsa eccellente per la costruzione di un sistema di ablazione laser. Steinmeyer Leon Avery ha anche una bella descrizione pratica di un sistema di ablazione laser basato su un laser a gas poco costoso nm N2 337 e si fornisce alcuni pratici grande consulenza (elegans.swmed.edu / Worm_labs / Avery /). Nel progettare il vostro sistema si deve prima parlare con il rappresentante microscopio per determinare come obiettivo l'ablazione laser per l'obiettivo microscopio. Il microscopio deve essere montato su un tavolo isolamento delle vibrazioni (Newport, TMI, Thor). Una parte superiore basetta è ottimale, ma un piano in acciaio solido può ancora essere utilizzato con posizionatori magnetico. Un modulo dedicato intermedio in un ambito in piedi è bello perché tutti gli elementi ottici possono essere lasciati sul posto. Tuttavia, può essere meno costoso e più conveniente per utilizzare una porta macchina fotografica (invertito) o un "combinatore" allegato a un epi-fluorescenza porta. È necessario conoscere la dimensione della apertura posteriore e la trasmissione (a uno blation laser a lunghezza d'onda) della lente obiettivo che si intende utilizzare. Una volta che si decide su un laser (per esempio, Crylas, TEEM, Crystal, o CRC) è necessario contattare Thor o Newport per aiutare con la selezione degli elementi giusta ottica, le attrezzature hardware e sicurezza. Abbiamo deciso su un expander doppio trave Galileo per risparmiare spazio, ma una semplice espansione kepleriana è un'opzione (f2/f1 = fattore di espansione). Un expander fascio personalizzato sarà il meno costoso, ma Newport, Thor, e molti dei produttori di laser offrono ottime qualità commerciale del fascio espansori. Alcuni produttori offrono anche attenuatori laser manuale e controllata elettronicamente, che può essere conveniente e risparmiare spazio, ma non è versatile come il polarizzatore Glan-Thompson e onda piastra metà. Sarà inoltre necessario decidere come controllare il laser. È possibile progettare un controller basato LabView, utilizzare un generatore commerciale TTL, o software forniti dalla società laser. Discutere le opzioni con il produttore laser specifici. tenda "> Abbiamo fornito un elenco dell'hardware che abbiamo utilizzato solo come guida generale. Il sistema descritto qui costano circa $ 15.000 quando aggiunto al nostro sistema di imaging esistente. Il dipartimento di Fisica locali hanno spesso qualcuno disposto a fornire un'introduzione pratica alla tranquillamente lavorare con i laser a fascio libero.Metodi alternativi per l'immobilizzazione e il tempo lapse imaging di C. elegans sono state recentemente descritte 14.
Risoluzione dei problemi
Il passo più difficile e critica è l'allineamento del fascio centrato ampliato rispetto all'asse ottico del microscopio. Una volta che hai centrato il raggio e ampliato attraverso le lenti Galileo si deve lavorare sodo per farlo allineati entro 5 um di asse ottico del microscopio PRIMA di usare gli specchi guida per l'allineamento finale al centro. L'uso eccessivo degli specchi dello sterzo per allineare il fascio al microscopio lo spostamento fuori asse attraverso il fascioespansione. UTILIZZARE ESTREMA CAUTELA è possibile attenuare il fascio laser con il filtro ND appropriato e visualizzare direttamente il profilo del fascio laser su un bersaglio riflettente (specchio superficie frontale). Si può spingere delicatamente il microscopio per centrare il proprio raggio nel campo dell'obiettivo 60X di vista (se non può essere centrato in alto / basso gamma è necessario regolare l'altezza della ferrovia). Il profilo del fascio può essere usato per allineare con precisione l'asse ottico microscopio per dare un raggio centrata che è circolare e di "razzi" simmetricamente. Un bagliore asimmetrico è un'indicazione che l'asse microscopio non è perfettamente allineato (o la ferrovia non è in piano). Infine, è necessario regolare L3 e constatare uno sviluppo uniforme e simmetrica e la contrazione del raggio. Messa a fuoco il microscopio proprio sulla superficie di destinazione e quindi regolare L3 mettere a fuoco il raggio laser per la più piccola macchia. Si dovrebbe ora trovare il raggio laser che si trova a 5 um del centro quando immaginato attraverso LSCM o CCD sistema e il punto è all'interno di ablazione1um di messa a fuoco Z.
Se si trova si sta "esplodere" vermi o costantemente generando bolle di cavitazione grande per tagliare assoni il tuo problema è molto probabilmente l'allineamento di precisione del laser ablazione. Assicurarsi che il minimo (<500 nm) posto ablazione è localizzata al centro Z (regolare la convergenza con lente L3) e al posto XY fiduciario (regolare con l'ultimo specchio cinematicamente montato).
Targeting assoni più vicino alla superficie richiedono meno potenza del laser. Allo stesso modo, piccoli animali (L1 e L2) richiedono potenza del laser in meno per assotomia rispetto al targeting degli assoni stessi negli adulti.
Se il vostro assoni wild-type non si rigenerano o la candeggina assoni si dovrebbe provare a ridurre la potenza del laser di imaging o diminuendo la frequenza di campionamento. Se il worm morire o diventare stucchevole provare a ridurre la percentuale di agarosio con incrementi dell'1%. Assicurati di non spostare il coprioggetti dopo vermi di montaggio come questo spesso li inducono a morire quando si utilizzano elevate perpercentuale di agarosio e microsfere.
