JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Protocol
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
Nederlands

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

Kransslagader Ligatie en Intramyocardial Injectie in een muizenmodel van Infarction

Published: June 07, 2011
doi:
10.3791/2581
,
1Department of Physiology, Brody School of Medicine,East Carolina University

Summary

Tal van genetische manipulaties en / of intramyocardial injecties van genen, eiwitten, cellen en / of biomaterialen wordt toegevoegd aan de dimensie van de tijd in studies van de acute ischemie / reperfusie schade en chronische remodeling bij muizen. Deze video illustreert de microchirurgische procedures voor ischemie / reperfusie, permanent coronaire ligatie, en intramyocardial injectie studies.

Abstract

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling.

Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy.

Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed.

Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Protocol

Steriele chirurgische instrumenten (tabel 1) en 3 "katoen getipt applicators zijn geplaatst op een steriele underpad. De kraal sterilisator (Germinator 500) is ingeschakeld. Muizen (leeftijd:> 6 weken; wt:> 18 g) worden verdoofd met een ip injectie van 20μl / g BW van tribroomethanol (250mg/kg; duur – ongeveer 40 minuten). Wanneer de muizen niet reageren op teen-knijpen, een steriel glijmiddel (Tears Hernieuwde) wordt toegepast op de ogen om ze te beschermen tegen uitdroging en de linkerzijde van de borst is bedekt met ontharingscrème (bijv. Nair) om vacht te verwijderen uit de huid. De ontharingsmiddelen is weggespoeld met warm stromend water en betadine / alcohol zwabberen wordt gebruikt om de chirurgische gebied te desinfecteren. De muis wordt geplaatst op een warme deltaphase isotherme pad, die is bevestigd aan een plexiglas tafel. Elk onderdeel is geïmmobiliseerd met behulp van tape en een dikke draad is horizontaal geplaatst onder de top tanden aan de bovenkaak zijn plaats te houden. De tafel is verticaal geplaatst en een optische vezel licht is direct scheen op de nek regio voor transoesofagale verlichting. Dit vereist een nauwkeurige plaatsing zodanig dat de opening van de keel wordt gezien als een goed verlicht opening, waardoor de luchtpijp te worden gevisualiseerd op het inbrengen van de PE-buizen te vergemakkelijken. De slang wordt dan aangesloten op de ventilator (aangesloten op een 95% O 2 / 5% CO 2) tot constante positieve druk ventilatie (TOPO ventilator te beheren; tarief 125 ademhalingen / min; piek inspiratoire druk 10-12 cmH 2 O; * opmerking : instellingen variëren met stam en geslacht 1-3). Zodra ventilatie wordt bevestigd door synchrone bewegingen op de borst, wordt de verbinding bevestigd aan de pad met tape om te voorkomen dat extubatie tijdens de operatie. Met behulp van getande een tang om de huid trekken en weg van de borst, een # 10 steriele scalpel bevestigd aan een # 3 scalpel handvat wordt gebruikt om een ​​1.5cm incisie in de huid parallel aan het borstbeen te maken. Gebogen Vanna microscissors worden gebruikt om de pectoralis spieren gesneden en een klein gaatje in de intercostale spieren te maken. Straight, zijn stomp microscissors gebruikt voor het snijden door middel van drie ribben. Een 9mm pediatrische oogheelkundige speculum wordt gebruikt om de ribbenkast trekken. Met behulp van de gebogen tang, trekt het hartzakje weg van het hart en het gebruik van de getande tang voorzichtig scheur het open. Met behulp van de Castroviejo naaldhouder, een 6mm taps toelopende punt 3 / 8 naald onderwerpen die de 8-0 polyethyleen hechting onder de left anterior descending kransslagader (langs de lange as van het hart) loodrecht daarop. Voor een tijdelijke ligatuur die kan worden verwijderd voor de timing van reperfusie, is een steriele 0,5-1cm stuk PE90 geplaatst op het hart parallel aan de kransslagader. De