JoVE Journal > Medicine
Summary
Abstract
Protocol
Discussion
Disclosures
Acknowledgements
Materials
References
العربية

Automatically Generated
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Medicine

الشريان التاجي ربط Intramyocardial وحقن الفئران في نموذج من احتشاء

Published: June 07, 2011
doi:
10.3791/2581
,
1Department of Physiology, Brody School of Medicine,East Carolina University

Summary

يتم فرضه التلاعب الجيني عديدة و / أو الحقن intramyocardial من الجينات والبروتينات ، والخلايا ، و / أو المواد الحيوية على البعد من الوقت في دراسة إصابات نقص التروية / ضخه الحادة والمزمنة في إعادة عرض الفئران. هذا الفيديو يوضح الإجراءات المجهرية لنقص التروية / ضخه دائمة ربط الشريان التاجي ، والدراسات intramyocardial الحقن.

Abstract

Mouse models are a valuable tool for studying acute injury and chronic remodeling of the myocardium in vivo. With the advent of genetic modifications to the whole organism or the myocardium and an array of biological and/or synthetic materials, there is great potential for any combination of these to assuage the extent of acute ischemic injury and impede the onset of heart failure pursuant to myocardial remodeling.

Here we present the methods and materials used to reliably perform this microsurgery and the modifications involved for temporary (with reperfusion) or permanent coronary artery occlusion studies as well as intramyocardial injections. The effects on the heart that can be seen during the procedure and at the termination of the experiment in addition to histological evaluation will verify efficacy.

Briefly, surgical preparation involves anesthetizing the mice, removing the fur on the chest, and then disinfecting the surgical area. Intratracheal intubation is achieved by transesophageal illumination using a fiber optic light. The tubing is then connected to a ventilator. An incision made on the chest exposes the pectoral muscles which will be cut to view the ribs. For ischemia/reperfusion studies, a 1 cm piece of PE tubing placed over the heart is used to tie the ligature to so that occlusion/reperfusion can be customized. For intramyocardial injections, a Hamilton syringe with sterile 30gauge beveled needle is used. When the myocardial manipulations are complete, the rib cage, the pectoral muscles, and the skin are closed sequentially. Line block analgesia is effected by 0.25% marcaine in sterile saline which is applied to muscle layer prior to closure of the skin. The mice are given a subcutaneous injection of saline and placed in a warming chamber until they are sternally recumbent. They are then returned to the vivarium and housed under standard conditions until the time of tissue collection. At the time of sacrifice, the mice are anesthetized, the heart is arrested in diastole with KCl or BDM, rinsed with saline, and immersed in fixative. Subsequently, routine procedures for processing, embedding, sectioning, and histological staining are performed.

Nonsurgical intubation of a mouse and the microsurgical manipulations described make this a technically challenging model to learn and achieve reproducibility. These procedures, combined with the difficulty in performing consistent manipulations of the ligature for timed occlusion(s) and reperfusion or intramyocardial injections, can also affect the survival rate so optimization and consistency are critical.

