JoVE Journal > Neuroscience
Summary
Abstract
Introduction
Protocol
Resultados
Discussion
Declarações
Acknowledgements
Materials
Referências
Please note that all translations are automatically generated. Click here for the English version.
Neurociência

생쥐 뇌에서 독소의 림프 제거 자극을 위한 수면의 뇌파 제어 하에서의 광생물 조절

Published: June 28, 2024
doi:
10.3791/67035
, , , , , , , , , , , , , , , , , , ,
1Department of Biology,Saratov State University, 2Institute of Physics, Department of Optics and Biophotonics,Saratov State University, 3Institute of Biochemistry and Physiology of Plants and Microorganisms,Saratov Scientific Centre of the Russian Academy of Sciences

Summary

이 연구는 자연적인 깊은 수면 동안 노화되고 마취되지 않은 BALB/c 수컷 마우스의 뇌에서 독소(예: 수용성 아밀로이드 베타)를 자극 림프적으로 제거하기 위한 뇌파 제어 하에 경두개 광생물 조절의 비침습적 및 휴대용 기술을 제시합니다.

Abstract

수막 림프관(MLV)은 뇌에서 독소를 제거하는 데 중요한 역할을 합니다. MLV 기능 자극을 위한 혁신적인 기술 개발은 알츠하이머병 및 파킨슨병, 뇌종양, 외상성 뇌 손상 및 두개내 출혈을 포함하여 MLV 이상과 관련된 다양한 뇌 질환의 치료 진행에 있어 유망한 방향입니다. 수면은 뇌의 배수 과정이 가장 활발하게 일어나는 자연스러운 상태입니다. 따라서 수면 중 뇌의 배수 및 MLV를 자극하는 것이 가장 뚜렷한 치료 효과를 가질 수 있습니다. 그러나 이러한 상용 기술은 현재 존재하지 않습니다.

이 연구는 노화된 BALB/c 마우스의 뇌에서 독소(예: 용해성 아밀로이드 베타(Aβ))를 광자극하여 제거하도록 설계된 수면의 뇌전도(EEG) 제어 하에 경두개 광생물 조절(tPBM)의 새로운 휴대용 기술을 제시합니다. 이 기술은 마취 없이 가정용 케이지의 자연스러운 상태에서 사용할 수 있어 마우스의 운동 활동을 유지할 수 있습니다. 이러한 데이터는 MLV 기능 및 뇌 배수 과정의 노화 관련 변화를 교정하고 대사 산물 및 독소로부터 뇌 조직을 효과적으로 청소하기 위한 비침습적이고 임상적으로 유망한 사진 기술을 개발할 수 있는 새로운 전망을 제시합니다. 이 기술은 잠자는 뇌의 기능에 대한 전임상 연구와 수면 관련 뇌 질환에 대한 임상적으로 관련된 치료법을 개발하기 위한 것입니다.

Introduction

수막 림프관(MLV)은 뇌 조직에서 독소와 대사 산물을 제거하는 데 중요한 역할을 합니다 1,2,3. 종양, 외상성 뇌 손상, 출혈 및 신경 퇴행성 과정을 포함한 다양한 뇌 질환에서 MLV의 손상은 MLV 기능의 감소를 동반하여 이러한 병리의 진행을 유발합니다 1,2,3,4,5,6 . 따라서 MLV의 자극 방법 개발은 뇌 질환 치료를 위한 효과적인 기술의 출현에 새로운 지평을 엽니다. 최근에는 효과적인 경두개 광생물 조절(tPBM)을 위한 비침습적 기술이 제안되어 MLV를 자극하고 뇌에서 혈액 및 Aβ와 같은 독소를 제거합니다 5,7,8,9,10,11,12. 깊은 수면이 뇌의 림프 배출 과정을 활성화하는 자연스러운 요소라는 점은 흥미롭습니다13,14. 이러한 사실에 기초하여, 수면 중 MLV의 tPBM이 깨어 있을 때보다 더 효과적인 치료 효과를 가질 수 있다고 가정하는 것이 논리적이다 9,11,12,15. 그러나 현재 수면16 중 tPBM에 대한 상용 기술은 없습니다. 또한, tPBM의 치료 효과를 연구하기 위한 동물실험은 뇌에 빛을 정확하게 전달하기 위해 필요한 마취 하에 진행됩니다. 그러나 마취는 뇌의 배출에 큰 영향을 미쳐 연구 결과의 질을 떨어뜨린다17.