hechting, die voor het eerst is lus onder de kransslagader, is dan verbonden met de slang. Op het moment dat wordt vrijgegeven, is de ligatuur los. Dit kan herhaald worden als gewenst en de tijd van de occlusie / reocclusie kan worden gewijzigd 4. Afhankelijk van de lengte van het protocol en het type van de gebruikte anesthesie, kan aanvulling nodig zijn. Voor een permanente occlusie, is de ligatuur geregen onder de kransslagader gewoon gebonden. Blancheren en dyskinesie zijn duidelijk zichtbaar en het lange eind van de hechting wordt gesneden 5-10. Voor intramyocardial injectie (s), een steriele Hamilton injectiespuit met een 30 gauge steriele naald schuine wordt geïntroduceerd in de basis van het hart boven het gebied van schade op de rechterkant van de ligatuur. De naald wordt vervolgens gevorderd in het gebied van letsel en licht, zodat de schuine kant te zien is ongeveer op de grens zone ingetrokken. Een deel van de oplossing in de spuit (2-3μl) wordt ingespoten in het hart en de naald op zijn plaats gehouden. De spuit is ingetrokken nog een 1-3mm en de rest van de oplossing wordt geïnjecteerd. De spuit is op zijn plaats gehouden totdat de blaar die wordt gevormd door de oplossing verdwijnt. De naald wordt vervolgens verwijderd. Als er een bloeden, is een wattenstaafje voorzichtig geperst op de naald inbrengen site tot het bloeden stopt 5-7. Zodra de myocardiale manipulaties zijn voltooid, worden de rib oprolmechanismen verwijderd en van de borstholte wordt afgesloten met 2-3 matras hechtingen met 6-0 surgipro hechtdraad. Twee-drie matras hechtingen worden dan verwezen naar de pectoralis spieren dicht, 1-3 druppels van 0,25% marcaine 1:10 in steriele zoutoplossing (0.1ml/25g muis) wordt toegepast op de spieren en daarna 2-3 matras hechtingen worden gemaakt om sluit de huid. De muis is verwijderd uit de ventilator. Eenmaal ritmische, snelle, oppervlakkige ademhaling wordt gecontroleerd, kan de muis worden geëxtubeerd. 0,5 ml warm steriele zoutoplossing wordt geïnjecteerd in de dorsale subcutane ruimte en de muis wordt geplaatst op een warming pad in een kooi tot hij herwint mobiliteit (1 uur minimum). Om te overleven experimenten, zijn muizen terug geplaatst in hun kooien en keerde terug naar de vivarium tot het moment van het offer. Tijdens de eerste twee dagen, bevochtigd eten isgeplaatst op de kooi vloer tot het voeden te vergemakkelijken (zodat ze niet hoeven te bereiken up die kan pijn veroorzaken) en buprenorfine worden toegediend om de 6-12u. Post-operatieve zorg omvat ook de dagelijkse monitoring gedurende de eerste week om te controleren of voldoende mobiliteit, verzorging, en eetgewoonten. De chirurgische instrumenten zijn schoongemaakt met ethanol en ingevoegd in de kraal sterilisator voor de volgende operatie. Op het moment van het offeren, muizen zijn verdoofd met natrium pentobarbital (65mg/ml; 55-65 mg / kg). Wanneer een voldoende vlak van anesthesie is bereikt, wordt de borstholte geopend. Terwijl het hart nog klopt, een injectiespuit met een 23 gauge naald met koud kaliumchloride (KCl, 30 mm) of 2,3-butaandion monoxime (BDM, 10mm) wordt gebruikt om het doorprikken van de achterste basale gebied van het ventrikel en de oplossing is langzaam geïnjecteerd in de kamer totdat het hart is gearresteerd in diastole. Zodra het hart is verwijderd, is een spuit met PBS gebruikt om retrogradely perfuseren het hart om alle bloed dat nog te verwijderen spoelen. Voor acute studies, aan het einde van de reperfusie periode, is de LAD opnieuw geligeerd aan het oorspronkelijke punt van de occlusie. Een oplossing met 1% Evan's blue is geïnjecteerd in de aorta. Zodra het hart wordt gewonnen, wordt het transversaal gesneden in drie delen van gelijke dikte, geïncubeerd in 1% 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride, en belicht voor morfometrische analyses 11. Voor chronische onderzoeken, is het hart vervolgens ondergedompeld in fixatief, vervolgens verwerkt