Protocol

توضع الأدوات الجراحية المعقمة (الجدول 1) و 3 تطبيقها القطن "يميل على underpad العقيمة. تشغيل جهاز التعقيم حبة (Germinator 500) على. الفئران (العمر :> 6 أسابيع ؛ بالوزن :> 18G) هي حقنة تخدير مع الملكية الفكرية من 20μl / ز BW من ثلاثي بروم إيثانول (250mg/kg ؛ مدة — حوالي 40 دقيقة). وهي مغلفة عند الفئران لا تستجيب لقرصة أخمص القدمين ، ومواد التشحيم العقيمة (دموع تجدد) يتم تطبيقها على العينين لحمايتها من الجفاف والجانب الأيسر من الصدر مع مزيل الشعر (نير مثلا) لإزالة الفراء من الجلد. يغتسل مزيل الشعر بعيدا مع الماء الدافئ وتشغيل betadine / الكحول يستخدم ينظف لتطهير المنطقة الجراحية. يتم وضع الماوس على وسادة دافئة متساوي deltaphase الذي هو ثابت إلى جدول شبكي. ويجمد كل طرف باستخدام الشريط ويوضع خيط سميك أفقيا تحت الأسنان لعقد قمة الفك العلوي في المكان. يتم وضع الجدول عموديا وأشرق ضوء الالياف البصرية مباشرة على منطقة الرقبة للإنارة المريء. وهذا يتطلب وضع دقيق بحيث يتم عرضها في افتتاح الحلق باعتباره فوهة مضاءة جيدا ، وبالتالي تمكين القصبة الهوائية لتكون تصور لتسهيل إدخال الأنبوب PE. ثم يتم توصيل الأنابيب إلى التنفس الصناعي (متصلة O 95 ٪ 2 / 5 ٪ CO 2) لإدارة الضغط الايجابي المستمر للتهوية (TOPO التنفس ، معدل التنفس 125 / دقيقة ؛ ذروة الضغط الشهيقي 10-12 CMH O 2 ؛ * ملاحظة : ضبط تختلف مع السلالة والجنس 1-3). بمجرد تأكيد التهوية حركات الصدر متزامن ، تم إصلاح اتصال مع وسادة الشريط لتجنب نزع الأنبوب أثناء الجراحة. باستخدام ملقط مسنن لسحب ما يصل الجلد ، وبعيدا عن صدره ، وشفرة # 10 مشرط معقم تعلق على التعامل مع مشرط # 3 يستخدم لصنع شق 1.5cm موازية في الجلد لعظمة القص. وتستخدم منحنية microscissors فانا لقطع العضلات الصدرية وجعل ثقب صغير في العضلات بين الضلوع. على التوالي ، وتستخدم لخفض microscissors حادة خلال 3 الأضلاع. ويستخدم منظار 9MM العيون لدى الأطفال إلى التراجع القفص الصدري. باستخدام الملقط المنحني ، وسحب بيريكارديوم بعيدا عن القلب ، واستخدام ملقط مسنن لتمزيق برفق فتح. باستخدام إبرة Castroviejo حامل ، وهذه نقطة 6mm مدبب المواضيع إبرة 08/03 وخياطة 8-0 البولي اثيلين تحت الأمامي النازل الأيسر الشريان التاجي (على طول المحور الطويل للقلب) عمودي على ذلك. لربطة المؤقتة التي يمكن إزالتها عن ضخه توقيت غير مناسب ، يتم وضع معقم 0.5 – 1cm قطعة من PE90 على القلب بالتوازي مع الشريان التاجي. ويرتبط ثم خياطة ، الذي أول مرة منذ يحلق تحت الشريان التاجي ، للأنابيب. في ذلك الوقت هو أن يطلق سراحه ، وخففت ربطة. ويمكن تكرار هذا النحو المرغوب فيه ، ويمكن تعديل وقت إطباق / reocclusion 4. اعتمادا على طول البروتوكول ونوع من التخدير المستعملة ، مكملات قد يكون ضروريا. عن انسداد دائم ، مرتبط ببساطة ربطة الذي تغلب عليه اسهم تحت الشريان التاجي. تبييض وخلل الحركة كانت واضحة ويتم قطع في نهاية فترة طويلة من الدرز 5-10. هو عرض لحقن intramyocardial (ق) ، محقنة معقمة هاميلتون بإبرة معقمة قياس 30 مشطوف في قاعدة للقلب فوق منطقة الاصابة في الجانب الأيمن من ربطة. متقدمة ثم الإبرة في منطقة الاصابة وانسحب قليلا بحيث يمكن رؤية شطبة تقريبا في المنطقة الحدودية. يتم حقن بعض الحل في المحاقن (2 – 3μl) في القلب والتي عقدت في مكان الإبرة. يتم سحب آخر حقنة 1 – 3mm ويحقن بقية من الحل. يقام في مكان الحقنة حتى فقاعة التي يشكلها حل تبدد. ثم تتم إزالة الإبرة. إذا كان هناك أي نزيف ، والضغط برفق قضيب من القطن ذات الرؤوس على موقع الإدراج الإبرة حتى يتوقف النزيف 5-7. بمجرد التلاعب عضلة القلب كاملة ، تتم إزالة الكامشات الصدري وإغلاق تجويف الصدر 2-3 مع الغرز باستخدام فرشة 6-0 surgipro خياطة. ثم تتم ليومين أو ثلاثة خيوط فراش لإغلاق العضلات الصدرية ، قطرات 1-3 من 1:10 marcaine 0.25 ٪ في ملحي معقم (0.1ml/25g الماوس) يتم تطبيقها على العضلات ومن ثم تتم 2-3 الغرز لفراش إغلاق الجلد. إزالة الماوس من التنفس الصناعي. يتم التحقق من التنفس الايقاعي مرة واحدة ، سريعة ، الضحلة ، ويمكن extubated الماوس. يتم حقن معقمة 0.5ml المالحة الدافئة في الفضاء تحت الجلد الظهرية ويتم وضع الماوس على لوحة الاحترار في قفص حتى تستعيد الحركة (1 الدنيا ساعة). البقاء للتجارب ، وضعت الفئران مرة أخرى في أقفاصها ، وعاد إلى الحظيرة حتى وقت التضحية. خلال الأيام الأولى 2 ، مبلل الغذاءوضعت على الأرض لتسهيل قفص التغذية (ما لم يكن لديهم لتصل والتي قد تسبب الألم) ، وينبغي أن تدار البوبرينورفين كل 6 – 12hr. الرعاية اللاحقة للعمليات الجراحية تشمل أيضا الرصد اليومي للأسبوع الأول للتحقق من التنقل الكافي ، والاستمالة ، وعادات تناول الطعام. يتم محو الأدوات