Aβ는 정상적인 신경 활동의 대사 산물이다18. 배양된 쥐의 대뇌 피질 뉴런에서 확립된 바와 같이, Aβ는 그들로부터 높은 속도로 세포외 공간(Aβ의 경우 2-4개의 분자/뉴런/초)으로 방출됩니다19. 세포외 및 혈관 주위 공간에 위치한 Aβ의 용해된 형태가 뉴런과 시냅스에 가장 독성이 있다는 증거가 있다20. 용해성 Aβ는 1-2.5 h21 동안 인간의 뇌에서 빠르게 제거됩니다. MLV는 나이가 들면서 감소하는 뇌 1,7에서 용해성 Aβ를 제거하기 위한 터널로, 노화된 뇌 1,22에 Aβ가 축적됩니다. 뇌의 Aβ 수준의 세포 외 이상이 노화의 인지 능력과 상관 관계가 있으며 알츠하이머병(AD)의 발병과 관련이 있다는 증거가 있습니다23,24. 따라서 늙고 늙은 설치류는 AD25,26을 포함한 아밀로이드증 연구를 위한 형질전환 모델의 대안으로 간주됩니다.

이 연구는 뇌에서 말초 림프계(심부 경부 림프절, dcLN)로 Aβ의 림프 청소를 자극하기 위해 다양한 연령의 마취되지 않은 수컷 BALB/c 마우스에서 깊은 또는 비빠른 안구 운동(NREM) 수면의 뇌파검사(EEG) 제어하에 있는 독창적이고 휴대용 tPBM 기술을 제시합니다.

Protocol

모든 절차는 “실험 동물의 관리 및 사용에 대한 가이드”, 과학적 목적으로 사용되는 동물 보호에 관한 지침 2010/63/EU, 그리고 사라토프 주립 대학의 생명윤리 위원회(의정서 번호 7, 22.09.2022). 1. 하드웨어 조립 1.5mm 두께의 호일 텍스처톨라이트 조각을 1.5mm x 2mm 치수로 자릅니다. 이 부분을 발광 다이오드(LED) 인쇄 회로 기판(PCB)이라고 합니다(?…

Representative Results

첫 번째 단계에서 이 연구는 깨어 있는 성인(2-3개월, 26-29g) 남성 BALB/c 마우스에서 뇌에서 형광 Aβ의 림프 제거를 dcLN으로 자극하기 위한 효과적인 광량(1050nm LED)을 설정하는 데 중점을 두었습니다. 광량은 뇌에서 다양한 염료 및 적혈구 제거에 대한 tPBM 효과에 대한 이전 연구를 기반으로 10 J/cm 2, 20 J/cm 2 및 30 J/cm2로 무작위로 선택되었습니다 7,8,9,10,11,12<sup c…

Discussion

MLV는 특히 MLV 기능이 저하된 고령 피험자에서 뇌의 배출을 조절하고 뇌에서 세포 파편 및 노폐물을 제거하기 위한 혁신적인 기술 개발의 중요한 대상입니다 1,22. 항상성 상태에서 깊은 수면은 뇌 조직 청소의 자연스러운 활성화와 관련이 있습니다13,14. 그러므로, 깊은 수면 동안에 MLVs의 자극이 깨어 있을 때?…

Declarações

The authors have nothing to disclose.

Acknowledgements

이 연구는 러시아 과학 재단 (No. 23-75-30001)의 보조금으로 지원되었습니다.