en embedded volgens routine procedures. Dia's kunnen dan histologisch worden gekleurd en afgebeeld voor de morfometrische analyses (met behulp van Scion, NIH Image J, of Image Pro Plus) 9,10,12. Representatieve resultaten: Wanneer correct gedaan, de overlevingskansen bij muizen (mannelijk: leeftijd 8-10 weken, 22-28g, vrouw: leeftijd 10-12 weken, 20-26g) zijn: meer dan 90% in acute ischemie / reperfusie en ischemische preconditionering experimenten, over 85% in permanente slagader ligatie studies, en ongeveer 80% voor intramyocardial injecties. Sinds het begin van letsel is beter waarneembaar door metabole veranderingen in plaats van structurele, infarctgrootte vastberadenheid in ischemie / reperfusie en ischemische preconditionering experimenten wordt uitgevoerd door het inbrengen van 1% blauwe kleurstof Evan's in de aorta, die het hart, dat niet wordt geleverd door de LAD zal perfuseren ( Figuur 1A). Zodra het hart is verwijderd en dwars doormidden gesneden, wordt het weefsel geïncubeerd in 1% oplossing van 2,3,5-triphenyltetrazolium chloride naar grootte van het infarct (Figuur 1B) te meten. De gebieden zijn gemeten met behulp van Scion of NIH imaging software die kan worden gekalibreerd met behulp van een micrometer afgebeeld op dezelfde vergroting. Deze nummers worden gebruikt om de oppervlakte te berekenen op risico / de linker hartkamer en de grootte van het infarct /-gebied in gevaar 11. Strain verschillen kunnen resulteren in variaties in lichaamsgewicht en hart grootte en zo zorg moeten worden genomen om deze maatregelen te normaliseren ter harte gewicht, het lichaamsgewicht, of scheenbeen lengte voor vergelijkingsdoeleinden. Permanente slagader ligatie resulteert in een bruto structurele veranderingen, zoals necrose, wandverdunning, en kamer dilatatie. Vergelijking van de effecten van de behandeling en / of tijd op infarctgrootte en necrose ten opzichte van de linker ventrikel, kamermuziek gebied, septum wand-en linker ventrikel vrije wand dikte in de permanente occlusie model (figuur 2A) kan ook worden gemeten met behulp van Scion of NIH imaging software. Collageen kleuring met picrosirius rood / groen snel (Figuur 2B) kan worden gebruikt om insterstitial fibrose, die correleert met de functionele indices van de muur verstijving 80-10 te meten. Het beeld in Figuur 3 toont de verdeling van 6ul oplossing (Evan's blauw) geïnjecteerd in het grensgebied van het hart volgende permanente slagader afbinden. Merk op dat het gaat in de richting van het letsel en in de richting van de basis en ook transmurally. Figuur 1. A. Evan 's Blue geïnjecteerd in de aorta voorafgaand aan de excisie. Deze afbeelding toont de geperfuseerde regio's van het hart (gekleurde) en het afgesloten gebied (ongekleurde). Evan B.' s Blauw en TTC vlekken na acute ischemie / reperfusie schade. Dit is een representatief beeld (20x) met de blauwe kleurstof die de verdeling unoccluded regio's, alsmede TTC kleuring van metabolisch levensvatbaar weefsel (rood) gekleurd. Necrotische gebieden niet vlekken en zo blijven ze bleek (beschreven). Figuur 2. A. Hematoxyline en eosine kleuring. Dit is een representatief beeld (20x) van H & E kleuring van een muis hart dwars doorsnijden het infarct regio op 4 dagen na het MI (20x). De * geeft weefselnecrose, pijlen wijzen naar granulatieweefsel, RV = rechter ventrikel en LV = linker hartkamer. B. Picrosirius rood en snel groene vlek. Dit is eenrepresentatief beeld (20x) van picrosirius rood / groen snel kleuring van een dwarsdoorsnede van de muis het hart na 4 weken na een hartinfarct. Het cytoplasma vlekken groene en collageen vezels zijn rood. Figuur 3. Blauwe kleurstof Evan's vlek distributie volgende 6ul intramyocardial injectie. Dit is een representatief beeld toont de wereldwijde en transmurale distributie van blauwe kleurstof Evan's in heel het hart volgende 6ul intramyocardial injectie aan de grens zone direct na een coronaire ligatie (12x).