الجراحية النظيفة مع الإيثانول وإدراجها في حبة تعقيم قبل الجراحة المقبل. في وقت التضحية ، وتخدير الفئران مع الصوديوم بنتوباربيتال (65mg/ml ؛ 55-65 ملغ / كلغ). عندما يتحقق طائرة كافية من التخدير ، ويتم فتح التجويف الصدري. في حين أن القلب لا يزال الضرب ، والمحاقن مع إبرة قياس 23 الباردة التي تحتوي على كلوريد البوتاسيوم (بوكل ، 30mM) أو 2،3 butanedione – monoxime (BDM ؛ 10MM) تستخدم لثقب في المنطقة الخلفية القاعدية من البطين والحل هو حقن ببطء الى غرفة حتى يتم القبض على القلب في انبساط. بمجرد إزالة القلب ويستخدم حقنة تحتوي على برنامج تلفزيوني يروي retrogradely شطف القلب لإزالة أي الدم الذي لا يزال قائما. للدراسات حادة ، في نهاية الفترة ضخه ، هو إعادة LAD ligated عند نقطة الأصلي للانسداد. يتم حقن محلول يحتوي على 1 ٪ ايفان الازرق في الشريان الأورطي. مرة واحدة يتم استخراج القلب ، قطع عليه بالعرض الى 3 أقسام متساوية السماكة ، المحتضنة في 1 ٪ 2،3،5 – triphenyltetrazolium كلوريد ، وتصوير لتحاليل morphometric 11. للدراسات المزمن ، ثم يتم وضعها في قلب تثبيتي ، ثم معالجتها وجزءا لا يتجزأ وفقا للإجراءات الروتينية. ويمكن عندئذ أن تكون ملطخة الشرائح المصورة وتشريحيا للتحاليل morphometric (باستخدام المطعوم ، NIH J صورة ، أو صورة برو بلس) 9،10،12. ممثل النتائج : عندما يوظف بشكل صحيح ، وبقاء أسعار الفائدة في الفئران (ذكور : عمر 8-10 أسابيع ، 22 – 28g ؛ الإناث : سن 10-12 أسابيع ، 20 – 26g) هي : أكثر من 90 ٪ في نقص تروية حاد / ضخه الدماغية والتجارب شروط مسبقة ، على مدى 85 ٪ في الدراسات ربط الشريان دائمة ، وحوالي 80 ٪ للحقن intramyocardial. منذ الاصابة في وقت مبكر هو أيسر وضوحا عن التغيرات الأيضية بدلا من الهيكلية ، وتحديد حجم احتشاء في نقص التروية / ضخه ونقص تروية التجارب شروط مسبقة تتم عن طريق غرس 1 ٪ ايفان لصبغة زرقاء في الشريان الأورطي الذي سوف يروي القلب الذي لم يتم توفيره من قبل LAD ( الشكل 1A). بمجرد أن تتم إزالة القلب وخفض الى النصف بالعرض ، وحضنت النسيج في محلول 1 ٪ من كلوريد 2،3،5 – triphenyltetrazolium لقياس حجم احتشاء (1B الشكل). تقاس به المناطق المطعوم أو المعاهد الوطنية للصحة التصوير البرمجيات التي يمكن معايرتها باستخدام ميكرومتر المصورة في نفس التكبير. وتستخدم هذه الأرقام لحساب المنطقة في خطر / البطين الأيسر واحتشاء الحجم / 11 منطقة معرضة للخطر. يمكن أن ينتج سلالة الاختلافات اختلافات في وزن الجسم وحجم القلب ولذا يجب توخي الحذر لتطبيع هذه التدابير لوزن القلب ، ووزن الجسم ، أو طول الساق لأغراض المقارنة. نتائج دائمة ربط الشريان في تغييرات هيكلية مثل نخر الإجمالي ، جدار رقيق ، واتساع القاعة. ويمكن أيضا مقارنة آثار العلاج و / أو الوقت على حجم احتشاء ونخر النسبي إلى البطين الأيسر ، منطقة الغرفة ، الجدار الحاجز وغادر سماكة جدار البطين الحرة في النموذج انسداد دائم (الشكل 2A) يمكن قياسها باستخدام التصوير المطعوم أو المعاهد الوطنية للصحة البرمجيات. ويمكن استخدام الكولاجين مع picrosirius تلوين أحمر / أخضر سريع (الشكل 2B) لقياس تليف insterstitial الذي يرتبط المؤشرات الفنية للتشنج 80-10 الجدار. الصورة في الشكل (3) يمثل الحل توزيع 6ul (الأزرق ايفان ل) حقنها في المنطقة الحدودية من القلب بعد ربط الشريان دائمة. لاحظت أن هناك تسير في اتجاه الاصابة وكذلك تجاه القاعدة وtransmurally أيضا. الشكل 1. ألف ايفان 'ق بلو تحقن في الشريان الأورطي قبل الختان. هذه الصورة تبين مناطق perfused من القلب (الملون) ومنطقة المغطي (غير ملوثين). ايفان باء" ليالي الأزرق وتلطيخ TTC التالية الاصابة الإسكيمية / ضخه الحادة. هذه هي صورة الممثل (20X) تبين توزيع الصبغة الزرقاء التي تلطخ المناطق unoccluded فضلا TTC تلوين الأنسجة قابلة للحياة عملية الأيض (الحمراء). مناطق نخرية لا صمة وحتى تظل باهتة (المذكورة). الشكل 2. ألف الهيماتوكسيلين وصمة عار يوزين هذه هي صورة الممثل (20X) من تلطيخ H & E من قلب فأر قطع بالعرض من خلال المنطقة احتشاء في 4 أيام بعد MI (20X). * يدل على نخر الأنسجة ، وأشر إلى أسهم النسيج الحبيبي ، RV = البطين الأيمن والبطين الأيسر LV = باء. Picrosirius أحمر وأخضر سريع وصمة عار ، وهذا هوصورة الممثل (20X) الأحمر picrosirius / تلطيخ الأخضر سريع لشريحة من قلب فأر آخر في 4 أسابيع – MI. البقع الخضراء السيتوبلازم وألياف الكولاجين والحمراء. الشكل 3. ايفان الازرق توزيع بقع صبغة التالية حقن intramyocardial 6ul. هذه هي صورة ممثل تبين التوزيع العالمية وبطريق الجدار صبغة ايفان الازرق في جميع أنحاء القلب بعد الحقن intramyocardial 6ul في المنطقة الحدودية على الفور بعد عملية ربط الشريان التاجي (12X).