Materials

0.1% Tween20 Helicon,  Russia SB-G2009-100ML
Catheter Scientific Commodities Inc., USA PE-10, 0.28 mm ID × 0.61 mm OD
CO2 chamber Binder, Germany CB-S 170
Confocal microscop Nikon, Japan A1R MP
Dental acrylic Zermack, Poland-Russia Villacryl S, V130V4Z05
Drill Foredom, Russia SR W-0016
Dumont forceps Stoelting, USA 52100-07
Evans Blue dye Sigma-Aldrich, St. Louis, MO, USA 206334
Hamilton Hamilton Bonaduz AG, Switzerland 29 G needle
Ibuprofen Sintez OJSC, Russia N/A  Analgesic drug
Insulin needle INSUPEN, Italy 31 G, 0.25 mm x 6 mm
Micro forceps Stoelting, USA 52102-02P
Microcentrifuge Gyrozen, South Korea GZ-1312
Microinjector Stoelting, USA 53311
Non-sharp tweezer Stoelting, USA 52108-83P
PINNACLE system Pinnacle Technology, USA 8400-K3-SL System for recording EEG (2 channels) and EMG (1 channel) of mice
Shaving machine Braun Series 3310s
Single and multi-channel pipettes Eppendorf, Austria Epp 3120 000.020, Epp 3122 000.019
Sodium chloride Kraspharma, Russia N/A
Soldering station AOYUE, China N/A
Stereotaxic frame Stoelting, USA 51500
Straight dissecting scissors Stoelting, USA 52132-10P
Tetracycline JSC Tatkhimfarmpreparaty, Russia N/A Eye ointment
Tweezer Stoelting, USA 52100-03
Ultrasonic cell disrupter Biobase, China USD-500
Wound retractor Stoelting, USA 52125
Xylanit Nita-Farm, Russia N/A Muscle relaxant
Zoletil 100 Virbac Sante Animale, France N/A General anesthesia
DOWNLOAD MATERIALS LIST