Discussion

Hart-en vaatziekten nog steeds een epidemiologisch en fiscaal groot probleem voor de volksgezondheid. Veel fundamenteel onderzoek is nog steeds nodig om de mechanismen die letsel en remodeling te gaan en hoe met eventuele therapie kunnen moduleren deze processen als ze worden ontwikkeld voor klinisch gebruik te begrijpen. Knaagdieren worden het meest gebruikt en het brede scala van genetisch gemodificeerde muizen ter beschikking stelt deze soort een aantrekkelijker model.

Hoewel er verschillen zijn tussen muizen en andere soorten, zijn er veel voordelen aan een muismodel. Het gebruik van een eenvoudige ontleding scope of vergrootglas en goed verlichte omstandigheden kan de vasculatuur gemakkelijk te kunnen zien (voor gedetailleerde anatomie van de bloedvaten, zie Salto-Tellez et al.., 2004 13). Om het risico van postoperatieve sterfte, is het zeer belangrijk om te voorkomen dat verbreken van grote schepen, omdat het totale bloedvolume van een 25g muis is minder dan 2 ml 14. In het geval dat overmatig bloeden optreedt, kan de toepassing van lichte druk of lokaliseren cauterisatie gebruikt worden om het bloeden te stoppen.

Deze procedure kan ook worden gewijzigd in een verscheidenheid van manieren. Kan bijvoorbeeld muizen worden verdoofd met behulp van isofluraan, ketamine / xylazine of natriumpentobarbital en de juiste selectie wordt bepaald door de duur van het protocol 15-18. De teen-pinch reflex is de meest gebruikte index van de diepte van de anesthesie. Verder, om de waarschijnlijkheid voor de lange termijn te overleven te verbeteren, sommige onderzoekers gebruik van anti-aritmica zoals lidocaïne om de incidentie van dodelijke aritmieën 19,20 echter, moet rekening worden gehouden dat dit recent is aangetoond dat het antiapoptotic eigenschappen te hebben in een acute vermindering van model 21. Ook voor post-operatieve pijn te verminderen, kunnen pijnstillers zoals buprenorfine toegediend worden voor de eerste 48 uur na de operatie 3,16,17,22,23. Te onderhouden lichaamstemperatuur tijdens een operatie (in het bijzonder voor langere protocollen), is een rectale sonde in serie met een verwarmingselement vaak gebruikt in plaats van de isotherme pad. Voor ischemie / reperfusie en / of ischemische pre-of postconditioning: de duur van de occlusie (s) en reperfusie (s) kan worden gewijzigd; voor permanente occlusie, de grootte van het infarct kan worden gewijzigd door het aanpassen van de locatie van de ligature; en voor intramyocardial injecties (bijv. cellen, eiwitten), kan er 1-3 injectie locaties en het volume per injectie kan oplopen tot 15 ui 24. Als cellen worden geïnjecteerd, de graadmeter voor de naald gebruikt (meestal 26-30) 5,25,26 moet worden gekozen op basis van de grootte van de cellen, zodat de inwendige diameter van de naald is groot genoeg om te voorkomen dat Sheering. Om te voorkomen dat verwart als gevolg van ontstekingsprocessen veroorzaakt door de operatie hebben sommige onderzoekers gemeld met behulp van een strik, dat is gemanipuleerd ex vivo om af te sluiten en de harten in een gesloten kist muis reperfuse op enig moment na de operatie 27-29. Meer recent, Gao et al.. Dertig hebben aangetoond dat tijdelijke en permanente occlusie kan worden uitgevoerd zonder de noodzaak voor ventilatie en een paar laboratoria zijn begonnen met echografie te gebruiken om een gesloten kist intramyocardial injecties 25,31 uit te voeren.