Discussion

أمراض القلب والشرايين لا تزال تشكل وبائية وماليا كبيرا مشكلة صحية عامة. لا تزال هناك حاجة كبيرة البحوث الأساسية لفهم الآليات التي من الإصابات وإعادة تشكيل وكيفية المضي قدما العلاجات المحتملة قد تعدل هذه العمليات إذا أريد لها أن تكون المتقدمة للاستخدام السريري. هي الأكثر شيوعا القوارض ومجموعة واسعة من الفئران المعدلة وراثيا يجعل من هذه الأنواع المتاحة نموذج أكثر جاذبية.

على الرغم من أن هناك اختلافات بين الفئران والأنواع الأخرى ، وهناك العديد من المزايا لنموذج الفئران. استخدام نطاق بسيط تشريح أو العدسة المكبرة ومضاءة جيدا ظروف تمكن من الأوعية الدموية بسهولة أن ينظر إليه (لتشريح تفصيلي لإجمالي الأوعية الدموية ، راجع سالتو تيليز ، وآخرون ، 2004 13). للحد من مخاطر وفيات بعد العمليات الجراحية ، من المهم جدا لتجنب قطع السفن الكبيرة منذ حجم الدم الكلي للماوس 25G أقل من 14 2ml. في حال حدوث نزيف حاد ، يمكن استخدام تطبيق لطيف الضغط أو الكي تحديد لوقف النزيف.