Referências

  1. Da Mesquita, S., et al. Functional aspects of meningeal lymphatics in ageing and Alzheimer’s disease. Nature. 560 (7717), 185-191 (2018).
  2. Chen, J., et al. Meningeal lymphatics clear erythrocytes that arise from subarachnoid hemorrhage. Nat Commun. 11, 3159 (2020).
  3. Zou, W., et al. Blocking meningeal lymphatic drainage aggravates Parkinson’s disease-like pathology in mice overexpressing mutated α-synuclein. Transl Neurodegener. 8, 7 (2019).
  4. Hu, X., et al. Meningeal lymphatic vessels regulate brain tumor drainage and immunity. Cell Res. 30 (3), 229-243 (2020).
  5. Dong-Yu, L., et al. Photostimulation of brain lymphatics in male newborn and adult rodents for therapy of intraventricular hemorrhage. Nat Comm. 14 (1), 6104 (2023).
  6. Bolte, A., et al. Meningeal lymphatic dysfunction exacerbates traumatic brain injury pathogenesis. Nat Commun. 11 (1), 4524 (2020).
  7. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Mechanisms of phototherapy of Alzheimer’s disease during sleep and wakefulness: the role of the meningeal lymphatics. Front Optoelectron. 16, 22 (2023).
  8. Dongyu, L., et al. Photostimulation of lymphatic clearance of β- amyloid from mouse brain: new strategy for the therapy of Alzheimer’s disease. Front Optoelectron. 16, 45 (2023).
  9. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Mechanisms of phototherapy of Alzheimer’s disease during sleep and wakefulness: the role of the meningeal lymphatics. Front Optoelectron. 16, 22 (2023).
  10. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Intranasal delivery of liposomes to glioblastoma by photostimulation of the lymphatic system. Pharmaceutics. 15 (1), 36 (2023).
  11. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Night photostimulation of clearance of beta-amyloid from mouse brain: New strategies in preventing Alzheimer’s disease. Cells. 10 (12), 3289 (2021).
  12. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Technology of the photobiostimulation of the brain’s drainage system during sleep for improvement of learning and memory in male mice. Biomed Opt Express. 15 (1), 44-58 (2024).
  13. Fultz, N., et al. Coupled electrophysiological, hemodynamic, and cerebrospinal fluid oscillations in human sleep. Science. 366 (6465), 628-631 (2019).
  14. Xie, L., et al. Sleep drives metabolite clearance from the adult brain. Science. 342 (6156), 373-377 (2013).
  15. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Phototherapy of Alzheimer’s disease: Photostimulation of brain lymphatics during sleep: A systematic review. Int J Mol Sci. 24 (13), 10946 (2023).
  16. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Brain waste removal system and sleep: Photobiomodulation as an innovative strategy for night therapy of brain diseases. Int J Mol Sci. 24 (4), 3221 (2023).
  17. Hablitz, L. M., et al. Increased glymphatic influx is correlated with high EEG delta power and low heart rate in mice under anesthesia. Sci Adv. 5 (2), eaav5447 (2019).
  18. Fukumoto, H., et al. Primary cultures of neuronal and non-neuronal rat brain cells secrete similar proportions of amyloid beta peptides ending at A beta40 and A beta42. Neuroreport. 10 (14), 2965-2969 (1999).
  19. Moghekar, A., et al. Large quantities of Abeta peptide are constitutively released during amyloid precursor protein metabolism in vivo and in vitro. J Biol Chem. 286 (16), 15989-15997 (2011).
  20. Wells, C., Brennan, S., Keon, M., Ooi, L. The role of amyloid oligomers in neurodegenerative pathologies. Int J Biol Macromol. 181, 582-604 (2021).
  21. Savage, M., et al. Turnover of amyloid beta-protein in mouse brain and acute reduction of its level by phorbol ester. J Neurosci. 18 (5), 1743-1752 (1998).
  22. Ahn, J., et al. Meningeal lymphatic vessels at the skull base drain cerebrospinal fluid. Nature. 572 (7767), 62-66 (2019).
  23. Stevens, D., et al. Regional amyloid correlates of cognitive performance in ageing and mild cognitive impairment. Brain Commun. 4 (1), fcac016 (2022).
  24. Ma, C., Hong, F., Yang, S. Amyloidosis in Alzheimer’s disease: Pathogeny, etiology, and related therapeutic directions. Molecules. 27 (4), 1210 (2022).
  25. Kobro-Flatmoen, A., Hormann, T., Gouras, G. Intracellular amyloid-β in the normal rat brain and human subjects and its relevance for Alzheimer’s disease. J Alzheimers Dis. 95 (2), 719-733 (2023).
  26. Ahlemeyer, B., Halupczok, S., Rodenberg-Frank, E., Valerius, K., Baumgart-Vogt, E. Endogenous murine amyloid-β peptide assembles into aggregates in the aged C57BL/6J mouse suggesting these animals as a model to study pathogenesis of amyloid-β plaque formation. J Alzheimers Dis. 61 (4), 1425-1450 (2018).
  27. Zhinchenko, E., et al. Pilot study of transcranial photobiomodulation of lymphatic clearance of beta-amyloid from the mouse brain: Breakthrough strategies for nonpharmacologic therapy of Alzheimer’s disease. Biomed Opt Express. 10 (8), 4003-4017 (2019).
  28. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Transcranial photobiomodulation of clearance of beta-amyloid from the mouse brain: Effects on the meningeal lymphatic drainage and blood oxygen saturation of the brain. Adv Exp Med Biol. 1269, 57-61 (2021).
  29. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photobiomodulation of lymphatic drainage and clearance: Perspective strategy for augmentation of meningeal lymphatic functions. Biomed Opt Express. 11 (2), 725-734 (2020).
  30. Zhinchenko, E., et al. Photostimulation of extravasation of beta-amyloid through the model of blood-brain barrier. Electronics. 9 (6), 1056 (2020).
  31. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photostimulation of cerebral and peripheral lymphatic functions. Transl Biophotonics. 2 (1-2), e201900036 (2020).
  32. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photomodulation of lymphatic delivery of liposomes to the brain bypassing the blood-brain barrier: New perspectives for glioma therapy. Nanophotonics. 10 (12), 3215-3227 (2021).
  33. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Photomodulation of lymphatic delivery of Bevacizumab to the brain: The role of singlet oxygen. Adv Exp Med Biol. 1395, 53-57 (2022).
  34. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Transcranial photosensitizer-free laser treatment of glioblastoma in rat brain. Int J Mol Sci. 24 (18), 13696 (2023).
  35. Blázquez-Castro, A. Direct 1O2 optical excitation: A tool for redox biology. Redox Biol. 13, 39-59 (2017).
  36. Spitler, R., Berns, M. Comparison of laser and diode sources for acceleration of in vitro wound healing by low-level light therapy. J Biomed Opt. 19 (3), 038001 (2014).
  37. Sato, K., Watanabe, R., Hanaoka, H., Nakajima, T., Choyke, P., Kobayashi, H. Comparative effectiveness of light emitting diodes (LEDs) and Lasers in near infrared photoimmunotherapy. Oncotarget. 7 (12), 14324-14335 (2016).
  38. Keshri, G., Gupta, A., Yadav, A., Sharma, S., Singh, S. Photobiomodulation with pulsed and continuous wave near-infrared laser (810 nm, Al-Ga-As) augments dermal wound healing in immunosuppressed rats. PLoS One. 11 (11), e0166705 (2016).
  39. Kim, H., et al. Pulse frequency dependency of photobiomodulation on the bioenergetic functions of human dental pulp stem cells. Sci Rep. 7 (1), 15927 (2017).
  40. Chen, Z., et al. The pulse light mode enhances the effect of photobiomodulation on B16F10 melanoma cells through autophagy pathway. Lasers Med Sci. 38 (1), 71 (2023).
  41. Mezey, E., et al. An immunohistochemical study of lymphatic elements in the human brain. Proc Natl Acad Sci U S A. 118 (3), e2002574118 (2021).
  42. Chang, J., et al. Characteristic features of deep brain lymphatic vessels and their regulation by chronic stress. Pesquisa. 6, 0120 (2023).
  43. Prineas, L. W. Multiple sclerosis: Presence of lymphatic capillaries and lymphoid tissue in the brain and spinal cord. Science. 203 (4385), 1123-1125 (1979).
  44. Semyachkina-Glushkovskaya, O., et al. Pilot identification of the Live-1/Prox-1 expressing lymphatic vessels and lymphatic elements in the unaffected and affected human brain. bioRxiv. , (2021).
  45. Semyachkina-Glushkovskaya, O., Postnov, D., Kurths, J. Blood-brain barrier, lymphatic clearance, and recovery: Ariadne’s thread in labyrinths of hypotheses. Int J Mol Sci. 19 (12), 3818 (2018).