Sinds de eerste studie tonen de haalbaarheid van ligeren van de kransslagader bij muizen werd gepubliceerd door Johns en Olson in 1954 32, hebben vele anderen die dit model en aangepast aan de verschillende aspecten van het myocard letsel en remodeling 3,33-45 studie. De aard van muizen in termen van grootte, reproductieve capaciteit, en relatief minder kosten voor aanschaf en het onderhoud maken deze soort een aantrekkelijk instrument voor een breed scala aan fysiologische en pathofysiologische studies. Als de miniaturisering van de technologie voor imaging in vivo vooruitgang 46-49, maar ook als middel om uit te voeren en op grote schaal genomica en proteomica, drug discovery, de doeltreffendheid van cel-gebaseerde en / of eiwit therapieën als biomaterialen 50-64 jaar, gecombineerd analyseren met de steeds brede waaier van genetische manipulaties wordt geboden door alomtegenwoordig of weefsel specifieke transgene of mutant / knock-out muizen, zal het muizenmodel van myocardinfarct zonder twijfel nog steeds een instrument van onschatbare waarde bij het evalueren van acute cardiale letsels en lange termijn remodelleren worden. Daarom is er onmiskenbare waarde in het zijn in staat om deze experimenten uit te voeren betrouwbaar en reproduceerbaar.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

Ik zou graag aan de afdeling Research en Graduate Studies erkennen voor het verstrekken van fondsen aan mijn onderzoek en de Vakgroep Vergelijkende Geneeskunde steun voor hun waakzaamheid en hulp. Ik zou ook graag de afdeling Fysiologie voor hun steun en begeleiding, alsook de studenten en technici in mijn lab te erkennen voor hun hulp. Tot slot wil ik mijn post-doctorale mentor, Dr Charles E. Murry, bedanken voor de opleiding te worden in die tijd leerde ik de muis microchirurgie.

