Caracterização fisiológica, morfológica e neuroquímicos de Neurônios Modulada por Movimento
Summary
A técnica é descrita para quantificar a resposta fisiológica em vivo dos neurônios de mamíferos durante o movimento e correlacionar a fisiologia do neurônio com a morfologia neuronal, fenótipo neuroquímico e microcircuitos sináptica.
Abstract
O papel dos neurônios individuais e sua função nos circuitos neuronais é fundamental para a compreensão dos mecanismos neuronais das funções sensoriais e motoras. A maioria das investigações de mecanismos sensório-motor dependem, quer o exame de neurônios ao mesmo tempo um animal é 1,2 estática ou atividade neuronal registro extracelular durante um movimento. 3,4 Embora esses estudos forneceram a base fundamental para a função sensório-motor, que não quer avaliar as informações funcionais que ocorre durante um movimento ou estão limitados na sua capacidade de caracterizar plenamente o fenótipo anatomia, fisiologia e neuroquímica do neurônio. A técnica é mostrada aqui, que permite a caracterização extensa de neurônios individuais durante um em movimento vivo. Esta técnica pode ser usada não só para estudar neurônios aferentes primários, mas também para caracterizar os motoneurônios e interneurônios sensório-motor. Inicialmente, a resposta de um único neurônio é gravado usando métodos eletrofisiológicos durante vários movimentos da mandíbula seguido por determinação do campo receptivo para o neurônio. Um traçador neuronal é, então, intracelularmente injetado no neurônio e do cérebro é processada de modo que o neurônio pode ser visualizado com microscopia de luz, elétron ou confocal (Fig. 1). A morfologia detalhada do neurônio é caracterizado depois reconstruída de modo que a morfologia neuronal pode ser correlacionada com a resposta fisiológica do neurônio (Figs. 2,3). Nesta comunicação detalhes importantes e dicas importantes para a implementação bem sucedida dessa técnica são fornecidos. Informações adicionais valiosas pode ser determinada para o neurônio em estudo através da combinação deste método com outras técnicas. Rotulagem neuronal retrógrada pode ser utilizada para determinar os neurônios com que as sinapses dos neurônios rotuladas, permitindo assim a determinação detalhada dos circuitos neuronais. Imunocitoquímica pode ser combinado com este método para examinar neurotransmissores no neurônio rotulados e para determinar os fenótipos químicos de neurônios com que as sinapses dos neurônios marcados. O neurônio marcado também podem ser processados para microscopia eletrônica para determinar as características ultra-estruturais e micro circuitos do neurônio rotulados. Geral esta técnica é um método poderoso para caracterizar completamente os neurônios durante em movimento vivo, permitindo assim uma visão substancial sobre o papel do neurônio em função sensório-motor.
Protocol
Discussion
O método ilustrado aqui é uma poderosa técnica que fornece informação importante sobre a função dos neurônios individuais e como a resposta de neurônios individuais contribui para circuitos neuronais. 9 Este conhecimento é fundamental para a compreensão da função sensório-motor. A maior força desta técnica é que permite a determinação é de um grande número de parâmetros sobre um neurônio, incluindo a fisiologia, a morfologia ea morfologia e distribuição sináptica. Quando combinado co…
Disclosures
The authors have nothing to disclose.
Acknowledgements
Agradeço Anthony Taylor para a formação inicial em gravação no intracelular vivo e A Maxwell e David Brown para ajudar com o desenvolvimento inicial da técnica de coloração intracelular. Agradeço M. Prata ajuda com a macro collocalization. Muitos estudiosos com quem tenho colaborado desde insight para o desenvolvimento desta técnica, incluindo R. Donga, Moritani M., P. Luo, Ambalavanar R.. Esta técnica foi desenvolvida com o apoio considerável de NIH concede DE10132, DE15386 e RR017971.
Materials
| Name of reagent or equipment | Company | Catalogue number | Comments |
|---|---|---|---|
| electromagnetic vibrator | Ling Dynamic Systems | V101 | |
| signal generator | Feedback Systems | PFG605 | capable of producing trapezoidal output signal |
| electrode glass | Sutter Instruments | AF100-68-10 | with filament |
| electrode puller | Sutter Instruments | Model P-2000 or P-80 | |
| biotinamide | Vector Laboratories | SP-1120 | stored at 4°C |
| Texas Red avidin DCS | Vector Laboratories | A-2016 | |
| tetramethlyrhodamine | Molecular Probes | D-3308 | 3000 molecular weight, lysine fixable |
| mouse anti-synaptophysin antibody | Chemicon | MAB5258 | |
| fluorescent Nissl stain | Neurotrace, Molecular Probes | N-21480 | |
| electrode tester | Winston Electronics | BL-1000-B | to measure electrode impedance |
| electrometer | Axon Instruments | Axoprobe 1A, Axoclamp 2B |
References
- Cuellar, C. A., Tapia, J. A., Juarez, V., Quevedo, J., Linares, P., Marinez, L., Manjarrez, E. Propagation of sinusoidal electrical waves along the spinal cord during a fictive motor task. J. Neurosci. 29, 798-810 (2010).
- Frigon, A., Gossard, J. Evidence for specialized rhythm-generating mechanisms in the adult mammalian spinal cord. J. Neurosci. 30, 7061-7071 (2010).
- Wang, W., Chan, S. S., Heldman, D. A., Moran, D. W. Motor cortical representation of hand translation and rotation during reaching. J. Neurosci. 30, 958-962 (2010).
- Ma, C., He, J. A method for investigating cortical control of stand and squat in conscious behavioral monkeys. J. Neurosci. Meth. 192, 1-6 (2010).
- Dessem, D., Donga, R., Luo, P. Primary- and secondary-like jaw-muscle spindle afferents have characteristic topographic distributions. J. Neurophysiol. 77, 2925-2944 (1997).
- Dessem, D., Moritaini, A., Ambalavanar, R. Nociceptive craniofacial muscle primary afferent neurons synapse in both the rostral and caudal brain stem. J. Neurophysiol. 98, 214-223 (2007).
- Luo, P., Dessem, D. Inputs from identified jaw-muscle spindle afferents to trigeminothalamic neurons in the rat: a double-labeling study using retrograde HRP and intracellular. J. Comp. Neurol. 353, 50-66 (1995).
- Dessem, D., Luo, P. Jaw-muscle spindle afferent feedback to the cervical spinal cord in the rat. J. Comp. Neurol. 128, 451-459 (1999).
- Luo, P., Wong, R., Dessem, D. Projection of jaw-muscle spindle afferents to the caudal brainstem in rats demonstrated using intracellular biotinamide. J. Comp. Neurol. 358, 63-78 (1995).
- Luo, P., Dessem, D. Ultrastructural anatomy of physiologically identified jaw-muscle spindle afferent terminations onto retrogradely labeled jaw-elevator motoneurons in the rat. J. Comp. Neurol. 406, 384-401 (1999).
- Hassani, O. K., Henny, P., Lee, M. G., Jones, B. E. GABAergic neurons intermingled with orexin and MCH neurons in the lateral hypothalamus discharge maximally during sleep. Eur. J. Neurosci. 32, 448-457 (2010).
- Inokawa, H., Yamada, H., Matsumoto, N., Muranishi, M., Kimura, M. Juxtacellular labeling of tonically active neurons and phasically active neurons in the rat striatum. Neuroscience. 168, 395-404 (2010).