ويمكن أيضا أن يتم تعديل هذا الإجراء في مجموعة متنوعة من الطرق. على سبيل المثال ، يمكن أن الفئران باستخدام تخدير isoflurane ، الكيتامين / زيلازين ، أو الصوديوم بنتوباربيتال ويتم تحديد الاختيار المناسب لمدة البروتوكول 15-18. منعكس في إصبع القدم قرصة هو المؤشر الأكثر استخداما لعمق التخدير. كذلك ، من أجل تحسين احتمال البقاء على قيد الحياة لمدة طويلة ، وبعض المحققين استخدام العقاقير مثل ارتفاع معدل ضربات القلب يدوكائين للحد من حالات عدم انتظام ضربات القلب المميتة من 19،20 ومع ذلك ، يجب أن يؤخذ في الاعتبار أنه قد تم مؤخرا أظهرت أن هذه الخصائص في antiapoptotic حادة نموذج 21. أيضا ، للحد من الألم بعد الجراحة ، يمكن أن تدار مثل المسكنات البوبرينورفين لأول 48 ساعة بعد الجراحة 3،16،17،22،23. للحفاظ على درجة حرارة الجسم أثناء الجراحة (وخاصة لفترة أطول بروتوكولات) ، وكثيرا ما يستخدم مسبار المستقيم في سلسلة مع وسادة التدفئة في المكان لوحة متساوي. لنقص التروية / ضخه و / أو قبل أو نقص تروية postconditioning : يمكن تغيير مدة إطباق (ق) وضخه (ق) ؛ ؛ لانسداد دائم ، ويمكن تعديل حجم احتشاء بتعديل موقع ضمد وحقن intramyocardial (خلايا مثلا ، والبروتينات) ، ويمكن أن تكون هناك أماكن الحقن 1-3 وحجم الواحد الحقن يمكن أن تصل إلى 15 24 ميكرولتر. إذا كان يتم حقن الخلايا ، وهو المقياس من الإبرة المستخدمة (26-30 عادة) وينبغي اختيار 5،25،26 استنادا إلى حجم الخلايا بحيث القطر الداخلي للإبرة كبيرة بما يكفي لتجنب sheering. لتجنب يفند بسبب العمليات الالتهابية الناجمة عن الجراحة ، وأفاد بعض المحققين باستخدام الفخ الذي يتلاعب فيفو السابقين لتسد وreperfuse في قلوب ماوس الصدر يغلق عند أي نقطة 27-29 بعد الجراحة. في الآونة الأخيرة ، وغاو وآخرون (30). أظهرت أنه لا يمكن أن يؤديها انسداد مؤقت ودائم من دون الحاجة للتهوية ومختبرات قليلة قد بدأت في استخدام الموجات فوق الصوتية لأداء المغلقة الصدر intramyocardial الحقن 25،31.

منذ نشر أول دراسة تثبت جدوى ligating الشريان التاجي في الفئران عن طريق جونز وأولسون في عام 1954 32 ، وقد اعتمدت العديد من الآخرين على هذا النموذج وتعديله لدراسة الجوانب المختلفة لإصابة عضلة القلب وإعادة عرض 3،33-45. طبيعة الفئران من حيث الحجم ، والقدرة على الإنجاب ، وحساب أقل نسبيا لشراء وصيانة جعل هذه الأنواع وسيلة جذابة لمجموعة واسعة من الدراسات الفسيولوجية والفسيولوجية المرضية. كما التصغير التكنولوجيا من أجل التصوير في فيفو التقدم 46-49 ، فضلا عن وسائل لتنفيذ وتحليل الجينوم والبروتيوميات نطاق واسع ، وفحص المخدرات وفعالية من العلاجات المستندة إلى الخلايا و / أو البروتين وكذلك الحيوية 50-64 ، جنبا إلى جنب مع طائفة واسعة على نحو متزايد من التلاعبات الجينية التي توفرها في كل مكان معين أو الفئران المعدلة وراثيا أو الأنسجة متحولة / خروج المغلوب ، وهذا النموذج من الفئران احتشاء عضلة القلب مما لا شك فيه أن يستمر أداة لا تقدر بثمن في تقييم الإصابات القلبية الحادة وإعادة عرض على المدى الطويل. لذلك ، هناك قيمة لا يرقى إليه الشك في أن تكون قادرة على تنفيذ هذه التجارب بشكل موثوق وبتكاثر.