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Long Vanna Scissors   George Tiemann 160-159  
Micro Dissecting Scissors   George Tiemann 160-161  
Forceps – straight, 1×2 teeth   George Tiemann 105-205  
Scalpel handle #3   George Tiemann 105-64 #10 sterile blade
Forceps – half curved serrated   George Tiemann 160-19  
Tissue Scissors   George Tiemann 105-410  
Castroviejo Needle Holder   Miltex 18-1828  
Cook Eye Speculum   Miltex 18-63  
Surgipro II 8-0   Suture Express VP-900-X  
Prolene 6-0   Suture Express 8776  
Germinator 500 Bead Sterilizer   Cellpoint Scientific 65369-1  
Deltaphase isothermal pad   Braintree Scientific 39DP  
Hamilton syringe – 25μl   Hamilton 80430  
30 gauge beveled needle   Hamilton 7803-07  
Ventilator   Kent Scientific TOPO  
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Reinhard, C. Inbred strain variation in lung function. Mamm Genome. 13, 429-437 (2002).
  2. Schulz, H. Respiratory mechanics in mice: strain and sex specific differences. Acta Physiol Scand. 174, 367-375 (2002).
  3. Tarnavski, O. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics. 16, 349-360 (2004).
  4. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res. 74, 29-38 (2007).
  5. Murry, C. E. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature. 428, 664-668 (2004).
  6. Nussbaum, J. Transplantation of undifferentiated murine embryonic stem cells in the heart: teratoma formation and immune response. Faseb J. 21, 1345-1357 (2007).
  7. Reinecke, H., Minami, E., Virag, J. I., Murry, C. E. Gene transfer of connexin43 into skeletal muscle. Hum Gene Ther. 15, 627-636 (2004).
  8. Virag, J. A. Attenuation of Myocardial Injury in Mice with Functional Deletion of the Circadian Rhythm Gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2008).
  9. Virag, J. A. Fibroblast growth factor-2 regulates myocardial infarct repair: effects on cell proliferation, scar contraction, and ventricular function. Am J Pathol. 171, 1431-1440 (2007).
  10. Virag, J. I., Murry, C. E. Myofibroblast and endothelial cell proliferation during murine myocardial infarct repair. Am J Pathol. 163, 2433-2440 (2003).
  11. Cozzi, E. Ultrafine particulate matter exposure augments ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 894-903 (2006).
  12. Virag, J. A. Attenuation of myocardial injury in mice with functional deletion of the circadian rhythm gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 1088-1095 (2010).
  13. Salto-Tellez, M. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  14. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  15. Lichtenberger, M., Ko, J. Anesthesia and analgesia for small mammals and birds. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 10, 293-315 (2007).
  16. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. Appendix 4, Appendix 4B-Appendix 4B (2008).
  17. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  18. Kolk, M. V. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. J Vis Exp. , (2009).
  19. Kinoshita, H. T-type Ca2+ channel blockade prevents sudden death in mice with heart failure. Circulation. 120, 743-752 (2009).
  20. Mulder, P. Increased survival after long-term treatment with mibefradil, a selective T-channel calcium antagonist, in heart failure. J Am Coll Cardiol. 29, 416-421 (1997).
  21. Kaczmarek, D. J. Lidocaine protects from myocardial damage due to ischemia and reperfusion in mice by its antiapoptotic effects. Anesthesiology. 110, 1041-1049 (2009).
  22. Blaha, M. D., Leon, L. R. Effects of indomethacin and buprenorphine analgesia on the postoperative recovery of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 47, 8-19 (2008).
  23. Flecknell, P. A. Analgesia of small mammals. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 4, 47-56 (2001).
  24. Dries, J. L., Kent, S. D., Virag, J. A. Intramyocardial administration of chimeric ephrinA1-Fc promotes tissue salvage following myocardial infarction in mice. J Physiol. 589, 1725-1740 (2011).
  25. Springer, M. L. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 289, 1307-1314 (2005).
  26. Wang, C. C. Direct intramyocardial injection of mesenchymal stem cell sheet fragments improves cardiac functions after infarction. Cardiovasc Res. 77, 515-524 (2008).
  27. Nossuli, T. O. A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 278, 1049-1055 (2000).
  28. Kim, S. C. Toll-like receptor 4 deficiency: smaller infarcts, but no gain in function. BMC Physiol. 7, 1472-6793 (2007).
  29. Fazel, S. S. Activation of c-kit is necessary for mobilization of reparative bone marrow progenitor cells in response to cardiac injury. Faseb J. 22, 930-940 (2008).
  30. Gao, E. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107, 1445-1453 (2010).
  31. Fujii, H. Ultrasound-targeted gene delivery induces angiogenesis after a myocardial infarction in mice. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 869-879 (2009).
  32. Johns, T. N., Olson, B. J. Experimental myocardial infarction. I. A method of coronary occlusion in small animals. Ann Surg. 140, 675-682 (1954).
  33. Frangogiannis, N. G. The immune system and cardiac repair. Pharmacol Res. 58, 88-111 (2008).