Se il worm scoppio o morire durante un time-lapse sessione è dovuto a: 1. Percentuale di agarosio è troppo alta. 2. Danni alla cuticola di ablazione laser. 3. Movimento dei coprioggetto dopo il montaggio. Se il danno per la cuticola è la colpa sarà solo sui vermi montati che sono stati colpiti con l'ablazione laser.
Se il verme si muove troppo durante un time-lapse sessione di provare ad aumentare la percentuale di agarosio 0,5% in passi. Assoni sani in vermi sani sono sempre "attivo" e visualizzare un livello coerente di fluorescenza. Se si vede una diminuzione improvvisa della fluorescenza o attività del worm sta morendo o morto. Multiple assoni perline o frammentate sono un segno sicuro di un worm morente o morta.
Se avete difficoltà a mantenere il tuo assoni a fuoco durante l'intera sessione lasso di tempo ci possono essere diversi problemi. Prima controlla la tua deriva palco da un campione di imaging inerte su un vetrino da oltre 10 orers. Una deriva pochi micron può essere dovuto alla instabilità termica, ma superiore a 5 um è probabilmente a causa di problemi meccanici con il microscopio. Problemi con il montaggio sono più comuni. Lasciate che il vostro worm montato equilibrare con quello scelto microscopio per 30 minuti prima di iniziare il lasso di tempo. Verificare che il sigillo vaselina non hanno sviluppato le perdite nel corso della sessione lasso di tempo.
The authors have nothing to disclose.
Questa ricerca è stata sostenuta dalla National Science Foundation, la McKnight Endowment Fund for Neuroscience, il Christopher e Dana Reeve Foundation e Fondazione Amerisure beneficenza.
Name of the reagent | Company | Catalogue number | Comments (optional) |
---|---|---|---|
535 nm Laser | Crylas | FDSS532Q3 | (TEEM, Crystal, and CRC also offer comparable lasers) |
All optics and hardware | (Thor offers comparable optics and hardware) | ||
SUPREMA Optical Mount, 1.0-in diameter | Newport | SS100-F2KN | 2 |
1″ diameter post, 1″ height | Newport | PS-1 | 1 |
1″ diameter post fork | Newport | PS-F | 1 |
Achromatic Zero-Order Wavel Plate, ½ Wave Retardation, 400-700nm | Newport | 10RP52-1 | 1 |
Rotation Stage, 1″ Aperature | Newport | RSP-1T | 1 |
1″ diameter post, 1″ height | Newport | PS-1 | 1 |
1″ diameter post fork | Newport | PS-F | 1 |
Glan-Laser Calcite Polarizer, 430-700nm | Newport | 10GL08AR.14 | 1 |
Polarizer Rotation Mount | Newport | RM25A | 1 |
¼” spacer for 1″ diameter post | Newport | PS-0.25 | 1 |
½” height, 1″diameter post | Newport | PS-0.5 | 1 |
Fork, 1″ diameter post | Newport | PS-F | 1 |
Beam Dump | Newport | PL15 | 1 |
Microscope Objective Lens Mount | Newport | LH-OBJ1 | 1 |
1″ diameter post, 1″ height | Newport | PS-1 | 1 |
1″ diameter post fork | Newport | PS-F | 1 |
High-Energy Nd:YAG Laser Mirror, 25.4 mm Diameter, 45°, 532 nm | Newport | 10Q20HE.2 | 4 |
SUPREMA Optical Mount, 1.0 inch diameter, clearance mounting hole | Newport | SN100C-F | 2 |
High Precision Knob Adjustment Screw, 12.7mm travel, 100TPI | Newport | AJS100-0.5K | 4 |
Thread adaptor, ¼-20 male, 8-32 female | Newport | SS-1-B | 2 |
Rod Clamp for 1.5 inch diameter rod | Newport | 340-RC | 2 |
Rod, 14 inch (35.5 cm) tall | Newport | 40 | 1 |
Rail carrier for X26, square 40mm length | Newport | CN26-40 | 4 |
Steel Rail, 384mm (15″) length | Newport | X26-384 | 1 |
Rod Platform for 1.5 inch diameter rod | Newport | 300-P | 2 |
Rod, 14 inch (35.5 cm) tall | Newport | 40 | 2 |
Plano-Concave Lens, 12.7mm diameter, -25mm EFL, 430-700nm | Newport | KPC025AR.14 | 2 |
Plano-Convex Lens, 25.4mm diameter, 50.2mm EFL, 430-700nm | Newport | KPX082AR.14 | 1 |
Plano-Convex Lens, 25.4mm diameter, 62.9mm EFL, 430-700nm | Newport | KPX085AR.14 | 1 |
Fixed Lens Mount, 0.5″ diameter, 1.0″ Axis height | Newport | LH-0.5 | 2 |
Fixed Lens Mount, 1.0″ diameter, 1.0″ Axis height | Newport | LH-1 | 2 |
Microspheres 0.1um | Polysciences | 00876 | |
Agarose | RPI | A20090 | EEO matters |
Muscimol | Sigma | M1523 |