Tags

PhotobiomodulationElectroencephalographic ControlLymphatic RemovalMeningeal Lymphatic VesselsBrain ToxinsAlzheimer’s DiseaseParkinson’s DiseaseTraumatic Brain InjuriesTranscranial PhotobiomodulationOptical ResourcesNon-invasive TechnologyBrain Drainage ProcessesSleep-related Treatments
This article has been published
Video Coming Soon
Keep me updated:

.

PDF
DOI
DOWNLOAD MATERIALS LIST
Citar este artigo
Blokina, I., Iluykov, E., Myagkov, D., Tuktarov, D., Popov, S., Inozemzev, T., Fedosov, I., Shirokov, A., Terskov, A., Dmitrenko, A., Evsyukova, A., Zlatogorskaya, D., Adushkina, V., Tuzhilkin, M., Manzhaeva, M., Krupnova, V., Dubrovsky, A., Elizarova, I., Tzoy, M., Semyachkina-Glushkovskaya, O. Photobiomodulation Under Electroencephalographic Controls of Sleep for Stimulation of Lymphatic Removal of Toxins from Mouse Brain. J. Vis. Exp. (208), e67035, doi:10.3791/67035 (2024).
Baixar citação
Reimpressões e Permissões

View Video

✖

To prove you're not a robot, please enter the text in the image below

CAPTCHA Image
Play CAPTCHA Audio
Refresh Image