Disclosures

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

وأود أن أنوه إدارة البحوث والدراسات العليا لتوفير الأموال اللازمة لدعم بحثي ودائرة الطب المقارن ليقظتها والمساعدة. وأود أيضا أن تعترف وزارة فسيولوجيا لما قدموه من دعم وتوجيه وكذلك الطلاب والفنيين في المختبر بلدي لمساعدتهم. أخيرا ، أود أن أشكر لي بعد الدكتوراه معلمه ، والدكتور تشارلز إي المري ، لإتاحة الفرصة للتدريب خلال الوقت الذي تعلمت المجهرية الماوس.

Materials

Material Name Type Company Catalogue Number Comment
Long Vanna Scissors   George Tiemann 160-159  
Micro Dissecting Scissors   George Tiemann 160-161  
Forceps – straight, 1×2 teeth   George Tiemann 105-205  
Scalpel handle #3   George Tiemann 105-64 #10 sterile blade
Forceps – half curved serrated   George Tiemann 160-19  
Tissue Scissors   George Tiemann 105-410  
Castroviejo Needle Holder   Miltex 18-1828  
Cook Eye Speculum   Miltex 18-63  
Surgipro II 8-0   Suture Express VP-900-X  
Prolene 6-0   Suture Express 8776  
Germinator 500 Bead Sterilizer   Cellpoint Scientific 65369-1  
Deltaphase isothermal pad   Braintree Scientific 39DP  
Hamilton syringe – 25μl   Hamilton 80430  
30 gauge beveled needle   Hamilton 7803-07  
Ventilator   Kent Scientific TOPO  
DOWNLOAD MATERIALS LIST