  34. Dobaczewski, M., Frangogiannis, N. G. Chemokines and cardiac fibrosis. Front Biosci (Schol Ed). 1, 391-405 (2009).
  35. Willis, M. S., Townley-Tilson, W. H., Kang, E. Y., Homeister, J. W., Patterson, C. Sent to destroy: the ubiquitin proteasome system regulates cell signaling and protein quality control in cardiovascular development and disease. Circ Res. 106, 463-478 (2010).
  36. Nithipatikom, K., Gross, G. J. Review article: epoxyeicosatrienoic acids: novel mediators of cardioprotection. J Cardiovasc Pharmacol Ther. 15, 112-119 (2010).
  37. Palaniyandi, S. S., Sun, L., Ferreira, J. C., Mochly-Rosen, D. Protein kinase C in heart failure: a therapeutic target. Cardiovasc Res. 82, 229-239 (2009).
  38. Michael, L. H. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, 2147-2154 (1995).
  39. Patten, R. D. Ventricular remodeling in a mouse model of myocardial infarction. Am J Physiol. 274, 1812-1820 (1998).
  40. Paigen, K. A miracle enough: the power of mice. Nat Med. 1, 215-220 (1995).
  41. Kogan, M. E., Belov, L. N., Leont’eva, T. A., Zolotareva, A. G. Modeling of myocardial pathology in mice with the surgical methods. Kardiologiia. 17, 125-128 (1977).
  42. Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods Mol Biol. 573, 115-137 (2009).
  43. Wong, R., Aponte, A. M., Steenbergen, C., Murphy, E. Cardioprotection leads to novel changes in the mitochondrial proteome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 75-91 (2010).
  44. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C., Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 48, 504-511 (2010).
  45. Zhao, Z. Q. Inhibition of myocardial injury by ischemic postconditioning during reperfusion: comparison with ischemic preconditioning. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285, 579-588 (2003).
  46. Thibault, H. Acute myocardial infarction in mice: assessment of transmurality by strain rate imaging. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293, 496-502 (2007).
  47. Scherrer-Crosbie, M. Three-dimensional echocardiographic assessment of left ventricular wall motion abnormalities in mouse myocardial infarction. J Am Soc Echocardiogr. 12, 834-840 (1999).
  48. Stypmann, J. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Anim. 43, 127-137 (2009).
  49. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp. , (2010).
  50. Zimmermann, W. H. Heart muscle engineering: an update on cardiac muscle replacement therapy. Cardiovasc Res. 71, 419-429 (2006).
  51. Mangi, A. A. Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts. Nat Med. 9, 1195-1201 (2003).
  52. Chavakis, E., Koyanagi, M., Dimmeler, S. Enhancing the outcome of cell therapy for cardiac repair: progress from bench to bedside and back. Circulation. 121, 325-335 (2010).
  53. Mirotsou, M., Jayawardena, T. M., Schmeckpeper, J., Gnecchi, M., Dzau, V. J. Paracrine mechanisms of stem cell reparative and regenerative actions in the heart. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  54. Fromstein, J. D. Seeding bioreactor-produced embryonic stem cell-derived cardiomyocytes on different porous, degradable, polyurethane scaffolds reveals the effect of scaffold architecture on cell morphology. Tissue Eng Part A. 14, 369-378 (1089).
  55. Lee, R. J. Stem cells for myocardial repair and regeneration: where are we today. Methods Mol Biol. 660, 1-6 (2010).
  56. Segers, V. F., Lee, R. T. Protein Therapeutics for Cardiac Regeneration after Myocardial Infarction. J Cardiovasc Transl Res. , (2010).
  57. Webber, M. J. Capturing the stem cell paracrine effect using heparin-presenting nanofibres to treat cardiovascular diseases. J Tissue Eng Regen Med. 10, (2010).
  58. Kofidis, T. Novel injectable bioartificial tissue facilitates targeted, less invasive, large-scale tissue restoration on the beating heart after myocardial injury. Circulation. 112, I173-1177 (2005).
  59. Vunjak-Novakovic, G. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16, 169-187 (2010).
  60. Guyette, J. P., Cohen, I. S., Gaudette, G. R. Strategies for regeneration of heart muscle. Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 20, 35-50 (2010).
  61. Menasche, P. Cardiac cell therapy: Lessons from clinical trials. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  62. Ott, H. C., McCue, J., Taylor, D. A. Cell-based cardiovascular repair–the hurdles and the opportunities. Basic Res Cardiol. 100, 504-517 (2005).
  63. Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ Res. 106, 479-494 (2010).
  64. Nelson, T. J. Repair of acute myocardial infarction by human stemness factors induced pluripotent stem cells. Circulation. 120, 408-416 (2009).

Tags

Coronary Artery LigationIntramyocardial InjectionMurine ModelInfarctionAcute InjuryChronic RemodelingMyocardiumGenetic ModificationsIschemic InjuryHeart FailureMicrosurgeryCoronary Artery Occlusion StudiesIntratracheal IntubationVentilatorPectoral MusclesIschemia/reperfusion StudiesPE TubingLigatureIntramyocardial InjectionsHamilton Syringe

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction. J. Vis. Exp. (52), e2581, doi:10.3791/2581 (2011).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image