References

  1. Reinhard, C. Inbred strain variation in lung function. Mamm Genome. 13, 429-437 (2002).
  2. Schulz, H. Respiratory mechanics in mice: strain and sex specific differences. Acta Physiol Scand. 174, 367-375 (2002).
  3. Tarnavski, O. Mouse cardiac surgery: comprehensive techniques for the generation of mouse models of human diseases and their application for genomic studies. Physiol Genomics. 16, 349-360 (2004).
  4. Klocke, R., Tian, W., Kuhlmann, M. T., Nikol, S. Surgical animal models of heart failure related to coronary heart disease. Cardiovasc Res. 74, 29-38 (2007).
  5. Murry, C. E. Haematopoietic stem cells do not transdifferentiate into cardiac myocytes in myocardial infarcts. Nature. 428, 664-668 (2004).
  6. Nussbaum, J. Transplantation of undifferentiated murine embryonic stem cells in the heart: teratoma formation and immune response. Faseb J. 21, 1345-1357 (2007).
  7. Reinecke, H., Minami, E., Virag, J. I., Murry, C. E. Gene transfer of connexin43 into skeletal muscle. Hum Gene Ther. 15, 627-636 (2004).
  8. Virag, J. A. Attenuation of Myocardial Injury in Mice with Functional Deletion of the Circadian Rhythm Gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. , (2008).
  9. Virag, J. A. Fibroblast growth factor-2 regulates myocardial infarct repair: effects on cell proliferation, scar contraction, and ventricular function. Am J Pathol. 171, 1431-1440 (2007).
  10. Virag, J. I., Murry, C. E. Myofibroblast and endothelial cell proliferation during murine myocardial infarct repair. Am J Pathol. 163, 2433-2440 (2003).
  11. Cozzi, E. Ultrafine particulate matter exposure augments ischemia-reperfusion injury in mice. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 291, 894-903 (2006).
  12. Virag, J. A. Attenuation of myocardial injury in mice with functional deletion of the circadian rhythm gene mPer2. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 1088-1095 (2010).
  13. Salto-Tellez, M. Myocardial infarction in the C57BL/6J mouse: a quantifiable and highly reproducible experimental model. Cardiovasc Pathol. 13, 91-97 (2004).
  14. Diehl, K. H. A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes. J Appl Toxicol. 21, 15-23 (2001).
  15. Lichtenberger, M., Ko, J. Anesthesia and analgesia for small mammals and birds. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 10, 293-315 (2007).
  16. Davis, J. A. Mouse and rat anesthesia and analgesia. Curr Protoc Neurosci. Appendix 4, Appendix 4B-Appendix 4B (2008).
  17. Flecknell, P. A. Anaesthesia of animals for biomedical research. Br J Anaesth. 71, 885-894 (1993).
  18. Kolk, M. V. LAD-ligation: a murine model of myocardial infarction. J Vis Exp. , (2009).
  19. Kinoshita, H. T-type Ca2+ channel blockade prevents sudden death in mice with heart failure. Circulation. 120, 743-752 (2009).
  20. Mulder, P. Increased survival after long-term treatment with mibefradil, a selective T-channel calcium antagonist, in heart failure. J Am Coll Cardiol. 29, 416-421 (1997).
  21. Kaczmarek, D. J. Lidocaine protects from myocardial damage due to ischemia and reperfusion in mice by its antiapoptotic effects. Anesthesiology. 110, 1041-1049 (2009).
  22. Blaha, M. D., Leon, L. R. Effects of indomethacin and buprenorphine analgesia on the postoperative recovery of mice. J Am Assoc Lab Anim Sci. 47, 8-19 (2008).
  23. Flecknell, P. A. Analgesia of small mammals. Vet Clin North Am Exot Anim Pract. 4, 47-56 (2001).
  24. Dries, J. L., Kent, S. D., Virag, J. A. Intramyocardial administration of chimeric ephrinA1-Fc promotes tissue salvage following myocardial infarction in mice. J Physiol. 589, 1725-1740 (2011).
  25. Springer, M. L. Closed-chest cell injections into mouse myocardium guided by high-resolution echocardiography. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 289, 1307-1314 (2005).
  26. Wang, C. C. Direct intramyocardial injection of mesenchymal stem cell sheet fragments improves cardiac functions after infarction. Cardiovasc Res. 77, 515-524 (2008).
  27. Nossuli, T. O. A chronic mouse model of myocardial ischemia-reperfusion: essential in cytokine studies. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 278, 1049-1055 (2000).
  28. Kim, S. C. Toll-like receptor 4 deficiency: smaller infarcts, but no gain in function. BMC Physiol. 7, 1472-6793 (2007).
  29. Fazel, S. S. Activation of c-kit is necessary for mobilization of reparative bone marrow progenitor cells in response to cardiac injury. Faseb J. 22, 930-940 (2008).
  30. Gao, E. A novel and efficient model of coronary artery ligation and myocardial infarction in the mouse. Circ Res. 107, 1445-1453 (2010).
  31. Fujii, H. Ultrasound-targeted gene delivery induces angiogenesis after a myocardial infarction in mice. JACC Cardiovasc Imaging. 2, 869-879 (2009).
  32. Johns, T. N., Olson, B. J. Experimental myocardial infarction. I. A method of coronary occlusion in small animals. Ann Surg. 140, 675-682 (1954).
  33. Frangogiannis, N. G. The immune system and cardiac repair. Pharmacol Res. 58, 88-111 (2008).
  34. Dobaczewski, M., Frangogiannis, N. G. Chemokines and cardiac fibrosis. Front Biosci (Schol Ed). 1, 391-405 (2009).
  35. Willis, M. S., Townley-Tilson, W. H., Kang, E. Y., Homeister, J. W., Patterson, C. Sent to destroy: the ubiquitin proteasome system regulates cell signaling and protein quality control in cardiovascular development and disease. Circ Res. 106, 463-478 (2010).
  36. Nithipatikom, K., Gross, G. J. Review article: epoxyeicosatrienoic acids: novel mediators of cardioprotection. J Cardiovasc Pharmacol Ther. 15, 112-119 (2010).
  37. Palaniyandi, S. S., Sun, L., Ferreira, J. C., Mochly-Rosen, D. Protein kinase C in heart failure: a therapeutic target. Cardiovasc Res. 82, 229-239 (2009).
  38. Michael, L. H. Myocardial ischemia and reperfusion: a murine model. Am J Physiol. 269, 2147-2154 (1995).
  39. Patten, R. D. Ventricular remodeling in a mouse model of myocardial infarction. Am J Physiol. 274, 1812-1820 (1998).
  40. Paigen, K. A miracle enough: the power of mice. Nat Med. 1, 215-220 (1995).
  41. Kogan, M. E., Belov, L. N., Leont’eva, T. A., Zolotareva, A. G. Modeling of myocardial pathology in mice with the surgical methods. Kardiologiia. 17, 125-128 (1977).
  42. Tarnavski, O. Mouse surgical models in cardiovascular research. Methods Mol Biol. 573, 115-137 (2009).
  43. Wong, R., Aponte, A. M., Steenbergen, C., Murphy, E. Cardioprotection leads to novel changes in the mitochondrial proteome. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 298, 75-91 (2010).
  44. Dobaczewski, M., Gonzalez-Quesada, C., Frangogiannis, N. G. The extracellular matrix as a modulator of the inflammatory and reparative response following myocardial infarction. J Mol Cell Cardiol. 48, 504-511 (2010).
  45. Zhao, Z. Q. Inhibition of myocardial injury by ischemic postconditioning during reperfusion: comparison with ischemic preconditioning. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 285, 579-588 (2003).
  46. Thibault, H. Acute myocardial infarction in mice: assessment of transmurality by strain rate imaging. Am J Physiol Heart Circ Physiol. 293, 496-502 (2007).
  47. Scherrer-Crosbie, M. Three-dimensional echocardiographic assessment of left ventricular wall motion abnormalities in mouse myocardial infarction. J Am Soc Echocardiogr. 12, 834-840 (1999).
  48. Stypmann, J. Echocardiographic assessment of global left ventricular function in mice. Lab Anim. 43, 127-137 (2009).
  49. Pistner, A., Belmonte, S., Coulthard, T., Blaxall, B. Murine echocardiography and ultrasound imaging. J Vis Exp. , (2010).
  50. Zimmermann, W. H. Heart muscle engineering: an update on cardiac muscle replacement therapy. Cardiovasc Res. 71, 419-429 (2006).
  51. Mangi, A. A. Mesenchymal stem cells modified with Akt prevent remodeling and restore performance of infarcted hearts. Nat Med. 9, 1195-1201 (2003).
  52. Chavakis, E., Koyanagi, M., Dimmeler, S. Enhancing the outcome of cell therapy for cardiac repair: progress from bench to bedside and back. Circulation. 121, 325-335 (2010).
  53. Mirotsou, M., Jayawardena, T. M., Schmeckpeper, J., Gnecchi, M., Dzau, V. J. Paracrine mechanisms of stem cell reparative and regenerative actions in the heart. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  54. Fromstein, J. D. Seeding bioreactor-produced embryonic stem cell-derived cardiomyocytes on different porous, degradable, polyurethane scaffolds reveals the effect of scaffold architecture on cell morphology. Tissue Eng Part A. 14, 369-378 (1089).
  55. Lee, R. J. Stem cells for myocardial repair and regeneration: where are we today. Methods Mol Biol. 660, 1-6 (2010).
  56. Segers, V. F., Lee, R. T. Protein Therapeutics for Cardiac Regeneration after Myocardial Infarction. J Cardiovasc Transl Res. , (2010).
  57. Webber, M. J. Capturing the stem cell paracrine effect using heparin-presenting nanofibres to treat cardiovascular diseases. J Tissue Eng Regen Med. 10, (2010).
  58. Kofidis, T. Novel injectable bioartificial tissue facilitates targeted, less invasive, large-scale tissue restoration on the beating heart after myocardial injury. Circulation. 112, I173-1177 (2005).
  59. Vunjak-Novakovic, G. Challenges in cardiac tissue engineering. Tissue Eng Part B Rev. 16, 169-187 (2010).
  60. Guyette, J. P., Cohen, I. S., Gaudette, G. R. Strategies for regeneration of heart muscle. Crit Rev Eukaryot Gene Expr. 20, 35-50 (2010).
  61. Menasche, P. Cardiac cell therapy: Lessons from clinical trials. J Mol Cell Cardiol. , (2010).
  62. Ott, H. C., McCue, J., Taylor, D. A. Cell-based cardiovascular repair–the hurdles and the opportunities. Basic Res Cardiol. 100, 504-517 (2005).
  63. Terrovitis, J. V., Smith, R. R., Marban, E. Assessment and optimization of cell engraftment after transplantation into the heart. Circ Res. 106, 479-494 (2010).
  64. Nelson, T. J. Repair of acute myocardial infarction by human stemness factors induced pluripotent stem cells. Circulation. 120, 408-416 (2009).

Tags

Coronary Artery LigationIntramyocardial InjectionMurine ModelInfarctionAcute InjuryChronic RemodelingMyocardiumGenetic ModificationsIschemic InjuryHeart FailureMicrosurgeryCoronary Artery Occlusion StudiesIntratracheal IntubationVentilatorPectoral MusclesIschemia/reperfusion StudiesPE TubingLigatureIntramyocardial InjectionsHamilton Syringe

Play Video
PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Cite This Article
Virag, J. A., Lust, R. M. Coronary Artery Ligation and Intramyocardial Injection in a Murine Model of Infarction. J. Vis. Exp. (52), e2581, doi:10.3791/2581 (2011).
Download Citation
Reprints and Permissions

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image